Молекулярні механізми участі сірководню в адаптивних реакціях рослин

Размещено на http://www.allbest.ru/

Інститут рослинництва ім. В.Я. Юр'єва

Національної академії аграрних наук України

Молекулярні механізми участі сірководню в адаптивних реакціях рослин

Ю.Є. Колупаєв, К.М. Гавва

Анотація

Сірководень (H2S) -- сигнальна молекула-газотрансмітер, що бере участь у регуляції багатьох функцій рослинного організму, в тому числі у процесах адаптації до дії стресових чинників різної природи. Останніми роками інтенсивно накопичуються експериментальні дані стосовно молекулярних механізмів дії сірководню, зокрема посттрансляційної модифікації білків та функціональних зв'язків H2S з іншими клітинними посередниками -- іонами кальцію, активними формами кисню (АФК), оксидом азоту. В огляді узагальнено новітні дані щодо механізмів дії сірководню в контексті його участі в адаптації рослин до дії стресорів. Наведено відомості про шляхи синтезу H2S у рослинах, стрес-протекторний вплив донорів H2S на рослини за дії гіпо- і гіпертермії, зневоднення, засолення, важких металів. Розглянуто експериментальні дані про зміни вмісту ендогенного сірководню в рослинах за дії стресових чинників. Описано роль сірководню в регуляції антиоксидантної системи, процесів накопичення осмолітів, активації синтезу стресових білків. Проаналізовано дані про функціональну взаємодію сірководню з АФК та оксидом азоту, зокрема, конкуренцію за тіолові групи білків, а також про вплив зазначених посередників на синтез один одного. Узагальнено відомості стосовно дії сірководню на синтез ключових стресових фітогормонів -- абсцизової, жасмо- нової і саліцилової кислот, та його участь у трансдукції гормональних сигналів у генетичний апарат рослинних клітин. Окреслено можливості практичного використання донорів сірководню як індукторів стійкості рослин.

Ключові слова: сірководень, посттрансляційна модифікація білків, оксид азоту, кальцій, активні форми кисню, фітогормони, клітинний сигналінг, адаптивні реакції рослин.

Abstract

MOLECULAR MECHANISMS OF HYDROGEN SULFIDE'S PARTICIPATION IN ADAPTIVE REACTIONS OF PLANTS

Yu.E. Kolupaev1,2, K.M. Havva2

1Yur'ev Institute of Plant Breeding, National Academy of Agrarian Sciences of Ukraine, Kharkiv, Ukraine

142 Moskovskyi Ave., Kharkiv, 61060, Ukraine 2State Biotechnological University 44 Alcheskikh Ave.

Hydrogen sulfide (H2S) is a signaling molecule-gasotransmitter that participates in the regulation of many functions of plant organism, including processes of adaptation to stressors of various natures. In recent years, experimental data on the molecular mechanisms of hydrogen sulfide's action, including posttranslational modification of proteins, and functional relationships of H2S with other cellular mediators -- calcium ions, reactive oxygen species (ROS), and nitric oxide -- have been intensively accumulated. The review summarizes the latest data on the mechanisms of hydrogen sulfide's action in the context of its participation in the plants adaptation to the action of stressors. Information on H2S synthesis pathways in plants is also provided. Experimental data on changes in the content of endogenous hydrogen sulfide in plants under the influence of stressors are considered. Information on the stress-protective effect of H2S donors on plants under the action of hypo- and hyperthermia, dehydration, salinity, and heavy metals is presented. The role of hydrogen sulfide in the regulation of antioxidant system, the accumulation of osmolytes, activation of stress protein synthesis is noted. Data on the functional interaction of hydrogen sulfide with ROS and nitric oxide, in particular, competition for thiol groups of proteins, as well as the influence of these mediators on each other's synthesis are analyzed. Information on the effect of hydrogen sulfide on the synthesis of key plant stress hormones, namely, abscisic, jasmonic, and salicylic acids, and its participation in the transduction of hormonal signals into the genetic apparatus of plant cells is summarized. Possibilities of practical use of hydrogen sulfide donors as inducers of plant resistance are outlined.

Key words: hydrogen sulfide, posttranslational modification of proteins, nitric oxide, calcium, reactive oxygen species, plant hormones, cell signaling, adaptive reactions of plants.

Зміни, що постійно відбуваються у зовнішньому середовищі, а також усередині самого живого організму, сприймаються внаслідок існування рецепторів (сенсорів), які можуть бути індивідуальними білками або складними макромолекулярними комплексами. Рецептори активуються як певними лігандами (наприклад, гормонами), так і чинниками середовища (наприклад, змінами температури). Активація рецепторів запускає сигнальні ланцюги, які є елементами складної сигнальної мережі, що трансформує і передає сигнали в генетичний апарат, забезпечує формування клітинної відповіді [1]. Для передачі сигналу рецептори можуть використовувати білок- білкові взаємодії та різноманітні адапторні білки [2]. Проте значна частина сигналів передається за допомогою вторинних посередників -- спеціальних молекул небілкової природи, що поєднують рецептори із сигнальними каскадами. Як правило, вторинні месендже- ри -- це малі, здатні до дифузії молекули, що можуть швидко активувати білки-ефектори (наприклад, протеїнкінази, фосфатази, іонні канали) зв'язуванням з ними або їхньою хімічною модифікацією [3, 4].

Найбільш вивченими й універсальними вторинними месендже- рами є іони кальцію, циклічні нуклеотиди (цАМФ, цГМФ), активні форми кисню (АФК), інозитфосфати та інші, однаково притаманні як тваринним, так і рослинним клітинам [5, 6]. Нині важливими сигнальними посередниками вважають і газотрансмітери [7--10]. Так називають невеликі газоподібні молекули, що синтезуються живими організмами і виконують сигнальні функції. Особливостями цих молекул є здатність проходити крізь клітинні мембрани, генерування за допомогою ферментів, наявність специфічних клітинних компо- нентів-мішеней та тісний зв'язок з іншими сигнальними посередниками [11]. Основними газотрансмітерами у рослин вважають моноксид азоту (NO), моноксид вуглецю (CO) та сірководень (H2S) [9, 10]. Саме сірководень є газотрансмітером, відомості про функції якого у рослин останніми роками накопичуються найбільш динамічно. Лише з 2018 р. в базі Google Scholar з'явилось близько 20 тисяч документів з терміном «hydrogen sulfide» в контексті рослин. Нині сірководень розглядають як молекулу, що бере участь у регуляції багатьох функцій рослинного організму, зокрема, ростових процесів, дозрівання та старіння плодів, адаптації до дії стресорів найрізноманітнішої природи [12--14]. Дані, отримані методами біоінформати- ки, вказують на те, що сірководень як посередник бере участь у трансдукції сигналів практично всіх відомих фітогормонів [14]. Це дає підстави розглядати його як ключовий компонент регуляторних систем рослинних клітин і організмів у цілому.

Активація адаптивних реакцій рослин є одним з яскравих фізіологічних ефектів сірководню [13, 15, 16]. Нині його розглядають як тригер перехресної адаптації рослин [17]. Проте цілісна картина механізмів індукування стрес-протекторних систем рослин під впливом H2S, сигнальні й гормональні посередники, що забезпечують відповідні фізіологічні ефекти, досі не сформувалася. Водночас в останні роки з'явилося чимало експериментальних даних про пост- трансляційну модифікацію (ПТМ) низки важливих білків за участю сірководню, а також перетинання сигнальних шляхів H2S і NO, зумовлене наявністю спільних мішеней для ПТМ.

Узагальнення новітніх даних про ці та інші механізми дії сірководню в контексті його участі в адаптації рослин до дії стресорів і стало основною метою цього огляду.

Синтез і метаболізм сірководню у рослин. Сірководень у рослинах синтезується кількома ферментативними шляхами. Їх вважають одним із критеріїв, що дають підставу віднести цю сполуку до сигнальних молекул-газотрансмітерів [18]. Сірководень у рослинах може синтезуватися за допомогою щонайменше шести ферментів [19].

Одним з основних шляхів синтезу сірководню у рослин вважають перетворення Х-цистеїну на піруват із вивільненням сірководню та амонію (табл. 1) [20]. Цю реакцію каталізує Х-цистеїнде- сульфгідраза, яка, ймовірно, локалізована в цитоплазмі, пластидах і мітохондріях [21, 22]. Також можливе утворення сірководню з D-ци- стеїну під дією D-цистеїндесульфгідрази, що міститься в цитоплазмі [22, 23].

Таблиця 1. Ферменти синтезу сірководню (адаптовано за [19])

Крім того, H2S може синтезуватися в результаті відновлення сульфіту за участю сульфітредуктази [24]. При цьому відновником сірки слугує відновлений фередоксин.

Сірководень у рослинах може утворюватись і за участю р-ціано- аланінсинтази -- ферменту, локалізованого в мітохондріях, що каталізує реакцію конденсації Х-цистеїну та ціаніду з виділенням H2S [25]. Вважають, що його основна функція пов'язана з контролем вмісту токсичного ціаніду.

Ще один фермент, за участю якого може утворюватись сірководень -- цистеїнсинтаза, що локалізована в цитозолі, мітохондріях і хлоропластах (див. табл. 1). Вона каталізує оборотну реакцію між Х- цистеїном та ацетатом з утворенням O-ацетил-Х-серину і H2S [25].

Зрештою сірководень може виділятися й унаслідок розкладання карбонілсульфіду за допомогою карбоангідрази, що міститься в хлоропластах [26] (див. табл. 1).

Незважаючи на наявність щонайменше кількох різних шляхів утворення сірководню у ферментативних реакціях, стрес-індукований синтез H2S пов'язують передусім із підвищенням активності Х-цис- теїндесульфгідрази [23]. Внесок інших шляхів поки що мало досліджений, ймовірно, всі вони є мінорними.

Інформації про неферментативні шляхи синтезу H2S у рослинах в літературі немає. Водночас є дані, що в клітинах ссавців невелика кількість сірководню може утворюватися без участі ферментів. Наприклад, глюкоза може реагувати з метіоніном або цистеїном з утворенням газоподібних сполук сірки, в тому числі й сірководню [23].

Разом із ферментативними системами синтезу сірководню в рослинах є фермент, що забезпечує його деградацію -- O-ацетилсе- ринліаза [27]. Частина сірководню, що утворюється в рослинних клітинах, ймовірно, може виділятись у повітря. Не виключено також, що окремі білки, які здатні зв'язувати сірководень, можуть брати участь у регуляції його концентрації в клітинах.

Сірководень та адаптація рослин до дії абіотичних стресорів. Зміни вмісту сірководню в рослинах встановлені за дії стресових чинників різної природи [28, 29]. Накопичено величезний обсяг даних про активацію протекторних систем і підвищення стійкості рослин до стрес-чинників різної природи під впливом екзогенних донорів сірководню. Такі феноменологічні дані узагальнені в численних оглядах (наприклад [30--32]), тому в цій публікації обмежимося стислими відомостями щодо протекторних ефектів сірководню на рослини за дії основних абіотичних чинників.

Гіпотермія. За дії низької температури встановлено транзиторне підвищення ендогенного вмісту сірководню й посилення експресії генів ключових ферментів його синтезу -- Х-/^-цистеїндесульфгідраз у рослин винограду та огірка [33, 34]. Такий самий ефект виявлено й у рослин арабідопсису [35].

Отримано дані щодо посилення розвитку морозостійкості рослин Cynodon dactylon за їх обробки донором сірководню NaHS перед впливом температури 4 °С, що виявлялося у підвищенні виживаності за подальшого проморожування при --10 °С [36]. Підвищення донором сірководню стійкості рослин до дії холоду супроводжувалося збільшенням активності каталази, гваяколпероксидази і глутатіонре- дуктази [37]. Виявлено підвищення виживаності після проморожування при --5 °С загартованих і незагартованих проростків пшениці за їх попередньої обробки 0,1 або 0,5 мМ NaHS. Одним із механізмів позитивного впливу донора H2S на стійкість проростків пшениці до гіпотермії є залежне від активності фенілаланінамонійліази накопичення флавоноїдних сполук, що мають високу антиоксидантну активність, і зменшення наслідків вторинного окиснювального стресу [38, 39].

Із використанням мутантів арабідопсису, дефектних за генами цистеїндесульфгідраз, показана роль сірководню в активації холодо- чутливих генів COR15, CBF3 [35]. У рослин огірка під впливом донора сірководню посилювалась експресія генів кількох молекулярних форм Н+-АТФази плазматичної мембрани коренів за дії зниженої температури (10 °С) [40].

Гіпертермія. Ефекти підвищення вмісту сірководню в клітинах і органах зареєстровано за відносно тривалої (години, дні) дії помірно високих температур на рослини полуниці [41] і тютюну [42]. Ми експериментально встановили, що після однохвилинного загартувально- го впливу температури 42 °С у коренях проростків пшениці транзи- торно зростав вміст сірководню з максимумом через 1,5 год після прогріву [43]. Спричинюваний дією загартувальної температури ефект зростання вмісту сірководню не виявлявся за обробки проростків його скавенджером гіпотаурином та інгібітором L-цистеїнде- сульфгідрази піруватом натрію. При цьому ці антагоністи сірководню значною мірою нівелювали розвиток теплостійкості, зумовлюваний загартувальним прогрівом.

Теплостійкість низки рослинних об'єктів за впливу на них донорів сірководню зростала. Обробка суспензійної культури клітин тютюну NaHS пом'якшувала окиснювальні пошкодження, спричинювані нагріванням [44]. Ефект зменшення зумовлених гіпертермією окиснювальних пошкоджень проростків кукурудзи виявлений також за впливу morpholm-4-ium-4-methoxyphenyl(morpholmo)phosphm- odithionate (GYY4137) -- повільнодіючого донора сірководню [45].

Підвищення теплостійкості ізольованих колеоптилів пшениці під впливом донора сірководню NaHS супроводжувалося зростанням активності ключових антиоксидантних ферментів. Цей ефект пригнічувався антагоністами кальцію і залежав від генерування АФК за участю НАДФН-оксидази [46]. Одним із механізмів прямого впливу сірководню на редокс-баланс у стресових умовах може бути активація окремих ферментів, наприклад, різних форм пероксидази пер- сульфідуванням [47, 48].

Низку шляхів стрес-протекторної дії екзогенного сірководню на рослини за гіпертермії проаналізовано в оглядовій публікації Ali та співавт. [28]. Йдеться про посилення експресії генів каталази, аскор- батпероксидази, глутатіонредуктази, окремих форм СОД, а також БТШ 70, БТШ 90, БТШ 80 та аквапоринів за наявності донорів сірководню.

Посуха. Встановлено, що експресія генів L- і ^-цистеїндесульф- гідрази у рослин арабідопсису активувалась за посухи, що супроводжувалось інтенсифікацією утворення сірководню [49]. Підвищення вмісту H2S у відповідь на дію осмотичного стресу виявлено і в рослин пшениці [50].

В оброблених гідросульфідом натрію етіольованих проростках пшениці посилювалась експресія генів і підвищувалась активність антиоксидантних ферментів -- аскорбатпероксидази, глутатіонредук- тази та монодегідроаскорбатредуктази за осмотичного стресу [51]. При цьому інгібування синтезу сірководню в проростках пшениці обробкою амінооксіоцтовою кислотою усувало спричинюване осмотичним стресом підвищення активності зазначених ферментів. Також в етіольованих проростках пшениці за умов осмотичного стресу, створюваного за допомогою ПЕГ 6000, під впливом донора сірководню підвищувалась активність гваяколпероксидази, каталази й істотно зростав вміст проліну [52]. Обробка зелених рослин пшениці розчином гідросульфіду натрію перед ґрунтовою посухою сприяла стабілізації активності антиоксидантних ферментів [53]. Також під впливом донора сірководню за ґрунтової посухи в листках підвищувався вміст низькомолекулярних протекторів -- проліну та антоціанів.

У рослин Spinacia oleracea за обробки донором сірководню в умовах посухи зростав вміст гліцинбетаїну і трегалози, які мають осмо- протекторні та антиоксидантні властивості [42].

Сольовий стрес. У рослин люцерни за дії стресових концентрацій хлориду натрію збільшувалась кількість транскриптів L-цистеїнде- сульфгідрази та підвищувався ендогенний вміст сірководню [54].

У рослин пшениці за сольового стресу донор сірководню активував СОД, каталазу, аскорбатпероксидазу та гваяколпероксидазу [55]. Обробка рослин арабідопсису дикого типу (Col-0) донором сірководню NaHS спричиняла підвищення їх солестійкості, що виявлялося у зниженні окиснювальних пошкоджень, зменшенні водного дефіциту і збереженні пулу фотосинтетичних пігментів за дії 150 мМ NaCl [56]. Дія NaHS запобігала також спричинюваному стресом зниженню активності антиоксидантних ферментів -- супероксиддисму- тази, каталази і сприяла підвищенню активності гваяколпероксидази. За умов сольового стресу обробка рослин люцерни та огірка позитивно впливала на іонний гомеостаз, збільшувала співвідношення K+/Na+ у тканинах [57, 58].

Дія важких металів. У багатьох працях зареєстровано підвищення вмісту сірководню в тканинах рослин, що зазнали токсичної дії важких металів. Посилення експресії генів L- і ^-цистеїндесуль- фгідрази та підвищення вмісту сірководню показано у проростків Setaria italica за дії токсичних концентрацій іонів Cr6+ [59]. Ефект збільшення вмісту H2S виявлено за впливу кадмію на рослини бер- мудської трави та огірка [37, 60]. У рослин сої зростала активність L/^-цистеїндесульфгідраз і р-ціаноаланінсинтази під впливом іонів алюмінію [61]. Очевидно, активація цих ферментів зумовлювала збільшення ендогенного вмісту сірководню.

На рослинах різних видів продемонстровано підвищення стійкості до кадмію, нікелю, хрому, свинцю та інших токсичних металів під впливом екзогенного H2S (див. огляди [19, 62, 63]). Інтенсифікація проростання насіння пшениці, спричинювана донором H2S на фоні токсичної дії кадмію, супроводжувалася підвищенням активності гваяколпероксидази, аскорбатпероксидази і каталази [64]. Стрес-протекторний вплив гідросульфіду натрію на проростки кукурудзи, піддані дії Cr6+, виявлявся в посиленні активності СОД і пе- роксидаз, появі їхніх нових молекулярних форм, а також у стабілізації активності каталази [65].

Ефекти сірководню на молекулярному рівні. Молекулярними механізмами реалізації біологічних ефектів сірководню є його пряма взаємодія з білками-мішенями і складна функціональна взаємодія із сигнальними посередниками, у тому числі іншими газотрансмітера- ми, а також фітогормонами [9, 66].

Посттрансляційна модифікація білків. Згідно з накопиченими даними, сигнальні ефекти сірководню, що є складовою багатьох фізіологічних і патологічних процесів у ссавців і рослин, пов'язані з персульфідуванням білків -- перетворенням цистеїнтіолової групи (--SH) на відповідний персульфід (--SSH) [67--70]. Однак механізм цього процесу досі залишається предметом дискусій. Вважають, що H2S чи його іонні форми HS- і S2- не можуть безпосередньо реагувати з білковими тіолами. Для такої взаємодії необхідні окисники [70]. Припускають, що H2S прямо може реагувати з окисненими залишками цистеїну (^--SOH) та білковими нітрозотіолами (^--SNO) з утворенням білкових персульфідів. Проте останній процес термодинамічно невигідний [71]. Тому реакцію H2S із залишками сульфено- вої кислоти з утворенням персульфідів білків вважають найправдо- подібнішим поясненням дії H2S [70].

Окиснення залишків цистеїну є способом окиснювально-віднов- ного контролю функціональної активності [72]. Отже, припускають, що процес модифікації білка запускається сигналом АФК -- окис- ненням тіолової групи цистеїну до сульфенової під впливом H2O2 [70]. Сульфенові залишки легко вступають у реакцію персульфідуван- ня із сірководнем з утворенням персульфідних груп (^--SSH). Показано, що білкові сульфенові залишки реагують із H2S на два порядки швидше, ніж із глутатіоном [72]. Персульфідування є оборотним процесом. Персульфідовані залишки за участю тіоредоксинової системи (Trx/TrxR) можуть перетворюватись на звичайні сульфгідрильні групи [73]. Схематично цей процес можна записати так:

Рrotein--SH + АФК ? Рrotein--SOH (1);

Рrotein--SOH + H2S ? Рrotein--SSH (2);

Рrotein--SSH + Trx/TrxR ? Рrotein--SH (3).

Персульфідування може відігравати певну роль у передачі сигналу на основі H2O2 та запобігати переокисненню залишків цистеїну. Під час тривалого окиснювального стресу персульфідовані білки здатні реагувати з АФК з утворенням пертіосульфенової кислоти (-- SSOH), а за надлишку окисника пертіосульфенова кислота може далі окиснюватися до пертіосульфінової (--SSO2H) і пертіосульфонової (-- SSO3H) кислот [74]. Ці окиснені залишки пертіолу можуть відновитись до тіолу під дією глутатіону і системи тіоредоксину [70]. Водночас персульфідування білків може бути способом збереження їхньої функціональної активності за умов окиснювального стресу.

Нині персульфідні групи вважають важливими компонентами клітинного сигналінгу. Цистеїнперсульфід (CysSSH) і персульфід (GSSH) глутатіону визнані ключовими редокс-регуляторами [74]. Найбільш поширеними білками, стан яких регулюється персульфіду- ванням, є пероксиредоксини [75], які також належать до ключових учасників клітинної редокс-регуляції [76]. Водночас дані, отримані методами біоінформатики, вказують, що персульфідування може зазнавати до 5% протеому рослинної клітини [72]. У результаті ПТМ білки-мішені змінюють свої стабільність, біохімічну активність, конформацію, субклітинну локалізацію та білок-білкову взаємодію, що може призвести до підвищення або зниження активності білків [77]. Серед персульфідованих білків трапляються ферменти гліколізу, циклу трикарбонових кислот, циклу Кальвіна, біосинтезу крохмалю.

Персульфідування є одним із механізмів регуляції активності низки антиоксидантних ферментів. Так, окиснення Cys32 в молекулі аскорбатпероксидази призводить до її інактивації, а персульфідуван- ня Cys32 за допомогою H2S підвищує активність ферменту [78]. Водночас показано жорстке інгібування каталази внаслідок персульфіду- вання [79], однак при цьому персульфідування каталази захищало її молекули від окиснювальної деградації [80]. Персульфідування двох залишків цистеїну підвищувало активність каталітичної субодиниці однієї з молекулярних форм НАДФH-оксидази [81]. Приклади про- та антиоксидантних ферментів, активність яких регулюється персульфі- дуванням, наведені в табл. 2.

Таблиця 2. Про- та антиоксидантні ферменти, активність яких регулюється персульфі- дуванням (за даними [70, 79--81])

Персульфідування, ймовірно, є одним зі складових інструментарію регуляції експресії генів. Транскриптомне дослідження, проведене на рослинах Arabidopsis, показало, що обробка екзогенним H2S спричинювала значні зміни в експресії безлічі генів. При обробці рослин сірководнем зокрема посилюється експресія генів, що кодують фактори регуляції транскрипції [82, 83]. Вивченням експресії генів рослин томату при обробці їхніх коренів NaHS установлено, що 5349 генів було активовано, а 5536 генів пригнічено [84]. У низці досліджень також вивсвітлено роль сульфіду в модифікації гістонів та зміні структури хроматину, що є складовою епігенетичної регуляції [78].

Функціональна взаємодія сірководню з кальцієм. Як відомо, кальцій визнаний універсальним посередником у клітинних реакціях рослинних і тваринних організмів [85]. Саме цитозольний кальцій може бути сполучною ланкою для багатьох сигнальних шляхів, забезпечувати формування сигнальної мережі рослинної клітини [86].

Кальцій причетний як до регуляції синтезу сірководню, так і до трансдукції його сигналів. Застосування екзогенних кальцію та каль- модуліну стимулювало Х-цистеїндесульфгідразу в культивованих клітинах Nicotiana tabacum, унаслідок чого посилювався синтез ендогенного H2S [87]. Залежним від кальцію та кальмодуліну виявилося й утворення сірководню в проростках арабідопсису, спричинюване дією іонів хрому Cr6+ [59]. Обробка рослин ЕГТА знімала посилення експресії гена Х-цистеїндесульфгідрази, індуковане хромом, і підвищення вмісту H2S [59]. На цьому ж об'єкті показано, що кальцій у комплексі з кальмодуліном-2 взаємодіє з транскрипційним фактором TGA3, що необхідно для його зв'язування з промотором гена Х-цис- теїндесульфгідрази й посилення його експресії. Підвищення вмісту сірководню в клітинах коренів і листків цукіні, спричинюване токсичною дією нікелю, усувалося хелатором позаклітинного кальцію ЕГТА, блокатором потенціалозалежних кальцієвих каналів вера- памілом та антагоністом кальмодуліну трифторперазином [88].

Кальцій задіяний і в передачі сигналів H2S. Підвищення теплостійкості суспензійної культури клітин тютюну під дією донора H2S NaHS нівелювалось під впливом хелатора кальцію ЕГТА, блокатора кальцієвих каналів La3+, а також антагоністів кальмодуліну -- хлорпромазину і трифторперазину [44]. Водночас стрес-протекторна дія донора H2S посилювалась за одночасного застосування кальцієвих іонофорів A23187 або екзогенного Ca2+.

З цими результатами узгоджуються й дані щодо пригнічення впливу сірководню на теплостійкість клітин колеоптилів пшениці, генерування АФК та активність антиоксидантних ферментів за обробки ЕГТА й неоміцином -- інгібітором фосфоліпази C, що бере участь у регуляції кальцієвого гомеостазу [46].

Захисний вплив гідросульфіду натрію на рослини могару за токсичної дії іонів Cr6+ посилювався за їх обробки екзогенним кальцієм [59]. Водночас вплив хелатора позаклітинного кальцію ЕГТА, навпаки, нівелював вияв фізіологічного впливу сірководню.

Кальцій задіяний і в процесі закривання продихів під впливом сірководню. Встановлено, що H2S регулює рух продихів унаслідок взаємодії з Ca2+ і АФК [87]. Обробка NaHS індукувала закривання продихів A. thaliana, і ці ефекти нівелювалися під дією ЕГТА (хела- тор позаклітинного Ca2+) та ніфедипіну (блокатор кальцієвих каналів плазматичної мембрани). Крім того, H2S активував експресію генів НАДФН-оксидази й пероксидази клітинної стінки, що, своєю чергою, спричинювало накопичення H2O2 у замикальних клітинах. Обробка ЕГТА усувала ці ефекти сірководню [87, 89]. При обробці листків арабідопсису неоміцином -- інгібітором фосфатидилінозитол- залежної фосфоліпази C, яка може бути задіяна в утворенні інозитол- 1,4,5-фосфату, здатного впливати на стан внутрішньоклітинних кальцієвих каналів, продихові ефекти H2S так само усувалися [89].

Встановлено також, що низка білків, задіяних у регуляції продихової активності, такі як кальційзалежні протеїнкінази CPK3 і CPK6 [90] та MAP-кінази (MPK3, MPK4, MPK6) [91, 92], є мішенями для персульфідування [83, 93].

Функціональна взаємодія сірководню й АФК. Терміном «активні форми кисню» визначають сукупність реакційноздатних форм кисню, більшість з яких існує короткий час. Серед них виділяють вільнорадикальні частинки -- супероксидний аніон-радикал (О2^-), гідроксильний (*ОН) і гідропероксильний (HO20 радикали та інші, а також нейтральні молекули, зокрема пероксид водню (Н2О2), синг- летний кисень (Ю2) [94].

Добре відомо, що всі АФК у підвищених концентраціях спричинюють у рослинних клітинах ефект окиснювального стресу, наслідками якого можуть бути пошкодження біомакромолекул і клітинних структур [76, 94]. Водночас у фізіологічних концентраціях АФК є обов'язковими учасниками клітинного сигналінгу.

Основні сигнальні функції АФК асоціюють із дією пероксиду водню, який визнаний вторинним месенджером [1]. Тривалість життя молекули Н2О2 становить понад 1 хв, вони здатні поширюватися в клітинах на значні відстані. Це пов'язано з їхньою відносно невисокою реакційною здатністю та можливістю проникнення крізь мембрани через відсутність заряду [1]. Крім того, є докази полегшеної дифузії Н2О2 за допомогою білків аквапоринів [95, 96].

Експериментально доведено можливість індукування синтезу сірководню в клітинах рослин під дією пероксиду водню. Так, обробка насіння ятрофи (Jatropha curcas) пероксидом водню, що активує його проростання, підвищувала в проростках активність Х-цистеїнде- сульфгідрази і вміст сірководню [97]. У рослин арабідопсису також посилювалась експресія Z/D-цистеїндесульфгідраз у відповідь на обробку пероксидом водню [16]. У мутантів atrbohD, atrbohF, atrbohD/F на відміну від рослин дикого типу посилення утворення сірководню в умовах посухи не виявлено, що вказує на роль АФК, генерованих за участю НАДФН-оксидази, в активації стрес-індукованого синтезу H2S [98]. За дії сольового стресу в рослинах бобів підвищувався вміст як сірководню, так і пероксиду водню. При цьому антагоністи H2S не впливали на збільшення кількості пероксиду водню [99]. Автори вважають, що сірководень у сигнальному ланцюгу, індукованому сольовим стресом, розміщений нижче від H2O2.

Водночас, АФК, ймовірно, у багатьох випадках є посередниками в реалізації сигнальних процесів, у яких задіяний сірководень. Зокрема пероксид водню може бути посередником у реалізації сигнальних ефектів екзогенного сірководню. Так, спричинюване донором сірководню гідросульфідом натрію підвищення теплостійкості клітин колеоптилів пшениці, якому передувало транзиторне посилення генерування АФК, усувалось під дією антиоксидантів бутилгідроксито- луолу та диметилтіосечовини [46]. Інгібіторними методами встановлено, що екзогенний сірководень у клітинах колеоптилів пшениці спричинює залежне від НАДФН-оксидази посилення генерування клітинною поверхнею супероксидних аніон-радикалів і подальше їх перетворення на пероксид водню за допомогою супероксиддисмута- зи [100].

Ймовірно, що індукування НАДФН-оксидази -- це не єдиний механізм посилення накопичення пероксиду водню під впливом сірководню. Показано, що сірководень у досить високих концентраціях міститься в пероксисомах і, як уже зазначалося, може інгібувати локалізовану там каталазу, що призводить до збільшення у клітинах кількості H2O2 [79].

Ще однією причиною інтенсифікації утворення АФК у клітинах під дією сірководню може бути підвищення активності глюкозо-6- фосфатдегідрогенази [101]. сірководень молекула рослинний природа

Загалом є підстави вважати, що пероксид водню і сірководень перебувають у складній функціональній взаємодії, при цьому вони можуть посилювати синтез однин одного [19]. Водночас між сірководнем та АФК трапляються й антагоністичні відносини. Зокрема, у багатьох працях описано індукування антиоксидантної системи екзогенним сірководнем [50, 102]. У зв'язку з цим логічно припустити, що підвищення вмісту відновленого глутатіону, аскорбінової кислоти та активності низки антиоксидантних ферментів, спричинюване дією сірководню, має знижувати вміст АФК та призводити до модифікації АФК-сигналів [102].

Функціональна взаємодія сірководню та оксиду азоту. Оксид азоту вважають одним із найважливіших компонентів сигнальної мережі клітин рослин і тварин [103]. Дія NO на молекулярному рівні, як і ефекти H2S, пов'язана передусім з регуляцією стану та функціональної активності білків за допомогою ПТМ, які включають S-нітрозу- вання, нітрування за тирозином та нітрозилювання металів [17, 104, 105]. Вплив цих ПТМ на функціональну активність білка може бути позитивним, негативним чи нейтральним. Так чи інакше NO і H2S можуть конкурувати між собою за мішені -- специфічні залишки Cys.

Оксид азоту здатний змінювати стан тіолових груп S-нітрозуван- ням, а сірководень, як уже зазначалося, персульфідуванням [101]. Можливе також транс-персульфідування або транс-нітрозування тіолових груп [79]. Одним із прикладів білків, стан яких регулюється таким чином, є ключовий антиоксидантний фермент аскорбатперок- сидаза. Він може піддаватися як S-нітрозуванню, так і персульфіду- ванню [70]. При цьому, ймовірно, обидві модифікації підвищують стійкість ферменту до окиснювальних ушкоджень [106].

Ще одним механізмом взаємодії сірководню й оксиду азоту є їх вплив на синтез один одного. У низці досліджень повідомлялось, що фізіологічні ефекти сірководню можуть бути опосередковані оксидом азоту і навпаки. Так, позитивний вплив донора сірководню NaHS на солестійкість рослин люцерни та експресію генів антиоксидантних ферментів усувався скевенджером оксиду азоту PTIO (2-phenyl- 4,4,5,5-tetramethylimidazoline-1-oxyl-3-oxide) [57]. Підвищення стійкості проростків гороху до токсичної дії арсену в результаті обробки гідросульфідом натрію також опосередковане збільшенням вмісту оксиду азоту [15].

Індукування гідросульфідом натрію теплостійкості проростків пшениці супроводжувалося транзиторним зростанням вмісту пероксиду водню й оксиду азоту. При цьому скавенджер пероксиду водню диметилтіосечовина та інгібітор НАДФН-оксидази імідазол повністю усували вплив сірководню на вміст NO, а антагоністи оксиду азоту слабо впливали на вміст H2O2 [107]. Спричинюване донором сірководню збільшення вмісту NO в коренях проростків супроводжувалося підвищенням активності нітратредуктази, яке майже повністю усувалося її інгібітором вольфраматом натрію [107]. Очевидно, в сигнальному шляху сірководню, що індукує розвиток теплостійкості, оксид азоту міститься нижче від пероксиду водню.

Під впливом донора сірководню NaHS у рослин томату ослаблювались наслідки окиснювального стресу, спричинюваного дією високої (100 мМ) концентрації нітрату [108]. При цьому донор H2S зумовлював збільшення ендогенного вмісту NO в коренях, яке асоціювалося з підвищенням активності нітратредуктази, але не ферменту, подібного до NO-синтази тварин [108]. Донор сірководню NaHS у концентраціях, що підвищують стійкість бермудської трави до токсичної дії іонів кадмію, спричинював збільшення ендогенного вмісту оксиду азоту [37]. При цьому скавенджер NO PTIO частково нівелював позитивний вплив донора сірководню на активність антиоксидантних ферментів і стійкість рослин.

Автори праці [37] показали також, що ефект підвищення стійкості бермудської трави до дії іонів кадмію досягався й за обробки рослин донором оксиду азоту НПН. При цьому вміст ендогенного сірководню збільшувався, а інгібітори його синтезу повністю нівелювали позитивну дію донора NO на стійкість рослин до токсичної дії кадмію. Автори вважають, що оксид азоту та сірководень задіяні в реалізації фізіологічних ефектів один одного [37]. При цьому для адаптації рослин до важких металів може бути важливою здатність оксиду азоту індукувати синтез сірководню, що залучається в процес підтримання редокс-гомеостазу, а також може зв'язувати токсичні іони [15]. У цілому ж сірководень та оксид азоту, ймовірно, можуть індукувати синтез один одного і відповідно розміщуватися в сигнальних ланцюгах у різній послідовності.

Ще одним механізмом функціональної взаємодії сірководню та оксиду азоту є їх пряма хімічна взаємодія. Сірководень може реагувати з NO та пероксинітритом (ONOO-) [27, 109]. Наслідками таких реакцій будуть їхня взаємна нейтралізація та ослаблення сигналів, а також утворення нової сполуки нітрозотіолу, який сам може виявляти сигнальні властивості [110]. Слід зауважити, що конкретний внесок зазначених ефектів у сигнальні процеси в рослинних клітинах поки що досліджений дуже слабко.

Зв'язок сірководню з виявом фізіологічних ефектів фітогормонів. За даними транскриптоміки, сірководень як сигнальний посередник може бути задіяний у трансдукції сигналів практично всіх класів фітогормонів: ауксину, цитокінінів, гіберелінів, етилену, а також ключових стресових фітогормонів -- абсцизової, саліцилової та жас- монової кислот [14]. Крім того, H2S задіяний у регуляції синтезу низки фітогормонів [111].

Абсцизова кислота. Отримано експериментальні дані, що підтвердили роль АБК у синтезі сірководню. Екзогенна АБК підвищувала вміст сірководню в рослинах арабідопсису [16]. Мутанти арабідопсису за синтезом АБК відрізнялися зниженим ендогенним вмістом сірководню й низькою посухостійкістю [112]. Виявлено також роль сірководню як посередника в реалізації ефектів АБК. Антагоністи сірководню ослаблювали позитивний вплив екзогенної АБК на функціонування аскорбат-глутатіонового циклу в проростках пшениці під час осмотичного стресу [113].

Жасмонова кислота. Обробка рослин арабідопсису донором сірководню посилювала експресію генів синтезу жасмонової кислоти за дії стресу затоплення [111]. Під впливом H2S посилювалась експресія генів, що беруть участь у трансдукції жасмонатного сигналу, зокрема MYC2. Фумігація рослин проса сірководнем підвищувала вміст метилжасмонату та індукувала при цьому їхню стійкість до токсичної дії кадмію [114]. На роль сірководню в індукуванні синтезу жасмонової кислоти вказують також дані, отримані методами біоінформатики, згідно з якими половина білків, пов'язаних із біосинтезом жасмонату, персульфідована [115].

Водночас сірководень може відігравати роль посередника у реалізації фізіологічних ефектів жасмонату. Обробка жасмоновою кислотою рослин арабідопсису підвищувала активність L- і ^-цистеїнде- сульфгідраз та вміст сірководню, а також активність антиоксидантних ферментів -- аскорбатпероксидази, глутатіонредуктази, дегідроаскор- батредуктази, монодегідроаскорбатредуктази і ферментів синтезу глу- татіону. Скавенджер сірководню гіпотаурин усував позитивний вплив жасмонату на стан антиоксидантної системи рослин, не виявлявся він і в мутанта, дефектного за геном L-цистеїндесульфгідрази (led) зі зниженим вмістом сірководню [51]. Отже, H2S відіграє роль посередника у процесі активації антиоксидантної системи під дією жасмоно- вої кислоти. У свою чергу, вплив H2S на редокс-стан аскорбату, ймовірно, пов'язаний із жасмонат-індукованим фосфорилюванням MAP-кінази MEK 1/2. Показано, що скавенджер сірководню гіпотаурин усував жасмонатзалежне фосфорилювання MEK 1/2 і вплив жасмонової кислоти на редокс-стан аскорбату [116].

Обробка рослин проса метилжасмонатом зумовлювала збільшення ендогенного вмісту сірководню [114]. За його впливу підвищувалася стійкість рослин до окиснювального стресу, спричинюваного дією кадмію. Антагоніст H2S гідроксиламін ослаблював захисну дію метилжасмонату.

Сірководень бере участь і в продихових ефектах жасмонатів. Відомо, що жасмонова кислота негативно регулює розвиток про- дихів. Посередником у цьому ефекті є сірководень. Показано, що скавенджер H2S гіпотаурин усував індуковану жасмоновою кислотою репресію розвитку продихів епідермісу арабідопсису дикого типу [11]. У мутантів, дефіцитних за L-цистеїндесульфгідразою (led), виявлено збільшену кількість продихів на одиницю площі листка.

Вплив жасмонової кислоти на розмір продихової апертури також опосередкований сірководнем, утворення якого залежить від АФК. Установлено, що обробка епідермісу Vicia faba жасмоновою кислотою спричинювала накопичення в замикальних клітинах пероксиду водню, сірководню і закривання продихів [118]. Інгібітори НАДФН- оксидази дифеніленіодоніум та пероксидази саліцилгідроксамова кислота запобігали підвищенню вмісту як пероксиду водню, так і сірководню в клітинах, усували вплив жасмонату на величину продихової апертури. Спричинюваний жасмоновою кислотою ефект закривання продихів також усувався дією інгібіторів L-цистеїндесульф- гідрази пірувату калію та гідроксиламіну [118]. Автори дійшли висновку, що H2S, який генерується L-/^-цистеїндесульфгідразами, може бути посередником, розміщеним після H2O2 у сигнальному каскаді при жасмонатіндукованому закриванні продихів у V. faba.

Саліцилова кислота. Li та співавт. у праці [119] показали, що індукування теплостійкості проростків кукурудзи екзогенною саліциловою кислотою супроводжувалося підвищенням вмісту сірководню у пагонах. На проростках кукурудзи продемонстровано також синергічний ефект активації антиоксидантної системи за сумісної дії саліцилату й донора сірководню NaHS [120]. Ми експериментально виявили, що за впливу саліцилової кислоти індукуванню активності антиоксидантних ферментів у коренях проростків пшениці передувало підвищення ендогенного вмісту сірководню [121]. При цьому обробка інгібіторами L-цистеїндесульфгідрази заважала активації антиоксидантної системи та розвитку теплостійкості проростків під впливом саліцилової кислоти. Це підтверджує роль H2S як посередника в реалізації стрес-протекторних ефектів саліцилової кислоти.

Дія низьких температур на проростки огірка спричинювала транзиторне підвищення вмісту саліцилової кислоти [122]. За їх обробки саліциловою кислотою посилювалось накопичення транс- криптів L- і ^-цистеїндесульфгідраз, підвищувались активність цих ферментів і генерування сірководню, тоді як обробка донором H2S гідросульфідом натрію не впливала на вміст саліцилової кислоти. Екзогенний вплив саліцилової кислоти та NaHS пом'якшував вияв окиснювального стресу, спричинюваного дією низьких температур. При цьому ефекти саліцилату не виявлялися за навності скавендже- ра сірководню гіпотаурину, а інгібітор синтезу саліцилової кислоти паклобутразол не впливав на стрес-протекторну дію донора H2S [122]. Автори дійшли висновку, що в сигнальному ланцюгу, який індукує розвиток холодостійкості огірка, сірководень розміщений нижче від саліцилової кислоти.

Ефект індукування саліцилатом стійкості рослин перцю до осмотичного стресу також виявився залежним від сірководню [123]. За обробки рослин саліциловою кислотою у них підвищувались вміст сірководню, активність ферментів аскорбат-глутатіонового циклу та відносний вміст води у листках. Ці ефекти саліцилату не виявлялися за наявності скавенджера сірководню гіпотаурину, але посилювалися за одночасної обробки рослин NaHS і саліциловою кислотою.

Підсумки. Сірководень посідає центральне місце в мережі стресового сигналінгу рослин. Ефект підвищення вмісту сірководню в клітинах рослин зареєстрований у відповідь на дію стресорів різної природи, а також стресових фітогормонів і сигнальних посередників. У багатьох дослідженнях виявлено посилення експресії генів і підвищення активності ключового ферменту синтезу H2S L-цистеїндесульфгідрази. Проте роль інших (мінорних) шляхів синтезу сірководню у сигнальних процесах і формуванні адаптивних реакцій рослин вивчена дуже слабко.

Недостатньо дослідженими залишаються і зав'язки сірководню з іншими компонентами стресового сигналінгу. Механізми фізіологічних ефектів сірководню дуже різноманітні, вони стосуються функціонування практично всієї сигнальної мережі, що ускладнює їх вивчення. Особливо цікавими є ефекти взаємодії H2S з NO та АФК, які можуть включати хімічну взаємодію, конкуренцію за спільні мішені і вплив на синтез один одного. Останніми роками вдалося встановити окремі аспекти таких зв'язків. Зокрема, є підстави вважати, що для реалізації сигнальних ефектів сірководню важливим є попереднє зростання вмісту АФК у клітинах, що спричинює перетворення окремих тіолових груп білків на сульфенові, які є найімовірнішими мішенями дії сірководню. Взаємодія сірководню з білками може мати як сигнальне, так і протекторне значення, оскільки персульфідування тіолових груп запобігає необоротному окисненню. У зв'язку з цим посилення персульфідування білків можна вважати адаптивним процесом.

Сірководень також тісно функціонально взаємодіє з оксидом азоту. Цей процес реалізується насамперед унаслідок конкуренції за тіолові групи, що є мішенями для S-нітрозування і персульфідуван- ня. Переважання процесів персульфідування чи S-нітрозування, ймовірно, залежить від локальних концентрацій відповідних газо- трансмітерів у клітинах, окиснювально-відновного потенціалу та інших чинників. Водночас клітинна регуляція цих процесів залишається малодослідженою. Важливим елементом функціонування сигнальних систем є також вплив сірководню й оксиду азоту на синтез один одного. Проте механізми регуляції такого впливу теж поки що малодосліджені.

Разом з іншими посередниками (АФК, іони кальцію, оксид азоту) сірководень задіяний у трансдукції сигналів багатьох фітогор- монів, у тому числі ключових гормонів стресу -- АБК, жасмонатів, саліцилової кислоти.

Екзогенний сірководень посилює функціонування основних протекторних систем рослин -- антиоксидантної, осмопротекторної, шаперонної, а також може індукувати синтез деяких стресових фіто- гормонів. У зв'язку з цим донори сірководню, особливо ті, що розкладаються повільно (наприклад, GYY4137), можна розглядати як індуктори комплексної стійкості рослин до стресових чинників різної природи, перспективні для практичного використання.

References

1. Tkachuk, V.A., Tyurin-Kuzmin, P.A., Belousov, V.V. & Vorotnikov, A.V. (2012). Hydrogen peroxide as a new second messenger. Biol. Membrany, 29 (1-2), pp. 21-37 [in Russian].

2. Scott, J.D. & Pawson, T. (2009). Cell signaling in space and time: where proteins come together and when they're apart. Science, 326, pp. 1220-1224.

3. Belousov, V.V., Mishina, N.M., & Enikolopov, G.N. (2013). Compartmentalization of ROS-mediated signal transduction. Russ. J. Bioorganic Chem., 39 (4), pp. 341-355.

4. Zhu, J.K. (2016). Abiotic stress signaling and responses in plants. Cell, 167, pp. 313-324.

5. Carmi-Levy, I., Yannay-Cohen, N., Kay, G., Razin, E. & Nechushtan, H. (2008). Diadenosine tetraphosphate hydrolase is part of the transcriptional regulation network in immunologically activated mast cells. Mol. Cell. Biol., 28, pp. 5777-5784.

6. Kolupaev, Yu.E., Karpets, Yu.V. & Dmitriev, A.P. (2015). Signal mediators in plants in response to abiotic stress: Calcium, reactive oxygen and nitrogen species. Cytol. Genet., 49 (5), pp. 338-348.

7. He, H. & He, L. (2014). The role of carbon monoxide signaling in the responses of plants to abiotic stresses. Nitric Oxide, 42, pp. 40-43

8. Wang, M. & Liao, W. (2016). Carbon monoxide as a signaling molecule in plants. Front Plant Sci., 7, p. 572.

9. Kolupaev, Yu.E., Karpets, Yu.V., Beschasniy, S.P. & Dmitriev, A.P. (2019). Gasotransmitters and their role in adaptive reactions of plant cells. Cytol. Genet., 53 (5), pp. 392-406.

10. Yao, Y., Yang Y., Li, C., Huang, D., Zhang, J., Wang, C., Li, W., Wang, N., Deng, Y.

11. & Liao, W. (2019). Research progress on the functions of gasotransmitters in plant responses to abiotic stresses. Plants (Basel), 8 (12), p. 605.

12. Karle, S.B., Guru, A., Dwivedi, P. &-Kumar, K. (2021). Insights into the role of gaso- transmitters mediating salt stress responses in plants. J. Plant Growth Regul., 40 (6), pp. 1-17.

13. Zhang, H., Hu, S.L., Zhang, Z.J., Hu, L.Y., Jiang, C.X., Wei, Z.J., Liu, J., Wang, H.L.

14. & Jiang, S.T. (2011). Hydrogen sulfide acts as a regulator of flower senescence in plants. Postharv. Biol Technol., 60 (3), pp. 251-257.

15. Li, Z.G., Min, X. & Zhou, Z.H. (2016). Hydrogen sulfide: A signal molecule in plant cross-adaptation. Front. Plant Sci., 7, p. 1621.

16. Li, H., Li, M., Wei, X., Zhang, X., Xue, R., Zhao, Y. & Zhao, H. (2017). Transcriptome analysis of drought-responsive genes regulated by hydrogen sulfide in wheat (Triticum aestivum L.) leaves. Mol. Genet. Genom., 292 (5), pp. 1091-1110.

17. Singh, R., Parihar, P. & Prasad, S.M. (2020). Interplay of calcium and nitric oxide in improvement of growth and arsenic-induced toxicity in mustard seedlings. Sci. Rep., 10, p. 6900.

18. Shi, H., Ye, T., Han, N., Bian, H., Liu, X. & Chan, Z. (2015). Hydrogen sulfide regulates abiotic stress tolerance and biotic stress resistance in Arabidopsis. J. Integr. Plant Biol., 57 (7), pp. 628-640

19. Pandey, A.K. & Gautam, A. (2020). Stress responsive gene regulation in relation to hydrogen sulfide in plants under abiotic stress. Physiol. Plant., 168, pp. 511-525.

20. Sukmansky, O.I. & Reutov, V.P. (2016). Gasotransmitters: Physiological role and involvement in the pathogenesis of the diseases. Uspekhi Fiziol. Nauk, 47 (3), pp. 30-58 [in Russian].

21. Karpets, Yu.V., Kolupaev, Yu.E. & Shkliarevskyi, M.A. (2021). Functional interaction of hydrogen sulfide with nitric oxide, calcium, and reactive oxygen species under abiotic stress in plants. In Khan, M.N. et al. (eds.). Hydrogen Sulfide and Plant Acclimation to Abiotic Stresses (pp. 31-58). Switzerland: Springer Nature.

22. Romero, L.C., Garraa, I. & Gotor, C. (2013). L-cysteine desulfhydrase 1 modulates the generation of the signaling molecule sulfide in plant cytosol. Plant Signal Behav., 8 (5), pp. 4621-4634.

23. Li, Z.G. (2013). Hydrogen sulfide: a multifunctional gaseous molecule in plants. Russ. J. Plant Physiol., 60 (6), pp. 733-740.

24. Riemenschneider, A., Wegele, R., Schmidt, A. & Papenbrock, J. (2005). Isolation and characterization of a D-cysteine desulfhydrase protein from Arabidopsis thaliana. FEBS J., 272 (5), pp. 1291-1304.

25. Guo, H., Xiao, T., Zhou, H., Xie, Y. & Shen, W. (2016). Hydrogen sulfide: a versatile regulator of environmental stress in plants. Acta Physiol. Plant., 38, p. 16.

26. Li, Z.G., Yang, S.Z., Long, W.B., Yang, G.X. & Shen, Z.Z. (2013). Hydrogen sulfide may be a novel downstream signal molecule in nitric oxide-induced heat tolerance of maize (Zea mays L.) seedlings. Plant Cell Environ., 36 (8), pp. 1564-1572.

27. Li, Z.G. (2015). Analysis of some enzymes activities of hydrogen sulfide metabolism in plants. Methods Enzymol., 555, pp. 253-269.

28. Zhang, H. (2016). Hydrogen sulfide in plant biology. In Lamattina, L., Garcia-Mata, C. (eds.). Signaling and Communication in Plants. Vol. Gasotransmitters in Plants. The Rise of a New Paradigm in Cell Signaling. Switzerland: Springer (pp. 23-51).

29. Lisjak, M., Teklic, T., Wilson, I.D., Whiteman, M. & Hancock, J.T. (2013). Hydrogen sulfide: environmental factor or signalling molecule? Plant Cell Environ., 36 (9), pp. 16071616.

30. Ali, S., Anjum, M.A., Nawaz, A., Naz, S., Sardar, H. & Hasan, M.U. (2021). Hydrogen sulfide regulates temperature stress in plants. In Hydrogen Sulfide in Plant Biology. Elsevier Inc. (pp. 1-24).

31. Oz, M.T. & Eyidogan, F. (2021). Hydrogen sulfide: a road ahead for abiotic stress tolerance in plants. In Khan, M.N. et al. (eds.). Hydrogen Sulfide and Plant Acclimation to Abiotic Stresses (pp. 13-28).

32. Li, H., Li, X., Liu, S., Zhu, X., Song, F. & Liu, F. (2020). Induction of cross tolerance by cold priming and acclimation in plants. Physiological, biochemical and molecular mechanisms. In Hossain, M.A. et al. (eds.). Priming-Mediated Stress and Cross-Stress Tolerance in Crop Plants, Academic Press (pp. 183-202).