Размещено на http://www.allbest.ru/

УКРАЇНСЬКА АКАДЕМІЯ АГРАРНИХ НАУК

ІНСТИТУТ ЕКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЇ І КЛІНІЧНОЇ

ВЕТЕРИНАРНОЇ МЕДИЦИНИ

УДК 619:616-084:579.842.14:636.5

Біологічні властивості збудника, удосконалення

діагностики та лікувально-профілактичних засобів

при сальмонельозі птиці

16.00.03 - ветеринарна мікробіологія та вірусологія

АВТОРЕФЕРАТ

дисертації на здобуття наукового ступеня

кандидата ветеринарних наук

Драгуть Світлана Сергіївна

Харків - 2006

АНОТАЦІЇ

Драгуть С.С. Біологічні властивості збудника, удосконалення діагностики та лікувально-профілактичних засобів при сальмонельозі птиці. - Рукопис.

Дисертація на здобуття наукового ступеня кандидата ветеринарних наук за спеціальністю 16.00.03. - ветеринарна мікробіологія та вірусологія. Інститут експериментальної і клінічної ветеринарної медицини УААН, Харків, 2006.

У роботі наведені дані досліджень та їх аналіз щодо циркулювання сальмонел серед птиці різного віку на птахофабриках різного технологічного напрямку Харківської, Дніпропетровської та АР Крим в період з 1990 по 1994 роки.

Для підвищення ефективності діагностики сальмонельозу запропоновано використання цитратно-сольового середовища для накопичення сальмонел та метод крапкової імуноферментної детекції для виявлення антигену в кількості від 10⁶ до 10⁹ мікробних клітин у 1 см³ матеріалу.

Завдяки застосуванню препаратів хлоргексидінбіглюконату і декаметоксину на підставі вивчення їх протимікробної дії in vitro та в умовах промислового виробництва удосконалені профілактично-лікувальні заходи щодо боротьби з сальмонельозом птиці, що сприяє збереженню молодняка, підвищенню приросту живої маси та зменшенню сальмонелоносійства.

Ключові слова: сальмонельоз, сальмонели, антиген, бактеріостатичність, бактерицидність, хлоргексидінбіглюконат, декаметоксин, профілактика, лікування, курчата.

Драгуть С.С. Биологические свойства возбудителя, усовершенствование диагностики и лечебно-профилактических средств при сальмонеллезе птиц. - Рукопись.

Диссертация на соискание ученой степени кандидата ветеринарных наук по специальности 16.00.03. - ветеринарная микробиология и вирусология. Институт экспериментальной и клинической ветеринарной медицины УААН, Харьков, 2006.

Диссертация посвящена усовершенствованию диагностики, профилактики и терапии сальмонеллеза птицы. В работе представлены данные исследований и их анализ о циркуляции сальмонелл среди птицы различного возраста на птицефабриках различного технологического направления Харьковской, Днепропетровской областей и АР Крым на протяжении 1990-1994 годов, определен спектр доминирующего серовара возбудителя. Выделены сальмонеллы восьми сероваров, при этом доминирующей является S. enteritidis (55 %). Сальмонеллы других серогрупп составляют: S. pullorum-gallinarum (30 %), а также S. typhimurium, S. infantis, S. amager, S. arizonae, S. othmarschen и Salmonella серогруппы G (по 2,5 %).

Чаще сальмонеллы изолировали от 1-10-суточных цыплят (в 12,4 % случаев) и взрослых кур (10,1 %), реже (3,1 %) - от 10-100-суточной птицы.

Изучены биологические свойства изолированных от птицы культур сальмонелл. Установлена высокая инвазивность S. enteritidis в организме 160-суточных кур при пероральном заражении (через семь суток после инфицирования и диагностического убоя птицы культуры исходного штамма реизолированы из печени, желчи, селезенки, костного мозга, крови из сердца, тимуса, фабрициевой сумки, легких, почек, а также из зоба, слепых отростков кишечника, клоаки).

Изучением терморезистентности (76,2 % из 42 культур були жизнеспособными при 70 ^оС на протяжении 15, 30 и 45 минут (срок наблюдения) и антибиотикочувствительности (по 9,5 % культур проявили устойчивость к одному и трем антибиотикам, по 28,6 % культур - к двум и четырем антибиотикам, 19,1 % культур - к пяти антибиотикам) выделенных культур сальмонелл установлена их высокая приспособляемость к применяемым химиопрепаратам, чем обоснована необходимость поиска новых лечебно-профилактических средств, ранее не применявшихся в птицеводстве.

Для повышения эффективности диагностики сальмонеллеза предложено использование цитратно-солевой среды и метод точечной иммунферментной детекции (ТИД) для выявления антигена в количестве от 10⁶ до 10⁹ микробных тел в 1 см³ материала.

Благодаря использованию препаратов хлоргексидинбиглюконата и декаметоксина на основе изучения их противомикробной активности in vitro и в условиях промышленного производства усовершенствованы лечебно-профилактические меры борьбы с сальмонеллезом птиц. Хлоргексидинбиглюконат проявляет минимальное бактериостатическое действие in vitro на культуры S. pullorum-gallinarum и S. infantis в дозе 3,0 мкг/см³, на культуры S. enteritidis, S. typhimurium, E. coli, Staphylococcus aureus - 1,5 мкг/см³, декаметоксин - 60 мкг/см³ на культуры S. pullorum-gallinarum и 30 мкг/см³ - на культуры других серовариантов сальмонелл, E. coli, Staphylococcus aureus. Минимальная бактерицидная концентрация хлоргексидинбиглюконата по отношению к данным культурам, соответственно, составляет 10 мкг/см³ (к культурам S. pullorum-gallinarum и S. infantis - 20 мкг/см³), декаметоксина - 100 мкг/см³ (к культуре S. pullorum-gallinarum - 200 мкг/см³).

Выпаивание цыплятам первых дней жизни хлоргексидинбиглюконата в дозе 14 мг или декаметоксина в дозе 200 мг на литр питьевой воды для профилактики и хлоргексидинбиглюконата в дозе 200 мг в литре воды для терапии сальмонеллеза способствует сохранности молодняка (на 53,7 % и 50,9 % в первые 15 суток и на 51,6 % и 48,4 % на протяжении 30 дней выращивания для профилактики, а также на 43,0 % в первые две недели при терапии), снижению не менее, чем в 1,6 раза числа выявления у птицы патологоанатомических изменений, повышению продуктивности (прироста живой массы в среднем на 6 г за 15 суток и на 8 г за 30 суток выращивания) и снижению сальмонеллоносительства не меньше, чем на 86,0 % при использовании хлоргексидинбиглюконата и на 62,4 - 86,0 % при выпаивании декаметоксина.

Ключевые слова: сальмонеллез, сальмонеллы, антиген, бактериостатичность, бактерицидность, хлоргексидинбиглюконат, декаметоксин, профилактика, лечение, цыплята.

Dragut S.S. Causative agent biological properties, improvement of diagnostics and therapeutic-prophylaxis means for poultry salmonellosis. - Manuscript.

The dissertation thesis for scientific degree of candidate of veterinary sciences on the subject 16.00.03 - veterinary microbiology and virology. Institute of Experimental and Clinical Veterinary Medicine UAAS, Kharkov, 2006.

The data of researches and analysis of salmonella circulation among different age birds on different technological direction breeds in Kharkov and other areas of Ukraine during 1990-1994 has been presented in the work.

It was offered the citrate broth for salmonella accumulation and dot immunofermental detection method for antigen revealing in a doze not less than 10⁶ microbial bodies in 1 sm³ of a material to increase efficiency of salmonellosis diagnostics.

Due to the use of decametoxin and chlorhexydinebiglunate preparations on the basis of their antimicrobical activity in vitro and in industrial conditions measures of struggle against salmonellosis in birds have been advanced that promotes safety of chicken, increase of productivity and reduction of salmonella carrying process.

Key words: salmonellosis, salmonella, antigen, bacteriostaticy, bactericide, chlorhexydinebigluconate, decametoxin, preventive maintenance, treatment, chickens.

Дисертацією є рукопис

Робота виконана в Інституті експериментальної і клінічної ветеринарної медицини Української академії аграрних наук.

Науковий керівник: доктор ветеринарних наук, професор Бабкін Валерій Федорович; доктор ветеринарних наук, професор, член-кореспондент УААН Стегній Борис Тимофійович, Інститут експериментальної і клінічної ветеринарної медицини УААН, директор.

Офіційні опоненти: - Заслужений працівник сільського господарства України, доктор ветеринарних наук, професор Апатенко Володимир Максимович, Харківська Державна зооветеринарна академія, завідувач кафедри мікробіології, вірусології та імунології;

- доктор ветеринарних наук, професор Волинець Леонід Кузьмич, Інститут ветеринарної медицини УААН, завідувач лабораторії ветеринарно-санітарної експертизи.

Провідна установа: Сумський національний аграрний університет, кафедра вірусології, патологічної анатомії та ветеринарно-санітарної експертизи Міністерства аграрної політики України.

Захист відбудеться “ 18 ” січня 2006 р. о 9^оо годині на засіданні спеціалізованої вченої ради Д 64.359.01 в Інституті експериментальної і клінічної ветеринарної медицини УААН: 61023, м. Харків, вул. Пушкінська, 83.

З дисертацією можна ознайомитись у бібліотеці Інституту експериментальної і клінічної ветеринарної медицини УААН за адресою: 61023, м. Харків, вул. Пушкінська, 83.

Автореферат розісланий “ 17 ” грудня 2005 р.

Вчений секретар спеціалізованої вченої ради доктор ветеринарних наук, професор Бабкін А.Ф.

ЗАГАЛЬНА ХАРАКТЕРИСТИКА РОБОТИ

Актуальність теми. Серед харчових токсикоінфекцій сальмонельоз становить одне з навайжливіших загальнобіологічних і соціально значущих захворювань, тому для боротьби з ним поєднують свої знання та працю фахівці ветеринарної і гуманної медицини [Малов В.А., Пак С.Г., 2000; Меженский А.А., 2000; Spackman D., 1989; Glynn K.M., Bopp C.W., Demitt W. et al., 1998, Baffone W., Ciaschini G., Pianetti A., Brandi G. et al., 2001].

Особливістю сучасної епідеміології сальмонельозу є збільшення кількості харчових спалахів токсикоінфекцій, пов'язаних, насамперед, з вживанням м'яса птиці і продуктів птахівництва. В багатьох країнах саме такий шлях зараження є домінуючим [Рожнова С.Ш., 1999; Kist M.J., Freitag S., 2000; Ward Brian J., 1995; Legnani P., Leoni E., Zoffoli I., 1995; Heiner D., 1995; Soriano J.M., Rico H., Molto J.C., Manes J., 2001; Capita R., Alonso Calleja C., Garsia Linares M.C. et al., 2000].

Проблемі сальмонельозу було присвячено спеціальне засідання Всесвітньої організації охорони здоров'я (ВООЗ), а також пленарне засідання 42-ї Всесвітньої асамблеї охорони здоров'я. Згідно з висновком експертів ВООЗ, сальмонельоз як зооантропонозна інфекція не має собі рівних щодо складності боротьби з ним, а дійсна кількість випадків сальмонельозу залишається невідомою [Покровский В.И., Черкаський Б.Л., 1995; Rankin S., Platt D.J., 1995].

На цей час ВООЗ пропонує повсюдно впровадити систему нагляду за циркуляцією сальмонел на тваринницьких об'єктах з метою повної санації всього поголів'я птиці і тварин [WHO/CDS/VPH/89.82; WHO/CDS/VPH/93.123; WHO/CDS/VPH/90.94; WHO/Zoon. / 94.173].

Збитки, спричинені сальмонельозною інфекцією, обумовлені, насамперед, небезпекою сальмонельозу для людини. Тільки в США від цієї інфекції кожний рік помирає від 6 до 9 тисяч людей [Куликовский А.В., 1996].

В Україні роль сальмонел в етіології кишкових захворювань людей почала зростати з 1970 року. Проблема профілактики сальмонельозу залишається важливою і на цей час [Олійник Л., 2002]. При цьому важливим є спостереження за змінами у сероваріантній структурі сальмонельозу, а також вивчення біологічних властивостей збудника, без обліку яких неможливо прогнозувати розвиток епідеміологічного і епізоотологічного процесів та розробляти ефективні заходи щодо зниження рівня захворювань сальмонельозом.

Актуальність даної роботи обумовлена широким розповсюдженням збудника сальмонельозу в природі, формуванням антибіотикорезистентних штамів серед різних сероварів сальмонел, епізоотологічною самостійністю сальмонельозу, який спричиняється хазяїн-неадаптованими сероваріантами сальмонел (S. еnteritidis, S. typhimurium, ін.), а також необхідністю розробки і впровадження в виробництво нових протимікробних засобів та методів прискореної діагностики захворювання.

Зв'язок роботи з науковими програмами, планами, темами. Дисертаційна робота виконувалася згідно з планами наукових досліджень лабораторії крайової епізоотології Інституту експериментальної і клінічної ветеринарної медицини (ІЕКВМ УААН) та завданнями: “Розробити нові високоспецифічні ветпрепарати для лікування та профілактики інфекційних хвороб сільськогосподарських тварин”, номер державної реєстрації UА01009818, “Розробити та впровадити експрес-методи виявлення сальмонел і систему заходів, направлених на одержання продуктів тваринництва, вільних від збудника” (1990-1995 роки), номер держреєстрації UA01009822.

Мета і задачі досліджень. Мета роботи - вивчити біологічні властивості збудника, удосконалити діагностичні та лікувально-профілактичні засоби боротьби з сальмонельозом у птахівницьких господарствах.

Для досягнення цієї мети були поставлені такі завдання:

вивчити поширення сероварів сальмонел у птахівницьких господарствах різних напрямків Харківської, Дніпропетровської областей та АР Крим;

визначити культурально-морфологічні та біохімічні властивості виділених культур сальмонел, їх антибіотико- і терморезистентність;

дослідити ефективність використання цитратно-сольового середовища для накопичення сальмонел та розробити метод експрес-індикації сальмонел;

експериментально обґрунтувати та випробувати в умовах птахогосподарства лікувально-профілактичну дію протимікробних засобів при сальмонельозі птиці.

Об'єкт дослідження: сальмонельоз птиці.

Предмет дослідження: поширення сероварів сальмонел; біологічні властивості збудника сальмонельозу; удосконалення діагностики та лікувально-профілактичних засобів боротьби з сальмонельозом птиці.

Методи дослідження. При виконанні роботи використовували епізоотологічні, клінічні, патологоанатомічні, бактеріологічні, серологічні, імунохімічні методи досліджень і статистичний аналіз отриманих результатів.

Наукова новизна одержаних результатів. Вперше отримані дані щодо циркуляції хазяїн-неадаптованих сероварів сальмонел у птахогосподарствах промислового типу Харківської, Дніпропетровської областей і АР Крим; встановлено домінуючу роль Salmonella enteritidis (54,8 %).

Вивчено біологічні властивості ізольованих культур сальмонел та розроблено новий спосіб експрес-індикації сальмонел (метод КІД), який дозволяє протягом трьох годин встановити наявність у матеріалі сальмонел у кількості від 10⁶ до 10⁹ мікробних клітин у 1 см³ (патент України № 10553).

Експериментально обґрунтовано та визначено ефективність протимікробної дії препаратів хлоргексидінбіглюконату і декаметоксину, які раніше не використовувалися у птахівництві, на сальмонели, ешеріхії, стафілококи. Високу профілактичну та лікувальну ефективність препаратів підтверджено випробуванням їх у промислових умовах (патент України № 67178 А). сальмонела птахівницький господарство біохімічний

Практичне значення одержаних результатів. На основі ретроспективного аналізу проведених бактеріологічних досліджень встановлено переважаючу роль S. enteritidis у патології птиці.

Розроблено нормативну документацію на набір компонентів для прискореного виявлення сальмонел методом крапкової імуноферментної детекції (КІД) (ТУ У 24.4-00497087-019:2005).

Досліджено і запропоновано ефективні препарати декаметоксин і хлоргексидінбіглюконат для профілактики і лікування сальмонельозу птиці в господарствах Харківської, Дніпропетровської областей та АР Крим.

Розроблено та впроваджено в практику “Методические рекомендации для профилактики и терапии сальмонеллезов птиц”, які затверджені науково-методичною радою Державного департаменту ветеринарної медицини України (протокол № 1 від 12 грудня 2003 року).

Особистий внесок здобувача. Аналіз літератури за темою роботи, винесені на захист положення, основний обсяг експериментальних досліджень, аналіз отриманих результатів та їх узагальнення виконані дисертанткою особисто. Дослідження здійснювалися за методичною допомогою кандидата ветеринарних наук В.О. Доценка.

Апробація результатів дисертації. Основні положення дисертації викладено та обговорено на звітних сесіях вченої ради ІЕКВМ УААН (м. Харків, 1990-1994 рр.) і науково-практичній конференції, присвяченій 140-річчю ХЗВІ (м. Харків, 1991 р.), міжнародних науково-практичних конференціях: “Актуальні проблеми ветеринарної медицини в умовах сучасного ведення тваринництва” (м. Феодосія, 2003 р.); IV Українській конференції по птахівництву (м. Алушта, 2003 р.); V Українській конференції по птахівництву (м. Алушта, 2004 р.); „Ветеринарна медицина - 2005: сучасний стан та актуальні проблеми забезпечення ветеринарного благополуччя тваринництва” (м. Ялта, 2005 р.).

Публікації. За темою дисертації опубліковано 11 наукових праць, у тому числі 5 у фахових наукових виданнях, перелік яких затверджено ВАК України, 2 тезах та одних практичних рекомендаціях. Одержано 2 деклараційних патенти.

Обсяг та структура дисертації. Дисертація викладена на 111 сторінках друкованого тексту і складається з розділів: вступ, огляд літератури, матеріали та методи, результати власних досліджень, обговорення отриманих результатів, висновки, список використаних джерел, додатки. Роботу ілюстровано 27 таблицями та 3 рисунками. Список використаної літератури включає 271 джерело, у тому числі - 159 авторів далекого зарубіжжя.

МАТЕРІАЛИ ТА МЕТОДИ ДОСЛІДЖЕНЬ

Робота виконана в період з 1990 по 2005 роки в лабораторіях крайової епізоотології та біохімії Інституту експериментальної і клінічної ветеринарної медицини Української академії аграрних наук, а також у дев'яти птахогосподарствах промислового типу різного технологічного напрямку Харківської, Дніпропетровської областей та АР Крим.

Діагноз на сальмонельоз птиці встановлювали з використанням методу епізоотологічного аналізу в комплексі з клінічним дослідженням птиці, патологоанатомічним розтином загиблої птиці. Підтверджено діагноз бактеріологічним дослідженням.

Інфікованість птиці вивчали на курчатах різного віку: 1-10, 10-100 та 160-200 діб. Сальмонелоносійство вивчали у клінічно здорових курей, позитивно реагуючих у крово-крапельній реакції непрямої гемаглютинації (ККРНГА).

Для встановлення шляхів розповсюдження збудника інфекції проводили дослідження хворої та контамінованої птиці, інкубаційного яйця, замерлих ембріонів, комбікорму, питної води, змивів з обладнання.

Бактеріологічному дослідженню було піддано 250 яєць, 270 замерлих ембріонів, 464 курчат різного віку (з них 170 голів 1-10-добового віку та 294 голови 10-100-добового віку) та 107 курей (160-200-добового віку), а також по 5 проб комбікорму, води та змивів з поверхні технологічного обладнання птахогосподарств.

Дослідженню піддавали внутрішні органи птиці (серце, тимус, печінку, нирки, селезінку, жовчний міхур, кістковий мозок трубчатої кістки, яєчні фолікули, легені), а також шлунок, тонкий і товстий кишечник, клоаку, грудні м'язи і яйце.

Виділення та ідентифікацію культур сальмонел здійснювали згідно з методичними вказівками „Лабораторная диагностика сальмонеллезов человека и животных, обнаружение сальмонелл в кормах, продуктах питания и объектах внешней среды” (Москва, 1990 р.) та за допомогою тестів, рекомендованих у „Кратком определителе бактерий Берджи” (1997). Культивування і зберігання польових штамів сальмонел проводили з використанням таких живильних середовищ: м'ясо-пептонному агару (МПА), м'ясо-пептонному бульону (МПБ), вісмут-сульфітного агару (ВСА), Ендо, бульйонів Хоттінгера, Мартена, Кларка, середовища Гіса з вуглеводами: глюкозою, сахарозою, лактозою, мальтозою, арабінозою, манітом, інозітом. Для накопичення сальмонел при дослідженні об'єктів навколишнього середовища, яєць, матеріалу від птиці використовували цитратно-сольове та селенітове середовища.

Рівень специфічних протисальмонельозних антитіл у сироватках визначали в реакції аглютинації за загальноприйнятою методикою. Для виготовлення антигенів використовували культури S. enteritidis, S. pullorum-gallinarum, S. typhimurium, S. virchow, S. dublin, S. heidelberg.

Чутливість ізольованих штамів сальмонел щодо антибіотиків визначали методом дифузії в агар за допомогою біофабричних дисків. Отримані результати піддавали інтерпретації згідно з „Инструкцией по применению дисков для определения чувствительности к антибиотикам” від 12.10.1984 р., визначаючи стійкі, помірно стійкі та чутливі штами. Терморезистентність сальмонел вивчали за методикою Ю.В. Круглова (1989). Рівень терморезистентності оцінювали за виживанням сальмонел при різній тривалості термічної дії.

Експериментальне пероральне інфікування курей проводили за допомогою зонда добовою агаровою культурою S. enteritidis, ізольованої від 8-добового курчати, у дозі 10⁸ мікробних клітин на голову.

З метою розробки експрес-індикації сальмонел відпрацьовували модифікацію непрямого методу імуноферментного аналізу на мембранних (нітроцелюлозних) фільтрах вітчизняного виробництва „Деснянський” з візуальним обліком реакції - метод крапкової імуноферментної детекції (КІД). В реакції використовували: польові штами S. enteritidis, S. dublin, S. typhimurium, S. heidelberg, S. virchow, культури яких засівали на цитратно-сольове середовище та через 6 годин або більше (до 24 годин) вирощування при температурі 37 ^оС застосовували для дослідження; референтні культури Staphylococcus aureus (штам Cowan) і Escherichia coli в концентрації 10⁶, 10⁷, 10⁸, 10⁹ мікробних клітин у 1 см³, полівалентну сальмонельозну сироватку, отриману від гіперімунізованих кролів, нормальну сироватку кролів та комерційний кон'югат. Розведення сироваток, кон'югату та промивання плашок здійснювали забуференим фізіологічним розчином (ЗФР) рН 7,2 з додаванням 0,05 % Tween-20. На цьому розчині готували 3 % бичачий сироватковий альбумін (БСА) для блокування антигену. Субстратом пероксидази хрону служив 0,03 % розчин бензидину і 0,3 % розчин перекису водню (Н₂О₂) в ЗФР, рН 7,2.

Гіперімунні протисальмонельозні сироватки отримували імунізацією 20 кролів породи шиншила інактивованим нагріванням на киплячій водяній бані протягом 40 хвилин антигеном із змішаних добових агарових культур S. enteritidis, S. dublin, S. typhimurium, S. heidelberg, S. virchow у дозі по 10⁸ МК в 1 см³. Антиген з додаванням нуклеінату натрію, гідроокису алюмінію та масляного ад'юванту вводили 5-разово з інтервалом 7 діб кролям підшкірно у ділянці живота і внутрішньом'язово у ділянці стегна по 2 см³. Останньою ін'єкцією внутрішньовенно вводили антиген.

Для звільнення від неспецифічних антитіл проводили адсорбцію сироватки. Змиви стерильним фізіологічним розчином (ФР) добових культур ешеріхій центрифугували при 3000 об/хв протягом 40 хвилин. Потім осад ресуспендували ФР і вносили у кролячу сироватку. Суміш витримували 3 години при 37 ^оС, 18 годин при 4 ^оС, після чого центрифугували при 3000 об/хв протягом 60 хвилин. Адсорбцію таким способом проводили 4-разово до повного звільнення від антитіл до гетерологічних антигенів ешеріхій.

Як протимікробні хіміопрепарати in vitro методом серійних розведень досліджували декаметоксин, 1 % розчин хлорофіліпту, 13,5 % розчин хлоргексидінбіглюконату, 1 % розчин етанолу та уфріл, ніртан, сульфат міді. В якості тест-культур використовували S. pullorum-gallinarum, S. typhimurium, S. infantis, S. enteritidis, Escherichia coli, Stafylococcus aureus (штам Cowan).

Для визначення бактеріостатичної дії в стерильні пробірки з МПБ вносили протимікробні препарати у знижуючихся концентраціях, потім пробірки засівали чистими культурами польових штамів мікроорганізмів у розведенні 10⁵ МК/см³. Після витримування протягом семи діб при 37 ^оС проводили облік. Мінімальною бактеріостатичною концентрацією препаратів вважали ту, при якій був відсутній ріст мікроорганізмів. Аналогічно проводили визначення мінімальної бактерицидної концентрації, але при цьому додатково із пробірок, де був відсутній ріст мікроорганізмів, робили посів на стерильний МПБ, який не містив препаратів. Мінімальною бактерицидною концентрацією препаратів вважали ту, при якій був відсутній ріст мікроорганізмів при повторному посіві.

Виробничі випробування препаратів сульфату міді, декаметоксину та хлоргексидінбіглюконату провели на 140716 курчатах перших днів життя на птахофабриці яєчного напрямку „Зоря” Харківської області, де було встановлено захворювання птиці на сальмонельоз, підтверджене бактеріологічним дослідженням. На птахофабриці технологією передбачено клітинне утримання птиці і використання ніпельних поїлок. Препарати випоювали птиці протягом п'яти діб. Курчатам контрольних груп також з питною водою протягом п'яти діб задавали тримеразин. В період випоювання препаратів і до 30-добового віку проводили облік загиблої птиці, патологоанатомічних змін, приросту ваги та бактеріологічне дослідження матеріалу від трупів курчат дослідних і контрольних груп.

Для визначення токсичних властивостей препаратів добовим курчатам застосовували підвищені дози в 40-50 разів, тобто 5, 10, 20, 40 г/л води (1; 2; 4; 8 г/кг живої маси) декаметоксину та 0,7; 1,4; 2,7; 5,4 г/л води (0,14; 0,28; 0,54; 1,08 г/кг живої маси) хлоргексидінбіглюконату. Птиці контрольної групи випоювали тримеразин у дозі 180 мг/л води (36 мг/кг живої маси).

Статистичну обробку отриманих результатів проводили за допомогою програми „Microsoft Excel - 2000”.

ОСНОВНІ РЕЗУЛЬТАТИ ДОСЛІДЖЕНЬ

Вивчення поширення сероварів сальмонел в птахогосподарствах Харківської, Дніпропетровської областей та АР Крим. При проведенні бактеріологічних досліджень патологічного матеріалу від 464 трупів курчат і 99 живих курей, 250 яєць, 270 ембріонів і 45 проб довкілля у 66,8 % випадків виділили мікроорганізми родини Enterobacteriaceae: у 5,6 % випадків (42 культури) сальмонели, у 69,7 % випадків (526 культур) ешеріхії, у 24,6 % випадків (186 культур) протей.

При проведенні досліджень в господарствах різного виробничого напрямку від птиці було ізольовано 40 культур сальмонел восьми сероварів: S. enteritidis (група D) - 55,0 %, S. pullorum-gallinarum (група D) - 30,0 %, S. typhimurium (група В), S. infantis, S. othmarschen (група С), S. amager (група Е), S. arizonae (група 53), Salmonella серогрупи G - по 2,5 %.

Дослідженням птиці 1-10-добового віку сальмонели виділено у 12,4 % випадків; 10-100 добового віку - лише у 3,1 % випадків та від 160-200 добових курей - у 10,1 % випадків.

Встановлено, що найбільш розповсюдженою була S. enteritidis (рис.1). При дослідженні комбікорму і яєць сальмонели були виділені, відповідно, у 2,2 % і 0,4 % випадків.

Рис. 1. Процентне співвідношення сероваріантів сальмонел, виділених у птахогосподарствах Харківської, Дніпропетровської областей та АР Крим

Значне розповсюдження сальмонел спостерігали в неблагополучних щодо сальмонельозу птахогосподарствах, де було ізольовано сальмонели в 78,6 % випадків.

Частіше сальмонели виділяли в них від 1-10-добових курчат (13,5 %), але в благополучних щодо цієї інфекції птахогосподарствах - від дорослих курей (11,1 %). Культури найбільш епідеміологічно значущої S. enteritidis також виділяли від птиці різного віку, але частіше - від курчат 1-10 добового віку (54,6 %) та від 10-100-добового віку та курей (по 22,7 %).

В одному господарстві встановлена циркуляція декількох видів сальмонел. Так, в неблагополучному господарстві з вирощування бройлерів виділили S. typhimurium і S. amager; а в такому ж господарстві яєчного напрямку S. enteritidis і S. othmarschen в одному і S. enteritidis, S. pullorum, S. infantis в другому, тоді як в благополучному господарстві з виробництва бройлерів циркулювали S. arizonae і Salmonella групи G.

Результати клінічного обстеження поголів'я птиці в умовах птахогосподарств Харьківської та інших областей України показали, що на сальмонельоз в гострій септичній формі хворіють курчата перших днів життя (1-15 діб). Летальність курчат досягала 80 % від загального поголів'я стада, незважаючи на проведення ветеринарно-санітарних заходів, зокрема, хіміотерапії.

Частіше патологоморфологічні зміни реєстрували в печінці. При розтині курчат перших днів життя відзначали жовтковий перитоніт. Гепатит відмічали у 80 %, холецистит - у 40 %, ентерит - у 30 %, кутикуліи - до 50 %, ознаки подагри - у 25 %, перикардит - у 10 % та жовтковий перитоніт - до 80 % випадків. У дорослих курей іноді спостерігали сухі, зморшкуваті яєчні фолікули.

При бактеріологічних дослідженнях внутрішніх органів птиці S. enteritidis частіше виділяли з печінки (34,8 %), жовчі (21,7 %) і кісткового мозку (43,5 %); S. pullorum-gallinarum - із тонкого кишечника. Сальмонела-ентерітідіс інфекція частіше перебігає з ознаками септицемії, коли сальмонели з'являються в крові і навіть кістковому мозку.

Таким чином, встановлено розповсюджене захворювання курчат у ранньому віці, яке викликається частіше S. enteritidis, а також широке сальмонелоносійство у курчат старшого віку та дорослих курей як типових для сільськогосподарських птахів сероварів, так і хазяїн-неадаптованих сероварів сальмонел.

При дослідженні яєць, завезених з Івашківської птахофабрики, при різних умовах зберігання у 16,7 % випадків із жовтка яєць, які витримували при 37 ^оС протягом 7 діб, ізолювали культуру S. infantis. З печінки 6-добового курча із птахофабрики “Зоря”, куди було завезено інкубаційне яйце з Івашківської птахофабрики, також була виділена культура S. infantis, яка мала однакові біохімічні властивості з культурою, виділеною із жовтка яєць, що свідчило про можливість трансоваріального інфікування курчат.

Біологічні властивості ізольованих сальмонел. При вивченні біологічних властивостей ізольованих культур сальмонел встановлено, що вони мали культурально-морфологічні, біохімічні та антигенні властивості, характерні для цього виду бактерій і були віднесені до відповідних сероварів, тобто, ферментували з утворенням кислоти і газу глюкозу, мальтозу, арабінозу, маніт і не розщеплювали лактозу, сахарозу і сечовину, утворювали сірководень. Ізольовані культури відрізнялися тільки за ознакою здатності розщеплювати інозіт, що свідчило про належність їх до різних біоварів. За даними вивчення антигенної структури сальмонел, культури характеризувалися повним набором О- і Н-антигенів відповідних сероваріантів: S. typhimurium (1,4,5,12:і:1,2) - група В; S. infantis (6,7:r:1,5) и S. othmarshen (6,7:g,m,t:-) - група С; S. enteritidis (1,9,12:g,m:-) и S. gallinarum (1,9,12:-:-) - група D; S. amager (3,10:у:1,2) - група Е; S. arizonae (53:l,v:e,n,x,z₁₅) - група 53; Salmonella (13,22:f,g,t:-) - група G.

При вивченні антибіотикочутливості встановлено, що ізольовані культури сальмонел у більшості випадків були чутливі до аміноглікозидів (мономіцину - 71,4 %, неоміцину - 61,9 %) і стрептоміцину (71,4 %); помірно чутливі до поліміксину (19,1 %), тетрацикліну (26,2 %) і резистентні до еритроміцину та пеніциліну. Чутливість їх до левоміцетину досягала до 45,2 %. Усі виділені сальмонели проявляли антибіотикорезистентність до одного і більш антибіотиків: по 9,5 % - до одного і трьох антибіотиків; по 28,6 % - до двох і чотирьох антибіотиків; 19,1 % - до п'яти антибіотиків.

При визначенні терморезистентності більшість виділених культур характеризувалась високою терморезистентністю: 76,2 % залишались життєздатними після прогрівання при 70 ^оС протягом 15, 30 та 45 хвилин.

Таким чином, вивчення біологічних властивостей ізольованих сальмонел, зокрема антибіотикочутливості, терморезистентності свідчать про їх лабільність та резистентність до засобів, що застосовувались.

Вивчення патогенних властивостей S. enteritidis проводили на моделі експериментального перорального інфікування п'яти 160-добових курей культурою S. enteritidis, ізольованої з кісткового мозку восьмидобового курчати. При діагностичному забої через сім діб, при легкій формі і відсутності клінічних ознак захворювання від всієї птиці дослідної групи культури S. enteritidis виділяли із травного тракту (стінок і вмісту зобу, клоаки, сліпих відростків кишок), а також із печінки, селезінки і нирок майже без наявних патологоанатомічних змін. У половини птиці культури S. enteritidis виділені з легенів, фабрицієвої сумки, кісткового мозку, крові з серця, тимусу, жовчі. У сироватках крові піддослідної птиці спостерігали підвищення титрів антитіл до 1:400 з антигеном S. enteritidis і 1:50 з антигеном S. pullorum. Отже, виділення культури S. enteritidis з багатьох тканин і органів експериментально інфікованої дорослої птиці, навіть з кісткового мозку та крові з серця вказує на високі інвазивні властивості і патогенність її для дорослої птиці.

Дослідження ефективності накопичення сальмонел у цитратно-сольовому середовищі та експрес-індикація сальмонел з використанням методу крапкової імуноферментної детекції (КІД). При бактеріологічних дослідженнях внутрішніх органів птиці, яєць та комбікорму з використанням цитратно-сольового середовища для накопичення сальмонел ізольовано на 26,4 % більше культур сальмонел у порівнянні з селенітовим середовищем. Зокрема, при використанні цитратно-сольового середовища з органів і тканин птиці виділено на 17,6 % більше культур сальмонел, ніж при застосуванні селенітового середовища. При цьому за допомогою останнього середовища з об'єктів навколишнього середовища (комбікорму), а також із яєць в жодному випадку не були виділені сальмонели, тоді як на дослідному цитратно-сольовому середовищі ізолювали сальмонели з яєць у 0,8 % та з комбікорму - у 2,2 % випадків.

Випробуванням встановлено, що цитратно-сольове середовище дозволяє через 6 годин інкубування після внесення 10-100 клітин сальмонел на 1 см³ отримати достатнє їх накопичення (10⁶ мікробних клітин в 1 см³) для експресної індикації.

Імуноферментну реакцію проводили у чашках Петрі. На матову сторону фільтрів наносили по 3 мкл матеріалу, вміщуючого культури сальмонел у кількості 10⁹, 10⁸, 10⁷, 10⁶ мікробних клітин у 1 см³ і підсушували протягом 15 хвилин при 90 ^оС. Обробляли 3 % розчином бичачого сироваткового альбуміну; витримували 30 хвилин при 37 ^оС. Відмивали фільтри 6-разово забуференим фізіологічним розчином (рН 7,2) із додаванням 0,05 % Tween-20. Надалі дослідні фільтри обробляли протисальмонельозною сироваткою крові кролів в розведенні 1:10 (контрольні фільтри - нормальною сироваткою крові кролів в розведенні 1:10) впродовж 60 хвилин при 37 ^оС. Після 6-разового відмивання протягом 15 хвилин фільтри інкубували30 хвилин при 37 ^оС з антивидовим кролячим кон'югатом, розведеним 1:100. Після відмивання фільтри витримували до видимого забарвлення у субстратній суміші. Далі відмивали, висушували та візуально проводили облік реакції. При наявності сальмонел на фільтрі в місцях нанесення матеріалу спостерігали забарвлення синього або коричневого кольору.

У реакції крапкової імуноферментної детекції з гіперімунною протисальмонельозною сироваткою, одержаною проти епідеміозначимих сальмонел (серогруп В, С, D) спостерігали більш інтенсивне синє забарвлення в порівнянні як з нормальною кролячою сироваткою, так і при використанні антигенів ешеріхій та стафілококу, сероварів сальмонел інших груп, що свідчить про специфічність даного методу.

Метод дозволяє виявити антиген (сальмонели) в кількості від 10⁶ до 10⁹ мікробних клітин у 1 см³ матеріалу при використанні комерційного кон'югату в розведенні 1:100 вже через три години, що дозволяє в декілька разів скоротити термін проведення діагностичних досліджень.

Визначення антибактеріальної дії протимікробних препаратів in vitro та їх терапевтичної ефективності при сальмонельозі птиці. При вивченні бактеріостатичної дії in vitro хіміопрепаратів уфрілу, сульфату міді, етанолу, хлорофіліпту, ніртану, декаметоксину, хлоргексидінбіглюконату визначена їх мінімальна бактеріостатична концентрація (табл. 1).

Таблиця 1

Мінімальна бактеріостатична концентрація препаратів (мкг/см³)

Препарат	Тест-культури
	Salmonella	Escherichia coli	Staphilococcus aureus
	pullorum	enteritidis	typhimurium	infantis
Сульфат міді	2000	2000	2000	1000	2000	2000
Декаметоксин	60	30	30	30	30	30
Хлоргексидінбіглюконат	3	1,5	1,5	3	1,5	1,5
Ніртан	500	500	1000	500	500	500
Уфріл	4000	4000	4000	4000	4000	4000
Хлорофіліпт	500	500	500	500	500	500
Етанол	1000	1000	1000	1000	1000	1000

Мінімальна бактеріостатична концентрація декаметоксину становить 60 мкг/см³ до S. pullorum-gallinarum та 30 мкг/см³ до інших використаних культур сальмонел, ешеріхій та стафілококу. Відповідно, хлоргексидінбіглюконат виявляє бактеріостатичні властивості до S. pullorum-gallinarum і S. іnfantis у кількості 3 мкг/см³, до інших сальмонел та ешеріхій, стафілококу - 1,5 мкг/см³. Мінімальна бактерицидна концентрація декаметоксину становить 200 мкг/см³ по відношенню до S. pullorum-gallinarum, до усіх інших культур мікроорганізмів - 100 мкг/см³. Мінімальна бактерицидна концентрація хлоргексидінбіглюконату, відповідно, до культур S. pullorum-gallinarum і S. infantis становить 20 мкг/см³, до інших культур - 10 мкг/см³. Отримані результати показали кращу ефективність протимікробної дії хлоргексидінбіглюконату і декаметоксину у порівнянні з іншими препаратами.

У виробничих умовах проведені досліди щодо випробування препаратів, які показали найкращі результати протимікробної дії in vitro, тобто, декаметоксину, хлоргексидінбіглюконату та сульфату міді для профілактики та лікування сальмонельозу у курчат.

У першому досліді для визначення профілактичного ефекту добовим курчатам семи груп-аналогів по 86 голів у кожній випоювали препарати у дозах: 500 мг сульфату міді; 14 мг, 34 мг і 68 мг хлоргексидінбіглюконату; 100 мг, 250 мг і 500 мг декаметоксину у літрі води (відповідно, 100; 3; 7; 14; 20; 50; 100 мг на 1 кг живої маси). Птиці контрольної групи також з питною водою задавали тримеразин у дозі 180 мг у літрі (36 мг на 1 кг живої маси).

При випробуванні хлоргексидінбіглюконату в дозі 14, 34 і 68 мг/л води (3, 7 і 14 мг/кг живої маси), декаметоксину в дозі 100 і 500 мг/л води (20 і 100 мг/кг живої маси) відхід птиці за 14 діб спостереження складав по 7,0 % і 5,8, відповідно, у 1,2 рази вище і на рівні з контролем. У групі, якій випоювали декаметоксин у дозі 250 мг/л води (50 мг/кг живої маси), спостерігали загибель 8,1 % курчат, що у 1,4 рази вище, ніж у контрольній групі.

Патологоанатомічні зміни у птиці, якій випоювали хлоргексидінбіглюконат та декаметоксин, значно рідше зустрічались, ніж у контрольної. А саме, у 1,8 та 1,6 разів рідше реєстрували гепатит, у 1,9 та 1,8 разів - холецистит, у 2,6 та 1,8 разів - кутикуліт, у 2,4 та 2,9 разів - подагру, у 1,6 разів - клоацит і жовтковий перитоніт. Не відмічено ознак ентериту, перикардиту та пневмонії, які спостерігали у 20 % досліджених контрольних курчат.

Бактеріологічним дослідженням від курчат дослідних груп, які отримували хлоргексидінбіглюконат та декаметоксин, культури S.enteritidis виділили у 5,6 % випадків: від курчат, яким випоювали хлоргексидінбіглюконат у дозі 34 мг/л води (7 мг/кг живої маси) або застосували декаметоксин у дозі 100 мг/л води (20 мг/кг живої маси), тоді як від курчат контрольної групи сальмонели ізолювали у 40,0 % випадків.

Відхід курчат, які отримували сульфат міді, був у 2,8 рази більший у порівнянні з контрольною групою і у 28,5 % випадків було виділено S. enteritidis. В цих групах спостерігали виражені патологоанатомічні зміни.

Профілактичну ефективність хлоргексидінбіглюконату і сульфату міді надалі вивчали у промислових умовах на 5 групах добових курчат по 4200 голів у кожній. Курчатам першої групи випоювали сульфат міді у дозі 500 мг/л води (100 мг/кг живої маси). Птиці інших трьох груп задавали з водою хлоргексидінбіглюконат у дозах: 14, 34, 68 мг/л води (3, 7, 14 мг/кг живої маси). Курчата контрольної групи отримували з водою тримеразин у дозі 180 мг/л води (36 мг/кг живої маси).

Відхід птиці в першій групі протягом 14 діб спостереження був на 8,7 % вищий, ніж у контрольній групі. В другій групі, курчатам якої випоювали хлоргексидінбіглюконат у дозі 14 мг/л води (3 мг/кг живої маси), відхід птиці в порівнянні з контролем був на 12,2 % нижчий. В останніх групах, в яких курчатам застосовували хлоргексидінбіглюконат у дозі 34 та 68 мг/л води (7 та 14 мг/кг живої маси), цей показник був на рівні контролю.

Патологоанатомічні зміни у загиблих курчат контрольної групи зустрічались частіше, ніж у курчат дослідних груп. Тільки в контролі та першій групі, де птиці задавали сульфат міді, спостерігали пневмонію, подагру, ентерит. У групах, де курчатам випоювали декаметоксин та хлоргексидінбіглюконат, у 2 рази рідше реєстрували ознаки гепатиту, холециститу та жовткового перитоніту.

За допомогою бактеріологічних досліджень від дослідних курчат сальмонели не виділили. У той час, як в контрольній групі сальмонели були ізольовані від усіх досліджених курчат.

Отримані дані свідчили, що найвища профілактична ефективність виявлена при випоюванні курчатам хлоргексидінбіглюконату в дозі 14 мг/л води (3 мг/кг живої маси). У зв'язку з низькою профілактичною ефективністю сульфат міді в подальшому не випробували.

Наступним дослідженням було визначено оптимальну протимікробну дозу препаратів декаметоксину та хлоргексидінбіглюконату для профілактики сальмонельозу. У табл. 2 наведені результати випробувань препаратів у різних дозах у промислових умовах на добових курчатах.

Найменший відхід птиці спостерігали в групах курчат, які отримували хлоргексидінбіглюконат у дозі 14 мг/л води (3 мг/кг живої маси) та декаметоксин у дозі 200 мг/л води (40 мг/кг живої маси). При використанні препаратів у цих дозах загибель птиці була, відповідно, в 2,2 і 2,0 рази (на 53,7 і 50,9 %) через 15 діб та в 2,1 і 1,9 рази (на 51,6 і 48,4 %) через 30 діб меншою, ніж у контролі.

При бактеріологічних дослідженнях загиблих курчат контрольної групи у 13,3 % випадків виділили S. pullorum і S. enteritidis. Від курчат, які отримували декаметоксин, у 5,0 % випадків виділили S. infantis і S. enteritidis, тобто, у 2,7 разів (на 62,4 %) рідше в порівнянні з контролем. Від загиблої птиці, якій випоювали хлоргексидінбіглюконат, сальмонели не виділили. Таким чином, найкращий ефект щодо профілактики сальмонельозу спостерігали при застосуванні хлоргексидінбіглюконату в дозі 14 мг/л води (3 мг/кг живої маси) або декаметоксину в дозі 200 мг/л води (40 мг/кг живої маси).

Таблиця 2

Результати випробування препаратів з метою профілактики сальмонельозу птиці

Група	Кількість курчат	Препарат, доза	Загинуло *	Загинуло *
			голів	%	голів	%
Дослід, зал № 6
I	4500	Декаметоксин, 100 мг/л води (20 мг/кг живої маси)	464	10,1	569	12,4
II	4500	Декаметоксин, 200 мг/л води (40 мг/кг живої маси)	397	8,6	442	9,6
III	4500	Декаметоксин, 400 мг/л води (80 мг/кг живої маси)	419	9,1	513	11,2
IV	4500	Декаметоксин, 600 мг/л води (120 мг/кг живої маси)	450	9,8	510	11,1
V	4500	Декаметоксин, 800 мг/л води (160 мг/кг живої маси)	515	11,2	619	13,5
VI	4500	Декаметоксин, 1 г/л води (200 мг/кг живої маси)	532	11,6	613	13,3
VII	2300	Хлоргексидінбіглюконат, 14 мг/л води (3 мг/кг живої маси)	186	8,1	207	9,0
VIII	2300	Хлоргексидінбіглюконат, 34 мг/л води (7 мг/кг живої маси)	217	9,4	234	10,2
IX	2300	Хлоргексидінбіглюконат, 68 мг/л води (14 мг/кг живої маси)	224	9,7	260	11,3
X	2300	Хлоргексидінбіглюконат, 135 мг/л води (27 мг/кг живої маси)	219	9,5	262	11,4
Контроль, зали № 4 та № 5
XІ	36600	Тримеразин, 180 мг/л води (36 мг/кг живої маси)	6401	17,5	6800	18,6

Примітка: загибель птиці * - через 15 діб; ** - через 30 діб.

При ізолюванні культури S. enteritidis від хворих 5-9-добових курчат для лікування застосовували хлоргексидінбіглюконат у дозі 200 мг/л води (50 мг/кг живої маси). Контролем служили курчата, яким випоювали тримеразин у дозі 450 мг/л води (110 мг/кг живої маси). Дані відходу птиці наведені у табл. 3.

Таблиця 3

Вивчення терапевтичного ефекту хлоргексидінбіглюконату при сальмонельозі птиці

Група	Кількість курчат	Препарат, доза	Загинуло за 15 діб*
			голів	%
Дослідна	4100	Хлоргексидінбіглюконат, 200 мг/л води (50 мг/кг живої маси)	41	1,0
Контрольна	4100	Тримеразин, 450 мг/л води (110 мг/кг живої маси)	72	1,8

Примітка: * - тривалість спостереження.

Відхід курчат у дослідній групі був на 43,0 % нижче, ніж у контрольній групі. Патологоанатомічним дослідженням у загиблих курчат, які отримували препарат хлоргексидінбіглюконат, у порівнянні з контролем у 2 рази рідше спостерігали гепатит і холецистит. У 37,5 % досліджених курчат контрольної групи виявлено перикардит і подагру та у 25 % ознаки ентериту, тоді як у дослідних курчат цих змін не відмічено.

При бактеріологічних дослідженнях від дослідних курчат, яких лікували хлоргексидінбіглюконатом, сальмонели не виділили, тоді як від 25 % загиблих курчат контрольної групи виділено S. enteritidis. Також встановлено, що середня жива маса дослідних курчат у 15 добовому віці була на 6 г та у 30-добових курчат - на 8 г вищою за масу контрольної птиці (р < 0,05). На поголів'ї пташника 36 тисяч продуктивність дослідної птиці перевищує контрольну на 216 кг через 15 діб та на 288 кг через 30 діб після застосування хлоргексидінбіглюконату.

Результати проведених досліджень свідчать про високу терапевтичну ефективність препарату хлоргексидінбіглюконату при захворюванні на сальмонельоз у порівнянні з тримеразином, що використовувався у даному птахогосподарстві і до якого у сальмонел розвинулась резистентність.

При вивченні токсичних властивостей препаратів для добових курчат встановлено, що за 15 діб спостереження декаметоксин викликав підвищену загибель птиці (на 43,4 % більше в порівнянні з контролем) вже у дозі 5 г/л води (1 мг/кг живої маси); загибель 25,0 % курчат - у дозі 40 г у літрі води (8 г/кг живої маси); використання хлоргексидінбіглюконату у дозі 2,7 г в літрі питної води викликало загибель 15,2 % курчат, тобто більше, ніж у контролі, відповідно, у 1,4; 3,3 і 2,0 рази. У курчат, які отримували максимальні дози препаратів, спостерігали ознаки токсикозу - гепатит, холецистит, ентерит, але в групах застосування хлоргексидінбіглюконату їх відмічено на 10-20 % рідше, ніж у групах, птиці якій застосовували декаметоксин.

Бактеріологічними дослідженнями із матеріалу від загиблих дослідних курчат сальмонели не виділили. Із кісткового мозку та жовчі загиблих курчат контрольної групи у 20 % випадків ізольовано S. enteritidis.

При випоюванні препаратів у дозах, що в 40-50 разів перевищують випробувані для профілактики, спостерігали зниження збереження птиці в порівнянні з контролем на 7,9 % і більше в групах, яким застосовували декаметоксин і на 4,3 % і більше в групах, яким випоювали хлоргексидінбіглюконат. У порівнянні з рекомендуємою профілактичною дозою встановлено зниження збереження птиці на 51,2 % при застосуванні декаметоксину і не змінюється при випоюванні хлоргексидінбіглюконату.

Отримані результати показали більш високі токсичні властивості для добових курчат декаметоксину; хлоргексидінбіглюконат можна охарактеризувати як менш токсичний препарат. Токсичні дози декаметоксину і хлоргексидінбіглюконату перевищують профілактичні у 25 і 100 разів (лікувальні - у 7 разів).

ВИСНОВКИ

1. Сальмонельоз сільськогосподарської птиці, обумовлений хазяїн-неадаптованими сероварами сальмонел, завдає значних збитків птахівництву і має соціальне значення. Існуючі засоби діагностики та профілактики не в повній мірі забезпечують захист птиці від сальмонельозу в птахогосподарствах промислового типу. Використання цитратно-сольового середовища для накопичення сальмонел та нового методу крапкової імуноферментної детекції підвищує ефективність діагностики сальмонельозу. Застосування хлоргексидинбіглюконату і декаметоксину для профілактики та терапії сальмонельозу забезпечує збільшення збереження птахопоголів'я і зниження кількості сальмонелоносіїв у стаді.

2. У птахогосподарствах яєчного, м'ясного та яєчно-м'ясного напрямків Харківської, Дніпропетровської областей і АР Крим у 1990-1994 роках від птиці ізольовано вісім сероварів сальмонел, серед яких переважали S. enteritidis - 55 % та S. pullorum-gallinarum - 30 %. S. infantis, S. typhimurium, S. amager, S. othmarschen, S. arizonae, Salmonella серогрупи G виділені у 2,5 % випадків.

3. Сальмонели частіше ізолювали від 1-10-добових курчат та 160-200-добових курей (відповідно, у 12,4 % і 10,1 % випадків). Від 10-100 добових курчат сальмонели виділено лише у 3,1 % випадків. Від завмерлих ембріонів сальмонели, як правило, не виділяли. Із яєць сальмонели були ізольовані в 0,4 % випадків. При дослідженні 45 проб комбікорму тільки в одному випадку (2,2 %) була виділена S. enteritidis.

4. Культури сальмонел, виділені від птиці, із яєць і комбікорму, типові за своїми культурально-морфологічними, біохімічними та антигенними властивостями, характеризуються високою терморезистентністю: 32 із 42 культур (76,2 %) зберігають життєздатність при 70 ^оС протягом 15, 30 та 45 хвилин (термін спостереження).

5. При визначенні чутливості виділених культур сальмонел до антибіотиків (аміноглікозидів, групи пеніциліну, поліміксину, тетрацикліну та еритроміцину) встановлено, що 80,9 % із них виявились стійкими до поліміксину; 73,8 % - до тетрацикліну; 38,1 % - до неоміцину; 28,6 % - до мономіцину та стрептоміцину. Усі культури були резистентними до еритроміцину та пеніциліну. До левоміцетину резистентність виділених ізолятів варіювала (54,8 % культур були резистентні). При цьому із 42 ізольованих культур сальмонел по 9,5 % проявляють стійкість до одного і трьох антибіотиків, по 28,6 % - до двох і чотирьох антибіотиків, 19,1 % - до п'яти антибіотиків.

6. Ізольована з кісткового мозку 8-добового курчати культура S. enteritidis була патогенною для 160-добових курей і мала високу інвазивність. Через сім діб після перорального інфікування із забитих з діагностичною метою курей культури вихідного штаму реізольовано з печінки, жовчі, селезінки, кісткового мозку, крові з серця, тимусу, фабрицієвої сумки, легенів, нирок, а також із зобу, сліпих відростків кишок, клоаки. Найчастіше (у два рази) S. enteritidis виділяли з зобу, печінки, селезінки, нирок.

...