Механизмы приобретения и потери генетической информации бактериальными геномами

Следовательно, различные генетические механизмы смены антигенов представляют собой программы геномных перестроек, которые детерминированы полинуклеотидными последовательностями генома микроорганизма. Сказанное, на мой взгляд, соответствует концепции Линн Капорале, которая говорит о том, что геномы эволюционируют в направлении совершенствования способности к эволюции, в направлении готовности к предстоящим переменам условий существования [см. 29, 30].

Ранее говорилось о том, что одним из доминирующих механизмов внедрения участков генетического материала в ДНК-мишень является интеграция в сайты, находящиеся в генах тРНК и тмРНК. Как уже говорилось, гены тРНК имеют три сайта интеграции, два из которых симметричны, а один -- нет. Интегразы, связывающиеся с этими сайтами, строго специфичны, т.е. взаимодействуют либо с симметричными, либо с не симметричными сайтами [82, 115]. Следовательно, установлению этой строгой специфичности должна была предшествовать коэволюция генов тРНК и генов интеграз. (Это, в принципе, относится к любой системе ДНК-белкового взаимодействия). Трудно себе представить, что было предметом фенотипического отбора на этапах координированной эволюции генов, кодирующих ферменты, и последовательностей-мишеней этих ферментов. Интересно, что во многих случаях гены интеграз и сайты интеграции сцеплены, что тоже не может быть случайностью [119, 53]. Конечным результатом такой коэволюции является образование координированной системы интеграции (или транспозиции) сегментов ДНК в определённый сайт генома. Данный конечный результат не может быть объектом фенотипического отбора, так как неизвестно, какой именно фенотипический признак привнесёт с собой наследуемый сегмент ДНК и «принесёт» ли он какой-нибудь признак вообще. Предположение, что такая система создавалась «на всякий случай», несостоятельно, так как фенотипический отбор не обладает даром предвидения. Это справедливо и для сохранения в геноме сотен молчащих генов VSG у трипаносом, которые, однако, могут понадобиться, и для других подобных случаев. Единственная возможность сохранить в представлении об эволюции таких двух (и более) компонентных систем роль фенотипического отбора состоит в следующем. Можно предположить, что при первом акте объединения в одном геноме гена, кодирующего интегразу или транспозазу, и нуклеотидной последовательности-мишени, которую этот фермент способен узнать, произошло успешное «срабатывание» новой системы, при котором в сайт-мишень интегрировался фенотипически значимый ген, то есть ген, придавший клетке селективное преимущество. В этом случае за счёт естественного отбора был отобран привнесённый ген. Но так как клон, его содержащий, уже имел новую систему ДНК-белкового взаимодействия, обеспечивающую интеграцию новых сегментов ДНК в новый сайт, то и она могла быть косвенным образом отобрана. Десять лет назад для того, чтобы распространить роль фенотипического отбора на косвенный отбор неселектируемых признаков (на самом деле, цитируемая работа относилась к отбору так называемых эволюционных генов, например, генов-мутаторов) такой отбор был назван отбором второго порядка [110, 16]. Значит, чтобы сохранить за фенотипическим отбором возможную роль в возникновении систем интегративной рекомбинации, нужно предположить, что в каждом из случаев возникновения таких систем одна из первых «сборок» их компонентов сопровождалась транспозицией или интеграцией, привносящими селективное преимущество. Теоретически это, наверное, возможно. Однако об этом мы ничего не знаем.

Пн-выбор представляется более древним механизмом формирования генома, чем классический фенотипический отбор, так как должен был оперировать раньше, чем возникли полноценные клеточные формы жизни и, соответственно, селектируемые фенотипические признаки. Это более универсальный механизм, так как оперирует на нуклеотидных последовательностях независимо от наличия в них рамок считывания (генов).

III.1. Вклад Пн-выбора и фенотипического отбора в приобретение и потерю фенотипически значимых генов.

Рассмотрим роли фенотипического отбора и Пн-выбора при утрате и приобретении фенотипически значимых генов и фрагментов ДНК, не влияющих на фенотип. Под фенотипической значимостью гена подразумевается возможность селекции кодируемого им признака. В случае приобретения нового гена реципиентным геномом положительный результат (внедрение), независимо от фенотипической значимости привносимой информации, будет зависеть от наличия сайта интеграции для конкретного полинуклеотидного фрагмента (нового гена) и наличия ферментов, обеспечивающих этот тип интеграции. То есть в данном случае необходимым и достаточным является Пн-отбор. Фенотипический естественный отбор может служить только дополнительной гарантией стабильности унаследованного гена, пока существуют условия, в которых продукт гена значим для клетки. К подобному заключению относительно градации ролей Пн-отбора и естественного отбора пришли и другие авторы, работающие с растениями [20]. То есть, фенотипический отбор не является необходимым для наследования и сохранения в геноме генетического материала. Подтверждением этого является повсеместное присутствие в клетках самых разнообразных не кодирующих последовательностей.

Достаточно сказать, что псевдогены и не кодирующие повторы, хотя и в очень незначительном количестве, обнаружены даже в одном из самых маленьких из известных на настоящий момент геноме Nanoarchaeum equitans -- единственного паразита среди архей и единственного представителя нового царства наноархей. При этом геном N. equitans не только очень маленький, но и самый компактный (95% ДНК кодирует белки и стабильные РНК), в отличие от геномов бактериальных паразитов и эндосимбионтов, не претерпел редуктивной эволюции, а был сформирован в теперешнем виде изначально. Авторы, правда, полагают, что N. еquitans является, все-таки, производным какой-то более древней археи. (It has a highly compact genome with few pseudogenes or long regions of noncoding DNA. Consequently, we suggest that this microbe is a derived, but genomically stable parasite that diverged anciently from the archaeal lineage). [109].

(Здесь необходимо отметить, что только что была опубликована на данный момент сенсационная статья, в которой показано существование бактериального организма, геном которого значительно меньше, чем геномы всех (трёх) ранее известных «рекордсменов». Это эндосимбионт, живужий в цитрусовых псилидах -- насекомых, питающихся соком растений. Он назван Carsonella ruddii [71]. Геном этой бактерии состоит только из примерно 160 т.н.п. и содержит только 182 белок-кодирующих генов. Это очень близко к рассчитанному на компьютере минимальному размеру генома -- 113 т.н.п. Уместно напомнить, что геном человека состоит из 3 миллиардов н.п.)

Геномы, претерпевшие редуктивную эволюцию в значительном объёме, тоже содержат псевдогены. У B. aphidicola str. Bp из Baizongia pistaciae их 10, а это значит, что ненужные гены не были утрачены как не поддерживаемые отбором, а в течение миллионов лет сохранялись в предельно редуцированном геноме.

Наиболее яркие примеры наследования генов, которое трудно объяснить влиянием фенотипического отбора, то есть предоставлением селективного преимущества бактериям, унаследовавшим новый ген, предоставляет горизонтальный перенос.

1). Бактерии B. quintana, содержат горизонтально перенесенный ген yopP, кодирующий антифагоцитарный белок-эффектор иерсиний, и ген секреторного белка для гемолитического токсина азотфиксирующей почвенной бактерии Sinorhizobium meliloti. Ни тот, ни другой ген не могли быть селекционированы фенотипическим отбором, поскольку являются частями сложных генетических систем и сами по себе никакой функции выполнять не могут. Однако оба этих гена сцеплены с генами тРНК и, следовательно, внедрились в сайт интеграции тРНК [9].

2) Ген пролил-тРНК синтетазы M. leprae отличается от других генов тРНК синтетаз этой бактерии. Он происходит не от общего с M.tuberculosis предшественника, а скорее всего был перенесен из генома Borrelia burgdoferi [34].

3). Одноклеточные простейшие, -- патогенные для человека парабазилиды Trichomonas vaginalis -- получили гены прoлил-тРНК-синтетазы и аланил-тРНК-синтетазы от представителя иного царства (Nanoarchaeota) -- N. equitans [14].

4). Ещё один случай перемещения генетического материала между царствами: фрагмент генома бактерии Wolbachia встроился в X-хромосому жука Callosobruchus chinensis [72].

Указанные случаи, однако, легко объясняются на основе концепции Пн-отбора.

При потере гена складывается другая ситуация. Для удаления генетического материала из ДНК также необходим Пн-выбор. В данном случае он выражается в наличии фланкирующих удаляемый ген полинуклеотидных последовательностей, благоприятствующих исключению. Наиболее изученные случаи -- это наличие повторяющихся последовательностей, типа IS-элементов, на которых могут оперировать те или иные ферменты рекомбинации. Если гены сохраняются в геноме, это не означает автоматически, что они необходимы для клетки в данных условиях. Это означает, что в геноме нет условий для их утраты.

Так, показано, что потеря генов при редукции геномов происходит в два этапа. Сначала ген инактивируется за счёт мутации, а потом уже инактивированный ген (псевдоген) делетируется [10, 97, 48]. Период полураспада псевдогенов у Buchnera aphidicola составляет 24 миллиона лет. Полная элиминация псевдогена достигается за 40 -- 60 миллионов лет [48]. То есть, ненужная ДНК задерживается в геномах на десятки миллионов лет.

Среди патогенных бактерий, геном которых в наибольшей степени «пострадал» от редукции, выделяется M.leprae (Табл. 1). Несмотря на утрату значительной части, редуцированный геном M.leprae сохранил 1 115 псевдогенов -- намного больше, чем в геноме любого другого возбудителя и достаточно большое количество некодирующих повторов (Табл. 1, Рис. 7). Как в геноме Y.pestis, находящейся, видимо, в начальной стадии редуктивной эволюции, так и в геноме M.leprae, ушедшей по пути редукции генома дальше других возбудителей инфекций, IS-элементов намного больше, чем у их «не редуцированных» ближайших родственников (см. выше). Сохранение и «размножение» в геномах Y.pestis, B.pertussis, B.mallei, M.leprae, претерпевающих редукцию геномов, фенотипически не значимой ДНК (повторов различного типа, IS-элементов) также свидетельствует против утверждения, что «ненужный» генетический материал, не поддерживаемый отбором, утрачивается.

Рис. 7 - Количество псевдогенов в геномах различных бактерий.

Экспериментальных доказательств того, что удаление из генома нейтральной генетической информации сообщает клеткам селективное преимущество нет или они неизвестны автору. Однако существуют данные о том, что в результате потери генетического материала селективные преимущества не возникают [98].

Если условия Пн-выбора позволяют потерю ДНК за счёт делеции, наследование такой делеции в потомстве будет строго зависеть от того, насколько необходим утраченный признак для клетки в данных условиях существования. То есть, вероятность потери фенотипически не значимых участков генома будет определяться только Пн-выбором. В случае благоприятного для делеции полинуклеотидного окружения данного фенотипически не значимого сегмента ДНК, такой сегмент будет с высокой вероятностью делетирован. Если рассматриваемый сегмент ДНК содержит фенотипически значимую информацию, то гены, кодирующие необходимые на данный момент и в данных условиях признаки, сохранятся в потомстве. Это не значит, что делеций этих генов не происходит. Просто выживают бактерии, не претерпевшие делеций. Примером нестабильности, определяемой контекстом, может служить поведение одного из участков ДНК Y. pestis.

Рис. 8 - Pgm локус (102 тнп) Y. pestis KIM10, ограниченный прямыми повторами элемента IS100

В хромосоме иерсиний есть локус рgm (Рис. 8). Если все гены этого локуса полноценны, имеет место пигментация бактерий (Pgm+ -фенотип). Однако этот фенотип нестабилен и с большой частотой утрачивается [28]. Оказалось, что весь сегмент ДНК, размером 102 тнп, делетируется за счёт рекомбинации между прямыми повторами ограничивающих его элементов IS100 [43]. Частота таких делеций в recA+ штаммах достигает значения 10-3 [50]. То есть, такие делеции происходят всё время в каждой тысячной клетке популяции. В отличие от ситуации с псевдогенами B.aphidicola, удаление из геномной ДНК одного из её сегментов не требует не то, что десятков миллионов лет, а происходит постоянно. Следовательно, миллионолетняя задержка удаления псевдогенов имеет место тогда, когда для делеций нет условий. В случае с локусом рgm такие условия есть, -- это фланкирующие элементы IS100.

То есть, в случае потери фенотипически значимых генов для осуществления делеции важны условия Пн-выбора, а для сохранения популяции в условиях вероятности делеции, -- фенотипический (естественный) отбор. Сделанные выводы суммированы в Табл. 5.

Таблица 5 - Зависимость приобретения и потери фенотипически значимых генов и нейтральной генетической информации от полинуклеотидного отбора и фенотипического (естественного) отбора.

События Зависимость от отбора	Приобретение	Потеря
	Фенотипически значимые	Нейтральные	Фенотипически значимые	Нейтральные
Пн-отбор	+	+	+	+
Фенотипический отбор	-	-	+	-

Из сказанного следует, что генетический материал наследуется извне или удаляется из генома, если для этого есть возможность, определяемая структурой самого генома. Унаследованный ген стабилен, если геном не предоставляет ему условий для делеции. Роль фенотипического (естественного) отбора в этой системе равна нулю. Это означает, что первичные этапы любых изменений геномов и как следствие -- выбор пути эволюции геномов (компактизация или накопление) определяются особенностями структуры самих геномов. Структура геномов формируется благодаря предшествующему Пн-выбору. Фенотипический (естественный) отбор оперирует на следующем этапе и его объектом может быть часть тех изменений генома, которые были разрешены его структурой.

IV. Выбор пути эволюции генома. Гипотеза пульсации генома.

В свете представлений о Пн-выборе редукция геномов может рассматриваться следующим образом. Геномы, структура которых благоприятствует утрате генетического материала, подвергаются редукции и постепенно утрачивают степени свободы своего (своих носителей) существования. Например, у Buchnera aphidicola на определённом этапе эволюции были утрачены все гены, за исключением тех, которые позволяли этим бактериям существовать в организмах растительных тлей. Соответственно, бушнерa остались в тлях. Более того, они утратили ген recA, что ограничило возможности дальнейших перемен в их геномах только событиями незаконной рекомбинации.

Такой путь уготован далеко не всем эндосимбионтам. В частности, бактерии Wolbachia, видимо, не имели такой жесткой программы редукции, как бушнера и, будучи эндосимбионтами-паразитами, остались способными инфицировать самых разнообразных хозяев: муравьёв, жуков, плодовых мушек, пауков (в качестве паразитов) и даже нематод (в качестве симбионтов). Более того, они сохранили способность к рекомбинации и активно её используют, -- их геномы участвуют в частых актах межгенных обменов и горизонтального переноса [17, 112, 113, 83].

У каждого вида бактерий существует своя собственная программа развития генома. Так, из почвенной бактерии общего предшественника образовались виды B. mallei -- возбудитель сапа, B. pseudomallei -- возбудитель мелиоидоза, и B. thailandensis -- непатогенный сапрофит, геномы которых, сохраняя родство, существенно отличаются и по набору генов, и по направлению развития.

В том случае, когда эволюция генома идёт по пути редукции среди геномных перестроек преобладают делеции. Делеции -- это события, которые могут привести не только к утрате генов. Они приводят к тем же последствиям, что и транслокации и инверсии, то есть к изменению нуклеотидных последовательностей и, следовательно, имеют такой же эволюционный потенциал. Потеря сегментов ДНК при компактизации геномов -- это делетирование. Следовательно, компактизация генома, изменяя его нуклеотидные последовательности, может изменить вероятность последующих перестроек, в том числе интеграции сегментов ДНК в сайты, возникшие вследствие делетирования. При этом, нас интересуют случаи увеличения такой вероятности. Коль скоро, на месте делетируемых нуклеотидных последовательностей возникают новые нуклеотидные последовательности, то в случае формирования эффективного сайта интеграции, в этот сайт будут внедряться сегменты ДНК (блочные модули), отличающиеся от делетированных. Тогда компактизация генома сама по себе может не только создавать условия для последующей экспансии, но и обеспечивать поглощение геномом качественно новой информации. Отсюда следует, что программа генетических изменений генома изменяется в ходе осуществления этих изменений и определяется уже произошедшими генетическими перестройками.

Можно предположить, что после достижения минимального размера генома, совместимого с условиями существования, часть популяции вида, может начать новый цикл захвата генетического материала. Этому может способствовать и мутационный процесс. Показано, что редукция геномов приводит к увеличению частоты точковых замен пар оснований ДНК [67, 116, 52], что возможно, в значительной степени связано с утратой редактирующих и других компонентов репаративных систем на ранних стадиях редукции [8, 35]. Высокая частота замен должна увеличить вероятность образования сайтов интеграции вновь привнесённых фрагментов ДНК в геном.

Если такой процесс может иметь место, то пульсация геномов представляется одним из возможных механизмов эволюции.

Гипотеза пульсации геномов в общих терминах и формально противоречит так называемому «закону Долло», который утверждает, что «эволюция прерывиста, необратима и ограниченна» [39], но вполне согласуется со взглядами Соболева, краеугольным камнем теории которого является обратимость процесса эволюции [5]. В рамках концепции пульсации генома фаза редукции представляется следующим образом. В геноме произошло такое распределение горячих точек рекомбинации (IS-элементы, профаги, повторяющиеся последовательности), которое благоприятствует утрате генетического материала. Если возникающие делеции затрагивают гены, необходимые для жизни в окружающей среде, фракция популяции данного обладателя редуцирующегося генома гибнет. Выживает та фракция популяции, которая оказывается в более благоприятных условиях, в которых делетированные гены не требуются. В этих условиях процесс компактизации может продолжаться до тех пор, пока объём и содержание генома будут совместимы с жизнью его обладателя. То есть, компактизация (делеции) начинается не тогда, когда бактерии попали в организм теплокровного, а тогда, когда для компактизации создались условия в геноме. В эукариотическом организме этот процесс будет успешно продолжаться без таких потерь выживаемости, какие могут быть в иных, менее благоприятных условиях.

Совершенно очевидно, что «пульсация геномов» -- механизм достаточно медленный даже по геологическим мерам времени и поэтому применимый только для эволюции геномов, скорость размножения носителей которых сравнима с таковой у бактерий.

Если редукция геномов не ведёт в тупик, то в реально существующих редуцированных геномах должны происходить изменения, отличные от редукционных, т.е. от делеций. Такие изменения удается зарегистрировать. Например, среди патогенных бактерий значительной редукции подвергся генов M. leprae. При этом установлено, что пролил-тРНК синтетаза, кодируемая геном proS, в отличие от других тРНК синтетаз, не гомологична одноимённому ферменту M.tuberculosis, а более всего близка с ферментом Borrelia burgdoferi и эукариотов (дрозофилы, человека и дрожжей) (Рис. 9). Предполагается, что M. leprae получила ген proS от B.burgdoferi, которая в свою очередь, унаследовала его от человека. Ген proS расположен в геноме M. leprae в ином месте и инвертирован по сравнению с положением proS в геноме M.tuberculosis [34] (Рис. 9). То есть редукция генома в данном случае не была препятствием для наследования гена за счёт горизонтального переноса.

Рис. 9 - Позиции гена proS в хромосомах Micobacterium leprae (верх) и Micobacterium tuberculosis (низ)

геном рекомбинация редукция

Наряду с M. genitalium обладателем очень маленького бактериального генома является B. aphidicola -- эндосимбионт растительных тлей. Сравнивая полные нуклеотидные последовательности геномов двух клонов B. aphidicola Bap и Bsg, выделенных из различных видов афид (Acyrthosiphon pisum и Schizaphis graminum -- принадлежат подсемейству Aphidinae, но различным трибам: Macrosiphini, и Aphidini, соответственно), авторы обнаружили, что за огромный срок (десятки миллионов лет) в геномах не произошло никаких изменений: транспозиций, дупликаций или приобретений извне, -- найдено лишь несколько потерь. Это состояние бушнера было названо геномным застоем [100].

С учётом данных, полученных с другими штаммами бушнера картину процесса, названного «50-ти миллионолетним геномным застоем» [100] можно кратко суммировать следующим образом. Предшественник B. aphidicola содержал криптическую плазмиду IncFII группы несовместимости c геном repA (Рис. 10). В его хромосоме находился лейциновый оперон. До или после установления симбиотических отношений с афидами лейциновый оперон претерпел транслокацию в плазмидный геном. Образовались лейциновые плазмиды, порядок и количество генов в которых со временем менялись и оказались различными в плазмидах разных штаммов. После этого, вероятно, происходила обратная транслокация лейциновых генов из плазмид в хромосомы некоторых штаммов. Различная локализация leu-генов в хромосомах разных штаммов B. aphidicola связана либо с геномными перестройками хромосом, либо с событиями обратной транслокации из плазмид. Более вероятно, что транслокация в криптическую плазмиду произошла ещё в общем предшественнике бушнера, а затем, возможно, уже после дивергенции афид и, следовательно, после установления симбиотических отношений с бушнера, то есть в ходе их совместной эволюции имели место события обратной транслокации генов в хромосомные сайты.

Рис. 10 - Интеграция и эксцизия плазмид Buchnera aphidicola

При этом, по меньшей мере в одном из случаев (Buchnera sp. штамм PSY) установлено, что рекомбинация при реинтеграции в хромосому плазмиды, содержащей гены лейцинового оперона, произошла между двумя прямыми повторяющимися последовательностями, одна из которых находится между хромосомными генами rep и trxA, а другая -- между плазмидными генами leuD и leuA [94].

Каким-то образом ген ibp сначала попал в две из семи известных плазмид бушнера, а затем он переместился в хромосомы двух (из трёх сиквенированных) геномов бушнера, а в одном из штаммов в сайте его интеграции оказались гены триптофанового оперона. В некоторых штаммах бушнера образовались химерные pTrp/Leu плазмиды, а в некоторых плазмидах к гену repA добавился repA/C [46, 107] (Рис.11).

Рис. 11 - Структура плазмид Buchnera aphidicola

Перечисленные различия в локализации одних и тех же генов как в хромосомах, так и в плазмидах Buchnera sp могли возникнуть и в досимбиотический, и в постсимбиотический периоды эволюции эндосимбионтов. Однако вряд ли различия (если они существуют) в биохимии организмов тлей, принадлежащих разным семействам, могли определить различную локализацию генов в плазмидах и хромосомах бактерий бушнера. В пользу этого говорит также следующее наблюдение.

Эндосимбионт мухи це-це W. glossinidia и эндосимбионт тлей B. aphidicola призошли от общего с E.coli предшественника. Однако плазмида W. glossinidia pWig1 отличается от плазмид B. aphidicola. Она содержит 6 не родственных генов. Если бы все эти гены были метаболическими, то их присутствие в плазмиде можно было бы объяснить особенностями отбора со стороны хозяина (мухи це-це), а отличия от плазмид бушнер -- биохимическими отличиями мухи це-це от растительных тлей. Однако в плазмиде pWig1найдены гены, кодирующие белок теплового шока, (его кодирует ортолог гена ibp B. aphidicola BAp и B. aphidicola BSg), липопротеин TraT (устойчивость к нормальной сыворотке и поверхностное исключение WGpWb0003 [http://www.ncbi.nlm.nih.gov/entrez/query.fcgi?db=gene&cmd=Retrieve&dopt=full_report&list_uids=3112725]), белок-механосенсор (ген yggB и неизвестный гипотетический белок [8]. Видимо, различия генов плазмид у W. glossinidia и B. aphidicola имеют иные причины, нежели различные метаболические потребности мух. Скорее всего, перечисленные гены плазмиды pWig1 сохранились от общего предшественника и не были делетированы, несмотря на невостребованность их продуктов в условиях облигатного эндосимбиотизма.

Поскольку в ряде случаев зарегистрированы генетические различия у бактерий (Buchnera sp. BBp и BPs), живущих в одном и том же подсемействе тлей [95], очевидно то, что после установления симбиотизма происходили не только редуктивные изменения геномов бушнера, но и разнообразные обмены между хромосомой и плазмидой.

В чём причина транслокации генов лейцинового и триптофанового оперонов у предшественника B. aphidicola из хромосомы в плазмиды неизвестно. Сначала предполагалось, что эти события обусловлены селекцией признака суперпродукции лейцина и триптофана, необходимых для жизни афид. Однако оказалось, что хромосома B. aphidicola тоже мультикопийна [57]. Репликаторы плазмид бушнер относятся к классу несовместимости IncFII, и копийность плазмид может быть даже ниже, чем копийность хромосомы [81], что делает предположение о преимуществах плазмидной локализации генов биосинтеза лейцина и триптофана бессмысленным. То есть объяснение закрепления генов в плазмидах за счёт фенотипического отбора некорректно. С точки зрения фенотипического отбора непонятны также, причины обратной транслокации этих генов в хромосомы. Тем более, влиянием фенотипического отбора никак нельзя обьяснить различную хромосомную локализацию генов лейцинового оперона (4 разных сайта внедрения) в хромосомах различных штаммов B. aphidicola. Однако перечисленные факты свидетельствуют о рекомбинационных событиях, отличных от делеций и происходивших в максимально редуцированных геномах.

В дополнение к этим данным, получено одно очень важное свидетельство горизонтального постсимбиотического переноса генетического материала у B. aphidicola [108]. Было установлено, что ген repA1 из плазмиды pBPs1 B.aphidicola, выделенной из тлей Pemphigus spyrothecae, существенно отличается от всех известных repA1 последовательностей бушнера. На основе филогенетического анализа был сделан вывод о том, что ген repA1 попал в плазмиду за счёт горизонтального переноса. Поскольку этот вывод чрезвычайно важен и относится к единственному достоверному случаю постсимбиотического приобретения генетического материала бушнерами, авторы приводят определённые доказательства помимо традиционного филогенетического анализа. Так, плазмида pBPs1, в которой находится уникальный ген repA1, содержит ген ibp, происходящий из хромосомы и полностью филогенетически соответствующий Buchnera. Таким образом, плазмида pBPs1 является рекомбинантной и содержащей ген ibp хромосомного происхождения и горизонтально перенесённый ген repA1 неизвестного происхождения. У B. aphidicola, выделенной из P. spyrothecae, найдены триптофановые плазмиды, которые по свойствам репликона несколько отличаются от других плазмид B. aphidicola [107], но гены trp оперона, как и ген ibp плазмиды pBPs1, происходят из хромосомы Buchnera.

Источник гена repA1 B.aphidicola, выделенной из P. spyrothecae, остаётся неизвестным, но им могли быть вторичные эндосимбионты или свободноживущие бактерии. Итак, в организме, геном которого находится почти в низшей точке редукции, могут происходить как генетические перестройки, так и приобретение генов извне.

Коль скоро, ген recA в сиквенированных геномах B. aphidicola делетирован, объём рекомбинационных событий в этих геномах ограничен возможностями recA-независимой рекомбинации. То есть мы располагаем свидетельствами рекомбинационной активности генома B. aphidicola, количество которых занижено в результате потери гена recA. Это означает, что в рекомбинационно профицитных редуцированных геномах приобретение генетического материала тем более может иметь место. Последнее подтверждается особенностями генетического поведения бактерий Wolbachia. Эти бактерии взаимодействуют с инфицируемыми ими объектами в очень широких рамках отношений: от симбиотического мутуализма до строгого паразитизма. Геном различных изолятов бактерий Wolbachia содержит от 800 до 1200 генов, кодирующих белки, то есть на 300 -- 700 генов больше, чем бактерии B. aphidicola. Будучи эндосимбионтами (паразитами), они сохранили способность к рекомбинационному обмену, включая горизонтальный перенос, и соответственно, к разнообразным геномным перестройкам [17, 112, 83].

Приведенные данные говорят о возможности дальнейших эволюционных преобразований редуцированных геномов, то есть являются веским аргументом в пользу гипотезы «пульсации» геномов.



Заключение

Редукции подвержены не только геномы микроорганизмов-паразитов -- возбудителей опасных инфекционных болезней и эндосимбионтов, но и геномы свободноживущих непатогенных бактерий, поэтому паразитизм или эндосимбиотизм не могут считаться единственной и главной причиной редуктивной эволюции.

Как удаление из ДНК сегментов генома, так и внедрение в геномы генетического материала за счёт горизонтального переноса определяется в первую очередь наличием или отсутствием молекулярных условий для осуществления этих событий. Реализация этих условий в данной работе названа полинуклеотидным (Пн)-выбором. Компонентами Пн-выбора являются:

1. наследуемый (или удаляемый из генома) полинуклеотидный фрагмент,

2. полинуклеотидная последовательность-мишень или сайт интеграции (делеции),

3. фермент(ы), осуществляющий (ие) рекомбинационный акт.

Выбор нового сегмента ДНК под влиянием свойств ДНК-мишени принципиально отличается от классического фенотипического отбора тем, что объектом его действия является не фенотипический признак, а последовательность нуклеотидов. Пн-выбор -- это отбор полинуклеотидов под влиянием полинуклеотидного контекста.

Наиболее вероятная последовательность эволюционно важных событий в геномах, приводящая к возможности приобретения генетического материала извне или его удаления из генома, представляется следующим образом. Сначала за счёт ошибок репликации (slipped strand mispairing) возникают близко расположенные короткие тандемные повторы, которые могут дуплицироваться и за счёт геномных перестроек распространяются по геному. Уже эти повторы могут генерировать делеции. Повторы могут служить сайтами интеграции для IS-элементов. IS-элементы и другие МГЭ также являются горячими точками для рекомбинаций, приводящих к делециям (прямая ориентация) или другим геномным перестройкам: инсерциям и инверсиям (инвертированные повторы). Инвертированные повторы составляют основу специализированных сайтов интеграции в составе интегронов и генов тРНК, куда внедряются генные кассеты и геномные острова из других геномов. Все перечисленные генетические элементы распределены в геномах неслучайно и в той или иной степени видоспецифично. Соответственно неслучайными и видоспецифичными являются геномные перестройки, стимулируемые повторами и различными МГЭ. Таким образом, структура генома направляет его эволюционное развитие.

Утрата генетического материала запрограммирована особенностями строения геномов, а не определена особенностями внешней среды, в которой находится носитель генома. Носитель генома находится в тех или иных условиях, потому что они соответствуют его возможностям, сформировавшимся после акта редукции.

Большинство актов внедрения в геном фрагментов генетического материала (из другого генома или из другого сайта этого же генома), независимо от наличия или отсутствия в привносимом материале фенотипически значимого гена(ов), происходит в строгой зависимости от реципиентной нуклеотидной последовательности. Унаследованный ген стабилен, если геном не предоставляет ему условий для делеции. Роль фенотипического (естественного) отбора в этой системе равна нулю. Это означает, что первичные этапы любых изменений геномов и как следствие -- выбор пути эволюции геномов (компактизация или накопление) определяются особенностями структуры самих геномов. Структура геномов формируется благодаря предшествующему Пн-выбору. Пн-выбор -- естественный процесс, который является этапом, предшествующим классическому дарвиновскому отбору. В этой связи естественный отбор представляется процессом, состоящим из двух этапов: 1) полинуклеотидного выбора и 2) фенотипического (дарвиновского) отбора.

Фенотипический отбор оперирует на следующем этапе и его объектом может быть часть тех изменений генома, которые были разрешены его структурой.

В частности выживаемость организма, претерпевшего делецию, всецело зависит от условий внешней среды, в которых оказался данный организм. Организм, в геноме которого произшла делеция жизненно важного для условий свободного существования генетического материала, выживет, если утраченный признак будет комплементирован за счёт хозяина в условиях паразитизма или симбиотизма.

Выдвигается гипотеза, согласно которой редукция геномов не исключает последующей фазы приобретения нового генетического материала («пульсация» геномов)

Представленные данные и их анализ показывают, что структура генома определяет вероятность и характер его перестроек, включая наследование горизонтально перенесённых генов, т.е. определяет вероятность появления новых вариантов генома. Отсюда, при каждом акте репликации геномной ДНК и делении клетки происходит наследование не только существующего генома, но и наследование вероятности появления пока ещё не существующих вариантов. При этом спектр, качество и вероятность таких новых реальностей изменяются в различной степени при каждом акте геномной перестройки.



Литература

1 Берг Л.С. // Труды по теории эволюции. Л. Наука, 1977.

2 Берг Л.С. // Номогенез, или эволюция на основе закономерностей. Тр. географ. ин-та, Гос. изд.-во Петроград 1, 1922.

3 Любищев А.А. // Проблемы формы систематики и эволюции организмов. Москва. Наука, 1982.

4 Смирнов Г.Б. // ВНИИМИ, Медицина и здравоохранение, сер. Эпидемиология, вирусология и инфекционные заболевания, Выпуск 3. Москва, 1988, с.1.

5 Соболев Д.Н. // Начала исторической биогенетики. Киев. Гос.издат. Украины, 1924.

6 Филипченко Ю.А. // Эволюционная идея в биологии. Москва, Наука, 1977, с.205.

7 Achaz G., Rocha E. P. C., Netter P., and Coissac E.//Nucleic Acids Research, 2002, V. 30, P. 2987.

8 Akman L.A., Yamashita H., Watanabe K., Oshima T., Shiba M., and Aksoy S. // Nat. Genet. 2002, V. 32, P. 402.

9 Alsmark C.M., Frank A.C., Karlberg E.O., Legault B.A., Ardel D.H. Canback l, B., Eriksson A.S., Naslund A.K. , Handley S.A., Huvet M., La Scola B., Holmberg M., and Andersson S.G. // Proc Natl Acad Sci U S A. 2004 V. 101(26), P. 9716.

10 Andersson J.O. and Andersson S. G. // Mol. Biol. Evol. 1999, V. 16, P.1178.

11 Andersson J.O. and Andersson S.G.E. // Mol. Biol. Evol. 2001, V.18, P. 829.

12 Andersson S.G.E. and Kurland C.G. // APMIS 1998, Suppl. 84, P.5.

13 Andersson, J.O. and Andersson, S.G. E. // Curr. Op. Gen. Dev.1999, V. 9, P. 664.

14 Andersson, J.O., Sarchfield S.W., and Roger A.J. // Molecular Biology and Evolution 2005, V. 22, №1, P. 85.

15 Aras R.A., Kang J., Tschumi A I., Harasaki Y., and Blaser M.J. // Proc Natl Acad Sci USA 2003, V. 100, P.13579.

16 Arber W. //Ann N Y Acad Sci. 1999, V. 18, № 870, P. 36.

17 Baldo L., Bordenstein S., Wernegreen J.J., and Werren J.H. // Molecular Biology and Evolution 2006, V. 23, №2, P. 437.

18 Barbour A.G. and Restrepo B.I. // Emerging Infectious Diseases 2000, V. 6, P. 5.

19 Barke A and Manning P.A. // Microbiology 1997, V. 143, P. 1805.

20 Bennetzen J., Ma J., and Devos K.M. // Annals of Botany 2005, V. 95, P.127.

21 Berg O.G. and Kurland C.G. // Molecular Biology and Evolution 2002, V. 19, P. 2265.

22 Bi X. and Liu L.F. // Prog. Nucleic Acid Res. Mol. Biol.1996, V. 54, P. 253.

23 Bitter W., Gerrits H., Kieft R., and Borst P. // Nature 1998, V. 391, P. 499.

24 Bozeman F.M., Masiello S.A., Williams M.S., Elisberg B.L. // Nature 1975, V. 255, P. 545.

25 Bringaud F., Biteau N., Zuiderwijk E., Berriman M., El-Sayed N.M., Ghedin E., Melville S.E., Hall N., and Baltz T. // Mol. Biol. Evol. 2004, V. 21, №3, P. 520.

26 Brinig M.M., Cummings C.A., Sanden G.N., Stefanelli P., Lawrence A., and Relman D.A. // J. Bacteriol. 2006, V. 188, P. 2375.

27 Brockmeier S.L., Register K.B., Magyar T., Lax A.J., Pullinger G.D., Kunkle R.A. // Infect Immun 2002, V. 70, P. 481.

28 Brubaker R.R. // J. Bacteriol. 1969, V. 98, P. 1404.

29 Caporale L.H. // Evolution of Efficient strategies for evolution: Chance Favors the Prepared Genome. Presented at NECSI's second International Conference on Complexity Studies Nashua, New Hampshire, 1998.

30 Caporale L.H. // Annual Review of Microbiology. 2003, V. 57, P. 467.

31 Chain P.S.G., Carniel E., Larimer F. W. , Lamerdin J., Stoutland P. O., Regala W.M., Georgescu A.M., Vergez L. M., Land M. L., Motin V. L. , Brubaker R. R., Fowler J., Hinnebusch J., Marceau M., Medigue C., Simonet M., Chenal-Francisque V., B. Souza , Dacheux D., Elliott J.M., Derbise A., Hauser L.J., and Garcia E. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2004,V. 101, №38, P. 13826.

32 Chedin F., Dervyn E., Dervyn R., Ehrlich S.D., and Noirot P. // Mol. Microbiol. 1994, V. 12, P. 561.

33 Clark M.A., Baumann L., Thao M.L., Moran N.A., and Baumann P. // J. Bacteriol. 2001, V. 183, P. 1853.

34 Cole S.T., Eiglmeier K., Parkhill J., James K.D., Thomson N.R., Wheeler P.R., Honore N., Garnier T., Churcher C., Harris D., Mungall K., Basham D., Brown D., Chillingworth T., Connor R., Davies R.M., Devlin K., Duthoy S., Feltwell T., Fraser A., Hamlin N., Holroyd S., Hornsby T., Jagels K., Lacroix C., Maclean J., Moule S., Murphy L., Oliver K., Quail M.A., Rajandream M.A., Rutherford K.M., Rutter S., Seeger K., Simon S., Simmonds M., Skelton J., Squares R., Squares S., Stevens K., Taylor K., Whitehead S., Woodward J.R., Barrell B.G. // Nature 2001, V.409, P. 1007.

35 Dale C., Wang B., Moran N., and Ochman H. // Mol. Biol. Evol., 2003, V. 20, №8, P.1188.

36 Dawkins R. // The Selfish Gene. New York and Oxford: Oxford University Press.1976, P. 47.

37 DeShazer D. // J. Bacteriol. 2004, V. 186, №12, P. 3938.

38 Diavatopoulos D.A., Cummings C. A., Schouls L. M., Brinig M.M., Relman D.A., Mooi F. R. // PLOS Pathogens 2005, V.1, P. 4.

39 Dollo L. // Bull. Soc. Belg. Geol. 1893, P. 7.

40 Doolittle W.F. and Sapienza C. // Nature 1980, V. 284, P. 601.

41 Dufresne A., Garczarek L., and Partensky F. // Genome Biology 2005, V. 6, №2, R14.

42 Dufresne A., Salanoubat M., Partensky F., Artiguenave F., Axmann I.M.B.V., Duprat S., Galperin M.Y., Koonin E.V., Le Gall F. // Proc Natl Acad Sci USA 2003, V. 100, P.10020.

43 Fetherson J.D., Schuetze P., and Perry R.D. // Molec. Microbiol. 1992, V. 6, P. 2693.

44 Fuchslocher B., Millar L.L., and Cotter P.A. // Infect Immun. 2003, V. 71, №6, P. 3043.

45 Gil R., Sabater-Muсoz B., Latorre A., Silva F.J., and Moya A. // Proc Natl Acad Sci U S A. 2002, V. 99, №7, P. 4454.

46 Gil R., Sabater-Munoz B., . Perez-Brocal V, Silva F.J., and Latorre A. // Gene 2006, V. 370, P. 17.

47 Goldshmidt R. // The material basis of evolution (Introd. St.J. Gould). Yale Univ. (1982). (Originally publ.: New Haven:Yale Univ. Press. 1940).

48 Gуmez-Valero L., Latorre A., Silva F.J. // Mol. Biol. Evol.2004, V. 21, P. 2172.

49 Gregory T.R. // Gene 2004, V.324, P.15.

50 Hare J.M. and McDonough K.A. // J. Bacteriol. 1999, V. 181, № 16б, P. 4896.

51 Hess W.R. // Curr Opin Biotechnol 2004, V. 15, P. 191.

52 Itoh T., Martin W., and Nei M. // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2002 V. 99, P. 12944.

53 Julien B. // J Bacteriol. 2003, V. 185, №21, P. 6325.

54 Keeling P.J. and Fast N.M. // Annu. Rev. Microbiol. 2002, V. 56, P. 93.

55 Kim H S., Schell M.A., Yu Y., Ulrich R.L., Sarria S.H., Nierman W.C., and DeShazer D. // BMC Genomics 2005, V. 6, P. 174.

56 Knight C.A., Molinari N.A., and Petrov D.A. // Annals of Botany 2005, V.95 №1, P.177.

57 Komaki K., and Ishikawa H. // J. Mol. Evol. 1999, V. 48, P. 717.

58 Kroger M.and Hobom G. // Nature 1982, V. 297, P.159.

59 Lesic B. and Carniel E. // Journal of Bacteriology, 2005, V. 187, P. 3352.

60 Lips S., Revelard P., and Pays E. // Mol. Biochem. Parasitol. 1993, V. 62, P. 135.

61 Lovett S.T., Gluckman J., Simon P.J., Sutera V.J., and Drapkin P.T.// Mol. Gen. Genet. 1994, V. 245, P. 294.

62 Mahillon J. and Chandler M. // Microbiology and Molecular Biology Reviews 1998, V. 62, №3, P. 3725.

63 McGrath L.C. and Katz L.A. // Trends in Ecology & Evolution, 2004, V. 19, P. 32.

64 Melano R., Petroni A., Garutti A.,. Saka A.H., Mange L., Pasteran F., Rapoport M., RossiA., and Galas M. // Antimicrob. Agents Chemother. 2002, V. 46, P. 2162.

65 Mira A., Ochman H., and Moran N.A. // Trends in Genetics 2001, V. 17, P. 589.

66 Mira A., Klasson L., and Andersson S.G. // Curr Opin Microbiol. 2002, V. 5, № 5, P. 506.

67 Moran N.A. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 1996, V. 93, P. 2873.

68 Moran N.A. // Cell 2002, V. 108, P.583.

69 Moran N.A. and Mira A. // Genome Biology 2001, V. 2, P. 12.

70 Moran N.A. and Wernegreen J. J. // Trends in Ecology and Evolution 2000, V. 15, P. 321.

71 Nakabachi A., Yamashita A., Toh H., Ishikawa H., Dunbar H.E., Moran N.A., Hattori M. // Science 2006, V. 314, №5797, P. 267.

72 Natsuko K., Nikoh N., Ijichi N., Shimada M., and Fukatsu T. // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2002, V. 99, P. 14280.

73 Nierman W.C., DeShazer D., Kim H.S., Tettelin H., Nelson K.E., Feldblyum T., Ulrich R.L., Ronning C.M., Brinkac L.M., Daugherty S.C. // Proc Natl Acad Sci USA. 2004, V.101, P.14246.

74 Ogawa A. and Takeda T. // Microbiol. Immunol.1993, V. 37, P. 607.

75 Orgel L.E. and Crick F.H.C. // Nature 1980, V. 284, P. 604.

76 Parkhill J., Sebaihia M., Preston A., Murphy L.D., Thomson N., Harris D.E. // Nat. Genet. 2003, V. 35, P. 32.

77 Pays E., Tebabi P., Pays A., Coquelet H., Revelard P., and Salmon D. // Cell 1989, V. 57, P. 835.

78 Peeters B.P., de Boer J.H., Bron S., and Venema G. // Mol. Gen. Genet 1988, V. 212, P. 450.

79 Petrov D.A. // Theoretical Population Biology 2002, V. 61, P. 531.

80 Petrov D.A., Lozovskaya E.R., and Hartl D.L. // Nature 1996, V. 384, P. 346.

81 Plague G. R., Dale C., and Moran N.A. // Mol. Ecol. 2003, V. 12, P. 1095.

82 Reiter W.D., Palm P., and Yeats S. // Nucleic Acids Res. 1989, V. 17, №5, P. 1907.

83 Reuter M. and Keller L. // Mol. Biol. Evol. 2003, V. 20, №5, P. 748.

84 Rio R.V.M., LefevreC., Heddi A., and Aksoy S. // Appl. Envir. Microbiol., 2003, V. 69, №11, P. 6825.

85 Rocap G., Larimer F.W., Lamerdin J., Malfatti S., Chain P., Ahlgren N.A., Arellano A., Coleman M., Hauser L., Hess W.R. // Nature 2003, V. 424, P. 1042.

86 Rocha E.P.C. and Blanchard A. // Nucleic Acids Research. 2002, V. 30, P. 2031.

87 Romero D. and Palacios R. // Annu. Rev. Genet. 1997, V. 31, P. 91.

88 Rosas-Magallanes V., P. Deschavanne, L. Quintana-Murci, R. Brosch, B. Gicquel, and O. Neyrolles // Molecular Biology and Evolution 2006, V. 23, №6, P.1129.

89 Roth J.R., Benson N., Galitski T., Haack K., Lawrence J. G. // in Escherichia coli and Salmonella: Cellular and Molecular Biology, edited by R. C. H. Neinhardt, J. L. Ingraham, E. C. C. Lin, B. Low, B. Magasanik et al. ASM Press, Washington, DC. 1996, P. 2256.

90 Rowe-Magnus D.A., Guerout A.-M., and Mazel D. // Mol. Microbiol. 2002, V. 43, P. 1657.

91 Rowe-Magnus D.A., Guerout A.-M., Ploncard P., Dychinco B., Davies J., and Mazel D. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA 2001, V. 98, P. 652.

92 Rowe-Magnus D.A., Guerout A-M., Biskri L., Bouige P., and Mazel D. // Genome Research 2003, V. 13, P. 428.

93 Rowe-Magnus D.A., Davies J., and Mazel D. // Curr. Top Microbiol. Immunol. 2002, V. 264, P.167.

94 Sabater-Muсoz B., Gуmez-Valero L., van Ham R.C.H.J., Silva F.J., and Latorre A. // Applied and Environmental Microbiology, 2002, V. 68, P. 2572.

95 Sabater-Muсoz B., van Ham R. C. H. J., Moya A., Silva F.J., and Latorre A. // Journal of Bacteriology 2004, V. 186, P. 2646.

96 Schultz J.E. and Matin A. // J. Mol. Biol. 1991, V. 218, P. 129.

97 Silva F.J., Latorre A., and Moya A.S. // Trends Genet. 2001, V.11, P. 615.

98 Silwa P. and Korona R. // Proc Natl Acad Sci USA 2005, V. 102, P.17670.

99 Smith G.R. // Microbiol. Rev.1988, V. 52, P.1.

100 Tamas I., Klasson L., Canback B., Naslund A.K., Eriksson A.S., Wernegreen J.J., Sandstrom J.P., Moran N.A., Andersson S.G. // Science 2002, V. 296, №5577, P. 2376.

101 Tobes R. and Pareja E. // BMC Genomics 2006, V. 7, P. 62.

102 Turner C.M. // FEMS Microbiol Lett. 1997, V.153, №1, P. 227.

103 Vaisvila R., Morgan R.D., Posfai J., and Raleigh E.A. // Mol. Microbiol. 2001, V. 42, P. 587.

104 van Belkum A., Scherer S., van Alphen L., and Verbrugh H. // Microbiol Mol Biol Rev 1998, V. 62, № 2, P. 275.

105 van der Woude M.W. and Bдumler A. J. // Clinical Microbiology Reviews 2004, V. 17, P. 581.

106 van Dongen W.M.A.M., van Vlerken M.M.A, and De Graaf F.K. // Mol. Gen. (Life Sci. Adv.)1987, V. 6, P. 85.

107 van Ham R.C.H.J., Martнnez-Torres D., Moya A., and Latorre A. // Applied and Environmental Microbiology, 1999, V. 65, P. 117.

108 van Ham R.C.H.J., Gonzбlez-Candelas F., Silva F.J., Sabater B., Moya A., and Latorre A. // Proc. Natl.Acad. Sci. U S A. 2000, V. 97, P. 10855.

109 Waters E.,M.J., Hohn I., Ahel D.E., Graham M.D., Adams M., Barnstead K.Y., Beeson L., Bibbs R., Bolanos M., Keller K., Kretz X.Y., Lin E., Mathur J.W., Ni M., Podar T., Richardson G.G., Sutton M., Simon D., Soll K.O., Stetter J. M., Short M.,

110 Weber M. // Biology and Philosophy 1996, V. 11, P. 67.

111 Wernegreen J.J., Degnan P.H., Lazarus A.B., Palacios C., and Bordenstein S. R. // Biol. Bull. 2003, V.204, P. 221.

112 Werren J.H. and Bartos J.D. // Curr. Biol. 2001, V. 11, №6, P. 431.

113 Werren J.H., Zhang W., and Guo L.R. // Proc. Biol. Sci. 1995, V. 261, № 1360, P. 55.

114 Wildschutte H., Wolfe D. M., Tamewitz A., and Lawrence J.G. // Proc. Natl. Acad. Sci. U S A. 2004, V. 101, №29, P.10644.

115 Williams K.P. // Nucleic Acids Res. 2002, V. 30, №4, P. 866.

116 Woolfit M. and Bromham L. // Mol. Biol. Evol. 2003, V. 20, №9, P. 1545.

117 Wren B.W. // Nature Genetics 2002, V. 32, P. 335.

118 Zhang J.R., Hardham J. M., Barbour A.G., and Norris S.J. // Сell 1997, V. 89, № 2 , P. 275.

119 Zhao S. and Williams K. P. // J. Bacteriol. 2002, V. 184, №3, P. 859.

120 Zinser E.R. and Kolter R. // J. Bacteriol. 1999, V. 181, P. 5800.

121 Zinser E.R., Schneider D., Blot M., and Kolter R. // Genetics 2003, V. 164, P. 1271.

Размещено на Allbest.ru

...