Выявление и активация in vitro скрытых регенерационных потенций сетчатки глаза позвоночных животных

Размещено на http://www.allbest.ru//

24

Размещено на http://www.allbest.ru//

03.03.05 - Биология развития, эмбриология

АВТОРЕФЕРАТ

диссертации на соискание ученой степени кандидата биологических наук

Выявление и активация in vitro скрытых регенерационных потенций сетчатки глаза позвоночных животных

Новикова Юлия Петровна

Москва 2010

Работа выполнена в лаборатории проблем регенерации Учреждения Российской академии наук Института биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН

Научный руководитель: доктор биологических наук

ГРИГОРЯН Элеонора Норайровна,

Официальные оппоненты: доктор биологических наук, профессор

БРОДСКИЙ Всеволод Яковлевич

доктор биологических наук

КАЛАМКАРОВ Григорий Рафаэлевич

Ведущая организация: Московский Государственный Университет им. М.В. Ломоносова. Биологический факультет, кафедра эмбриологии

Защита диссертации состоится « 28 » апреля 2010 г. в 15 часов на заседании диссертационного совета Д 002.238.01 в Учреждении Российской академии наук Институте биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН по адресу:

119334, Москва, ул. Вавилова, д. 26.

Сайт: http://idbras.comcor.ru/; e-mail: idbras@bk.ru.

С диссертацией и авторефератом можно ознакомиться в библиотеке и на сайте Учреждения Российской академии наук Института биологии развития им. Н.К. Кольцова РАН.

Автореферат разослан «___»______________2010 года.

Ученый секретарь диссертационного совета,

кандидат биологических наук Абрамова Е.Б.

ОБЩАЯ ХАРАКТЕРИСТИКА РАБОТЫ

Актуальность проблемы.

Многие заболевания глаза, приводящие к потере зрения, такие как пигментный ретинит, отслойка сетчатки, связанная с возрастом макулярная дистрофия, заболевания сетчатки при диабете и глаукоме сопровождаются гибелью нейронов сетчатки. Для того чтобы научиться лечить эти и другие заболевания сетчатки необходимо, в частности, выявить клеточные источники регенерации и найти способы их стимулировать.

У взрослых млекопитающих поврежденная сетчатка, как и другие отделы ЦНС, не регенерирует, а погибшие клетки не могут быть замещены образующимися de novo. Это связано с потерей способности ретинальных клеток взрослых млекопитающих к пролиферации и жестко стабилизированной дифференцировкой нейронов сетчатки. Тем не менее, это не означает, что эта ткань не располагает скрытыми внутренними клеточными источниками и механизмами для восстановления. Последние годы характеризуются наиболее активным поиском этого ресурса, локализующегося как внутри самой сетчатки, так и вне ее, но в пределах глаза.

В работе было показано, что 3D органотипическое длительное культивирование позволяет не только следить за процессами реконструкции сетчатки, но и выявить в ней популяции пролиферирующих и дедифференцированных клеток. В результате возникло предположение, что при таком способе культивирования “молчащие” клетки-предшественники могут быть стимулированы к делениям, а в дальнейшем, при направленном воздействии, и к развитию в нейрональном направлении. В перспективе это может дать возможность накапливать клетки предшественники, необходимые для восполнения нейронов, утраченных в результате повреждения или заболеваний сетчатки.

Цель и задачи исследования.

Выявление в сетчатке высших и низших позвоночных животных клеток, способных при повреждении сетчатки в условиях культивирования in vitro и in vivo к пролиферации и трансформации фенотипа.

Увеличение пула потенциальных клеточных источников регенерации с помощью фактора роста фибробластов (FGF2) и митохондриального антиоксиданта (SkQ1).

В работе предстояло решить следующие задачи:

С помощью метода постоянной доставки предшественника синтеза ДНК изучить in vivo популяции клеток сетчатки тритона, способные входить в пролиферативную фазу при длительной отслойке от ретинального пигментного эпителия (РПЭ).

Разработать условия роллерного органотипического культивирования in vitro для тканей глаза высших позвоночных.

Изучить морфологические изменения в сетчатке и РПЭ в условиях долговременного культивирования этих тканей in vitro.

На основании иммунохимических и морфологических критериев определить локализацию и фенотипы пролиферирующих клеток сетчатки тритона и крысы при культивировании in vitro.

Исследовать профиль экспрессии генов-маркеров дифференцировки до и после культивирования сетчатки и РПЭ тритона in vitro.

Изучить влияние фактора роста фибробластов (FGF2) и митохондриального антиоксиданта SkQ1 на жизнеспособность, пролиферативную активность и изменение фенотипа клеток тканей глаза в условиях in vitro. культивирование vitro сетчатка пигментный

Научная новизна работы.

Впервые проведено длительное органотипическое 3D-культивирование целой сетчатки и РПЭ, полученных из глаз взрослых позвоночных животных разных классов (тритон и крыса). Работа позволила впервые выявить скрытые, индуцированные условиями культивирования, регенерационные свойства этих тканей. Было показано, что РПЭ взрослых и тритона, и крысы сохраняет потенции к проявлению черт нейральных клеток предшественников, однако более глубокие изменения по пути ретинальной дифференцировки присущи только РПЭ тритона, где FGF2 является одним из основных регуляторов процесса. В сетчатке обоих видов определены типы клеток, обладающих митотической активностью и способностью к миграции. Впервые показана возможность усиления выявленных регенерационных ответов с помощью антиоксиданта SkQ1 в сетчатке тритона, путём предотвращения гибели пролиферирующих и вновь образующихся дедифференцированных клеток, а в РПЭ крысы путём существенного снижения не только клеточной гибели, но и проявления патологических изменений в РПЭ, а именно ингибирования трансформации его клеток в макрофагальный фенотип.

Научная и практическая значимость работы.

Данная работа по органотипическому культивированию целых сетчатки и РПЭ взрослых тритона и крысы осуществлена впервые и позволила выявить скрытые, индуцированные условиями культивирования, регенерационные свойства этих тканей.

Использованный подход является хорошим новым инструментом для изучения регенераторного потенциала сетчатки и его сравнения у низших и высших позвоночных. Выбранные условия культивирования индуцируют не только пролиферацию, но также дедифференцировку и миграцию клеток, что позволит в дальнейшем изучать молекулярные механизмы этих процессов, а также накапливать in vitro малодифференцированные клетки для применения их в трансплантации.

Этот подход позволяет осуществлять поиск способов подавления нежелательного с точки зрения патологии сетчатки клеточного поведения и, напротив, индукции ответов, способствующих регенерации.

Личное участие автора. Вся работа выполнена непосредственно автором. Поставленные задачи решены с применением современных морфологических, иммуноцитохимических и молекулярно-генетических методов. Выводы сделаны на основании собственных оригинальных данных.

Апробация работы. Основные результаты диссертационной работы были представлены на конференции молодых ученых Института биологии развития им. Н.К. Кольцова (Москва, 12 декабря 2007г., 16 декабря 2008 г.); на XV Школе «Актуальные проблемы биологии развития» (Звенигород, 19-24 октября 2008 г.); на конференции «Биология стволовых клеток: фундаментальные аспекты» (Москва, 17-18 ноября 2005 г.); на второй (10-15 сентября 2006 г., Швейцария) и третьей (5-10 октября 2008, Испания) Европейской конференции по регенерации (European Conference on Regeneration); на научно-практической конференции «Нанотехнологии в диагностике и лечении патологии органа зрения» (Москва, НИИ глазных болезней им. Гельмгольца, 23-24 апреля 2008 г.), на школе-конференции «Методы культивирования клеток» (Санкт-Петербург, 6-10 октября 2008 г.); на всероссийской научной школе - конференции для молодежи «Аутологичные стволовые клетки: экспериментальные и клинические исследования» (21-26 сентября 2009 г. Москва); на всероссийской научно-практической конференции «Питательные среды и методы культивирования клеток для биологии, медицины и биоиндустрии: фундаментальные и прикладные аспекты» (Пущино. 24-25 мая 2007 г.); на конференции «Пролиферативный синдром в офтальмологии» (Москва, ноябрь 2008).

Публикации. По материалам диссертации опубликовано 4 печатные работы, из них статей в журналах, соответствующих Перечню ВАК - 3, тезисов докладов и материалов конференций - 15.

Структура и объем работы. Диссертационная работа изложена на 206 страницах, содержит 34 рисунка, 3 таблицы и состоит из следующих разделов: введения, обзора литературы, материалов и методов, результатов исследования, обсуждения результатов, заключения, выводов и списка литературы, включающего 354 цитируемых источника.

МАТЕРИАЛЫ И МЕТОДЫ ИССЛЕДОВАНИЯ

Объектами исследования были взрослые тритоны Pleurodeles waltl (Urodela) и взрослые (2 месяца) крысы альбиносы Wistar.

Операция по отслойке сетчатки у тритона in vivo. В эксперименте in vivo использовали модель отслойки сетчатки от РПЭ в глазу тритона (Григорян и др., 1996). После анестезии животных (MS-222, 1:1000) микрохирургически делали поперечный разрез роговицы и удаляли хрусталик. При изоляции хрусталика вытекала стекловидная жидкость, и падало внутриглазное давление, что приводило к незначительной отслойке сетчатки, которую увеличивали за счет создания напряжения по лимбу при помощи стеклянной палочки с закрытым шариком на конце. Отслойку регистрировали через просвет зрачка. После операции животных размещали на гигроскопичной подложке из поливинилформаля, пропитанной раствором предшественника синтеза ДНК - 5'- бром-дезоксиуридином (БрдУ).

Культивирование in vitro. Роллерное органотипическое 3D-культивирование целой сетчатки взрослых тритонов и крыс осуществляли в роллере (RM-1, Латвия). Время культивирования тканей глаза тритонов составляло 2, 3 и 4 недели, крыс - 7-10 суток. Ткани глаза тритонов культивировали со скоростью вращения 40 об/мин при температуре 20єС и смене среды раз в неделю; ткани глаза крысы - со скоростью вращения 60 об/мин при температуре 35.5єС и однократной смене среды. Среда культивирования для тканей глаза тритона состояла из среды 199 (70%), дистиллированной воды (30%), буфера HEPES (30 мкл на 100 мл среды), гентамицин сульфата (200 мкл на 100 мл среды) и 10%-ной эмбриональной бычьей сыворотки (10 мл на 100 мл среды); для тканей глаза крысы - среда ДМЕМ, 10%-ная эмбриональная телячья сыворотка (10 мл на 100 мл среды), L-глутамин (300 мг на 500 мл среды) и гентамицин, добавленный из расчета 500 мкл на 500 мл среды.

Гистологическое исследование. После окончания культивирования часть материала фиксировали в растворе Буэна. Для морфологического анализа применяли методику окрашивания клеток гематоксилином по Караччи с докрашиванием эозином, а анализ изображений и их регистрацию проводили с помощью светового микроскопа Olympus AH-3 (Австрия).

Приготовление криосрезов. Ткани глаза после культивирования фиксировали в 4% параформальдегиде, приготовленном на 0.1 M PBS (pH 7.4), в течение 24 ч при +40C. Затем отмывали в 3-х сменах 0.1 M PBS и последовательно выдерживали в 5% и 20% сахарозе. Ткани ориентировали в блоках и замораживали при -70С в Tissue Tec O.C.T. (Leica, Германия). На криостате получали поперечные срезы толщиной 10 мкм. Перед инкубацией с антителами срезы отмывали в 0.1 М PBS (30 мин).

Иммунохимический анализ. Перед инкубацией с первичными антителами срезы обрабатывали (30 мин) в 0.1%-ном растворе бычьего сывороточного альбумина (BSA, Sigma) на буфере, вновь отмывали и инкубировали в растворе, увеличивающем проницаемость антител (0.25% Triton X-100 (Sigma, США) на 0.1%-ном растворе Tween/PBS (Sigma, США)). После этого проводили обработку первичными антителами (t = 200С, в течение ночи).

Растворы первых антител включали 5-10% готового раствора BSA для устранения неспецифического связывания и 0.3% Triton X-100 - для улучшения проницаемости для первичных антител. Список использованных антител представлен в таблице 1. После инкубации с первичными антителами срезы отмывали PBS и наносили вторичные антитела, IgG конъюгированные c FITC, TRIC и Alexa Fluor 488 или 546 (Sigma и Molecular Probes, США). В ряде случаев в качестве вторичных антител применяли меченные пероксидазой антитела и реакцию проявления окраски с DAB (все Sigma).

Таблица 1. Антитела, используемые для иммуноцитохимии.

Антитела	Фирма	Разведение
Mouse monoclonal anti BrdU	Sigma	1 : 500
Mouse monoclonal anti PCNA	Sigma	1 : 100
Mouse monoclonal anti NF-200	Sigma	1: 100
Rabbit polyclonal anti recoverin	МГУ	1:20
Rabbit polyclonal anti GFAP	Sigma	1 : 50
Mouse monoclonal anti Clone LN-5	Sigma	1:100
Mouse monoclonal anti вIII-tubulin	Sigma	1:500

Рабочие концентрации вторичных антител составляли от 1:30 до 1:50. После отмывания срезы заключали под покровные стекла в среду, пролонгирующую свечение и снижающую фон (Prolong kit, Molecular Probe), или в смесь глицерина с буфером (1:10) с добавлением DABCO (Sigma).

Изучение пролиферативной активности клеток сетчатки путем долговременной доставки к ткани сетчатки предшественника синтеза ДНК бромдеоксиуридина (БрдУ). Доставка БрдУ (аналога тимидина, маркера пролиферации) осуществлялась двумя способами. При культивировании in vitro сетчатки и заднего сектора глаза тритона предшественник вводили в среду при очередной ее смене в концентрации, рекомендованной производителем (Sigma).

Для изучения потенций клеток сетчатки после отслойки in vivo впервые использован разработанный ранее в лаборатории метод насыщения водным раствором БрдУ коврика из поливинилформаля, на котором на длительный срок размещали животных. Раствор вносили в концентрации 500 мг БрдУ (Sigma) на 1000 мл воды. После содержания тритонов на коврике в течение 7, 14 и 21 дней, глаза энуклеировали и фиксировали в 4% формалине на буфере и в растворе Буэна.

Радиоавтографическое исследование клеток, находящихся в S-фазе, на полутонких срезах отслоенной сетчатки. Тритонам на 7, 14 и 28 дни после операции по отслойке сетчатки трижды внутрибрюшинно инъецировали 3Н-тимидин из расчета 5 мкКи/г веса с интервалом от 3 до 6 часов. Через 3-4 часа после последней инъекции глаза животных фиксировали (по 4 на каждый срок) для приготовления серий полутонких срезов (1-2 мкм), сделанных строго вдоль длинных осей наружных сегментов фоторецепторов, окрашивали толуидиновым синим и анализировали при увеличении 1000Х микроскопа Jenaval (Carl Zeiss, JENA). Подробно методика описана в статье Григорян и Поплинской (1999).

Окрашивание на клеточную гибель методом TUNEL. Метод TUNEL (Terminal deoxynucleotidyl Transferase Biotin-dUTP Nick End Labeling) маркирует клетки с ДНК, деградирующей в результате активации Ca/Mg-зависимой эндонуклеазы. Образцы после роллерного культивирования, фиксированные 4% формалином на PBS буфере, замораживали в ОСТ и изготавливали криосрезы (см. выше). Окрашивали компонентами кита DeadEndTM Fluorometric TUNEL System (Promega Corporation, США) в соответствии с протоколом производителя и заключали в смесь глицерин-PBS (1:9) под покровные стекла, после чего анализировали с помощью микроскопа Olympus AH-3.

Изучение влияния FGF2 на РПЭ тритона при ротационном культивировании. Задний сектор глаза тритона с сетчаткой культивировали в течение 17 суток, на 8 сутки в среду без нарушения стерильности одновременно добавляли FGF2 (1х10-8 г/мл) и БрдУ.

Морфологический количественный анализ РПЭ, культивированного в составе задней стенки глаза крысы в отсутствие антиоксиданта SkQ1 и при добавлении его в среду.

Образцы РПЭ в составе заднего сектора глаза крысы, фиксированные в Буэне, обрабатывали гистологически и получали серийные срезы (7 мкм). Для оценки жизнеспособности клеток, подсчитывали среднее количество пикнотических ядер по отношению к общему числу ядер в слое РПЭ, используя 100 - 150 поперечных срезов задней стенки глаза. Количественный анализ проводили раздельно на периферии и в центральной части дна глаза. Частоту трансформации фенотипа клеток РПЭ определяли на тех же срезах путем подсчёта клеток, находящихся в непосредственной близости от слоя РПЭ, и потерявших эпителиальную морфологию. Редкие делящиеся клетки были также посчитаны. Статистический анализ проводили с использованием пакета программ Exel. Всего было культивировано 16 образцов заднего сектора глаза.

Морфологический и количественный анализ дедифференцирован-ных клеток сетчатки тритона, культивированной при добавлении анти-оксиданта SkQ1 в среду in vitro.

После культивирования на гистологических препаратах изучали морфологию и клеточный состав всех слоев сетчатки и регистрировали количество митозов на каждом втором срезе. Параллельно сравнивали общую долю морфологически дедифференцированных клеток в опыте (SkQ1+) и контроле (SkQ1-). Культивировали 8 образцов заднего сектора глаза и анализировали в каждом 100 срезов.

Исследование тканей глаза взрослого тритона, культивированных in vitro, молекулярно-биологическими методами.

Тотальную РНК из тканей глаза выделяли с помощью реактива TRI® Reagent (Sigma, США) согласно инструкции фирмы-производителя. Синтез первой цепи кДНК проводили на тотальной РНК (5 мкг) с использованием обратной транскриптазы М-МLV и random-праймеров (Силекс М, Россия). Тотальную РНК предварительно обрабатывали ДНКазой “Turbo” (Ambion, США) для исключения контаминации библиотек кДНК примесями геномной ДНК.

ПЦР и анализ нуклеотидных последовательностей. Полуколичественную оценку и тканеспецифичность экспрессии исследуемых генов определяли с использованием метода полимеразной цепной реакции. ОТ-ПЦР проводили на матрице кДНК с использованием специфических праймеров (Литех, Россия), набора для амплификации, содержащего ColoredTaq полимеразу (Силекс М, Россия) на амплификаторе Eppendorf Mastercycler (Германия). ПЦР-продукты разделяли электрофорезом в агарозном геле (Amresco, США) в трис-ацетатном буфере, с добавлением бромистого этидия (Sigma, США). Оценку интенсивности свечения продуктов полимеразной цепной реакции проводили на УФ-трансиллюминаторе (BIO-RAD, США), с помощью программы для анализа электрофоретического изображения QuantityOne (BIO-RAD, США). Температурный режим реакции и количество циклов подбирали в зависимости от размера и нуклеотидного состава синтезируемого ПЦР-фрагмента.

РЕЗУЛЬТАТЫ И ОБСУЖДЕНИЕ

I. Выявление регенерационного резерва тканей глаза тритона и крысы при использовании 3D- культивирования in vitro.

1. Ротационное культивирование ретинального пигментного эпителия тритона и крысы.

Морфология культивированного РПЭ.

В процессе культивирования задние отделы глаз тритона не меняли своей формы и не расслаивались, РПЭ, хороид и склера сохраняли нормальную топологию (рис. 1a). Гибель клеток РПЭ, определяемая морфологически по картинам пикнозов, через 14 сут in vitro не превышала 5%. Оказалось, что изменения в РПЭ зависят от роста фибробластов склеральной оболочки. В некоторых образцах эти клетки наползали на апикальную поверхность РПЭ и полностью его закрывали. Этот процесс, напоминающий рубцевание, приводил к тому, что клетки РПЭ утрачивали возможность дезинтеграции, вымещения и миграции из слоя и в дальнейшем не изменялись. Такие случаи позже мы не анализировали. Если “закрытие” РПЭ фибробластами склеры было частичным, то клетки на свободных участках претерпевали морфологические изменения.

	Рис. 1. Задний сектор глаза тритона после 14 сут культивирования in vitro. а - общий вид, б - изменение фенотипа клеток РПЭ в макрофа-гальном направлении (стрелки), Х-хороид, С- склера. в - сохранение клетками РПЭ близкой к интактной морфологии, г - образование раннего регенерата сетчатки - рядов депигментированных клеток РПЭ.

При культивировании РПЭ тритона (14 сут) часть клеток сохраняла фенотип, близкий к исходному (рис. 1в), однако другая часть вымещалась из слоя и формировала второй ряд частично депигментированных клеток (рис. 1г). Был обнаружен и другой тип поведения клеток РПЭ - выход за пределы слоя в сторону “полости” сектора и трансформация в «меланофаги» (рис. 1б). Образование дополнительных слоев депигментирующихся клеток, а также приобретение клетками РПЭ тритона морфологии макрофагов было выявлено ранее in vivo при эпиморфной регенерации сетчатки у тритона (Keefe, 1973, Григорян, Миташов, 1979).

В ходе ротационного культивирования задние стенки глаз крыс меняли форму. Это происходило из-за инвагинации вовнутрь краев чаши, в результате чего образовывалась структура, напоминающая сферу с завернутыми краями (рис. 2а). Внутри слой РПЭ сохранялся в виде единого пласта, взаимодействующего с подстилающими его сосудистой и склеральной оболочками (рис. 2б).

В условиях 3D культивирования клетки РПЭ крысы проявляли сходную способность трансформироваться в макрофагальный фенотип. Похожее поведение клеток РПЭ отмечалось прежде in vivo и у других видов животных, например, кролика в условиях, когда количество слущенных наружных сегментов не соответствовало возможности их переваривания клетками РПЭ, а также в условиях отслойки сетчатки (Wallase, 1971). Это свидетельствует о сходстве поведения РПЭ у разных животных и дает возможности для дальнейшего изучения феномена изменений клеток РПЭ в макрофагальном направлении.

	Рис. 2. Задний сектор глаза крысы после 10 сут культивирования in vitro. а - общий вид, СкО - склеральная оболочка, РПЭ - ретинальный пигментный эпителий, б - РПЭ и выстила-ющий его хороид (Х); в,- трансформация в макрофагальном на-правлении клеток РПЭ; г - иммуноспеци-фическое окрашивание на клеточную гибель по методу TUNEL.

Следует подчеркнуть, что наиболее яркой отличительной особенностью клеток РПЭ тритона от РПЭ крысы явилась способность части популяции, вымещаясь из слоя, формировать еще один - два ряда прилежащих депигментированных клеток, т.е. повторять поведение РПЭ при регенерации сетчатки тритона после удаления сетчатки или перерезки зрительного нерва in vivo. В РПЭ крыс вымещающиеся клетки имели только макрофагальный фенотип.

1.2. Пролиферативная активность клеток РПЭ.

Поиск митотических фигур в культивированном РПЭ тритона результатов не дал. При определении количества синтезирующих ДНК клеток (БрдУ-тест) были выявлены единичные меченые клетки. Это подтвердило ранее выявленные нами особенности культивируемого РПЭ тритона - во многих экспериментах in vitro эти клетки обладали длительной лагфазой и сниженной пролиферативной активностью относительно таковой in vivo. Клетки РПЭ тритона in vitro были способны к синтезу ДНК, но редко входили в фазу митоза. Такой клеточный цикл определяется, вероятно, дефицитом in vitro стимулирующих клеточные деления факторов.

Пролиферативная активность РПЭ крысы, культивированного в аналогичных условиях in vitro, была сходной с активностью для РПЭ тритона. Специально проведенный поиск картин митоза выявил только единичные клетки на периферии слоя. БрДУ - позитивных клеток на препаратах РПЭ крысы было также немного, и они были локализованы на периферии РПЭ и в цилиарных складках. Таким образом, по пролиферативной активности in vitro обнаруживается определенное сходство между РПЭ у тритона и крысы, которое характеризуется длинным S периодом и редкими митозами. Сравнивая полученные нами данные с данными литературы можно предполагать, что у тритона, но не у крысы in vivo работают дополнительные пермиссивные сигналы к пролиферации со стороны окружающих тканей глаза.

	Рис. 3. Включение БрДУ (стрелки) в клетки культивированного РПЭ а - тритон; б- крыса Х - хороид, С - склера.

1.3. Экспрессия белков, характерных для пронейральных клеточных типов, в клетках РПЭ.

В иммунохимическом исследовании экспрессии пронейральных маркеров в некоторых клетках культивируемого РПЭ тритона мы обнаружили экспрессию белка нейрофиламентов NF-200 (рис. 4а). Для NF-200 позитивных клеток была характерна частичная депигментация и смещение в сторону полости чаши задней стенки глаза с образованием второго ряда клеток (аналогично с данными по регенерации сетчатки in vivo (Григорян, Антон, 1993)). По-видимому, для инициации экспрессии данного нейрального антигена необходимо разобщение клеток и частичная потеря ими исходных морфологических характеристик. Полученные нами результаты согласуются с данными других работ на моделях стационарно культивированного РПЭ тритона Notophthalmus viridescens (Ikegami et al., 2002; Susaki, Chiba, 2007).

	Рис. 4. Окрашивание РПЭ антителами против маркерного белка NF-200. а - тритона; б - крысы.

У крыс в слое РПЭ были найдены группы клеток специфически реагирующих на обработку антителами против вIII-тубулина, являющегося маркером ранних, но постмитотических нейронов. В то же время известно, что при стационарном культивировании РПЭ взрослых крыс (Engelhardt et al., 2005) и человека (Vinores et al., 1995; Amemiya et al., 2004) этот нейрональный маркер также выявляется. Окрашивание РПЭ с помощью нейронспецифической энолазы (NSE) также может быть свидетельством проявления клетками признаков нейральной дифференцировки. Антитела NF-200 реагировали с соответствующим антигеном (более поздним по сравнению с вIII-тубулином нейрональным маркером) в части клеток РПЭ (рис. 4б), что является дополнительным свидетельством возможности проявления клетками РПЭ крысы in vitro некоторых свойств нейральных клеток.

1.4. Изучение профиля генов, кодирующих маркерные специфические и регуляторные белки, при культивировании РПЭ тритона

Для подтверждения данных, полученных морфологически и иммунохимически, было проведено молекулярно-биологическое исследование профиля генов, кодирующих маркерные специфические и регуляторные белки в нативном РПЭ и при роллерном культивировании РПЭ в течение 14 суток. В нативном РПЭ тритона удалось зафиксировать экспрессию гена, кодирующего специфический для этих клеток белок RPE65 и очень слабую экспрессию гена нуклеостемина. В культивированном РПЭ экспрессия обоих генов также имела место и даже возрастала.

Обнаруженное присутствие в РПЭ транскриптов, характеризующих его специфическую дифференцировку (RPE65) как in vivo, так и in vitro находится в соответствии с нашими морфологическими и иммунохимическими данными о том, что большая часть клеток в условиях роллерного культивирования удерживает свою терминальную дифференцировку. Увеличение экспрессии гена RPE65 при культивировании может свидетельствовать о процессе редифференцировки части клеток РПЭ in vitro.

Размещено на http://www.allbest.ru//

24

Размещено на http://www.allbest.ru//

Рис. 5. ПЦР анализ экспрессии генов в нативном и ротационно культивированном (14 сут) пигментном эпителии глаза тритона. кДНК библиотеки отнормированы по гену, кодирующему GABDH.

Другая часть клеток РПЭ выходит из-под контроля культивируемого эпителиального слоя и образует один - три ряда дедифференцированных клеток. По-видимому, именно эти клетки и экспрессируют белок нуклеостемин, обнаруживаемый с помощью ПЦР.

1.5. Влияние факторов на РПЭ при его ротационном культивировании.

1.5.1. Влияние FGF2 на РПЭ тритона.

Было проведено исследование роли FGF2 в поддержании жизнеспособности, пролиферативной активности и способности к изменению фенотипа клеток РПЭ, культивированного в составе заднего сектора глаза тритона в течение 17 суток. На 8 сутки одновременно добавляли FGF2 (в концентрации 1х10-8 г/мл) и БрдУ для выявления пролиферации. Ранее на моделях in vivo и in vitro было показано, что пролиферация и последующая трансдифференцировка клеток РПЭ могут быть стимулированы экзогенно вводимым FGF2 (Park, Hollenberg, 1989; Ikegami et al., 2002; Del Rio-Tsonis, Tsonis, 2003). При органотипическом 3D-культивировании заднего сектора глаза тритона в сывороточной среде экзогенно вводимый в среду FGF2 также модифицирует поведение клеток РПЭ тритона. При сохранении слоем РПЭ эпителиальной морфологии, наблюдалась частичная дедифференцировка клеток, выражающаяся в значительной потере пигмента и инициация синтеза ДНК (наблюдалось обильное БрдУ окрашивание, особенно клеток на периферии слоя) (рис. 5). Процесс формирования «меланофагов» был, напротив, замедлен: детектировались лишь единичные клетки, претерпевающие модуляцию дифференцировки в макрофагальном направлении. На некоторых участках слоя можно было обнаружить второй ряд клеток. Полученные нами данные согласуются с результатами других работ, ранее проведенных на модели культивированного РПЭ тритона и других животных в присутствии FGF2 (Ikegami et al., 2002; Sakaguchi, 1997, Vergara, Del Rio-Tsonis, 2009). Второй ряд клеток, образующихся вдоль слоя РПЭ при культивировании, можно рассматривать как зачаток сетчатки, возникший благодаря трансдифференцировке клеток РПЭ. Его можно считать аналогичным тому, что формировался при стационарном органотипическом культивировании РПЭ тритона (Ikegami et al., 2002) и in vivo у головастиков шпорцевой лягушки (Vergara, Del Rio-Tsonis, 2009).

Увеличение пролиферативной активности культивированного РПЭ тритона, оцененное по включению БрдУ, происходило и при удалении склеральной оболочки и, тем самым, снятии натяжения слоя РПЭ. Подобное явление наблюдалось ранее при трансплантации РПЭ без склеральной оболочки в полость линзэктомированного глаза тритона (Григорян, Миташов, 1985).

	Рис. 5. РПЭ тритона, через 14 сут роллер-ного культивирования А - в отсутствие FGF2 Б - в присутствии FGF2 среде. Стрелками отмечены БрдУ меченые клетки в РПЭ.

1.5.2. Влияние митохондриального антиоксиданта SkQ1 на РПЭ крысы при ротационном культивировании.

Был проведён ряд экспериментов по ротационному культивированию (7 и 14 сут) РПЭ крысы в присутствии антиоксиданта SkQ1 (аналога пластохинона). Добавление в среду культивирования SkQ1 снижало частоту трансформации клеток РПЭ крысы в макрофагальном направлении и клеточную гибель (рис. 6, 7) и, в результате, даже спустя 14 сут ротационного культивирования задний сектор глаза крысы, и РПЭ в частности, сохраняли свою морфологическую целостность, организацию и жизнеспособность. Это является доказательством обеспечения SkQ1 жизнеспособности клеток и стабилизации их дифференцировки.

Размещено на http://www.allbest.ru//

24

Размещено на http://www.allbest.ru//

Рис. 6. Сравнение числа (%) погибших клеток в РПЭ на 7 сутки культивирования заднего сектора глаза крысы в присутствии SkQ в среде и без антиоксиданта. А - в центральной части, В - на периферии заднего сектора глаза.

Размещено на http://www.allbest.ru//

24

Размещено на http://www.allbest.ru//

Рис. 7. Число клеток РПЭ, покидающих слой и приобретающих макрофагальный фенотип через 7 сут культивирования в присутствии SkQ1 в среде и без антиоксиданта на периферии и в центре слоя. N- среднее количество таких клеток на 1 срез. Проанализировано 100 срезов.

Полученные сведения о протективном действии SkQ1 позволят в дальнейшем использовать его, а возможно и другие антиоксиданты, как дополнительную меру для предотвращения гибели клеток РПЭ, выходящих в нейральную дифференцировку, при разработанном нами способе стимулирования этого процесса in vitro.

В целом наши данные свидетельствуют о том, что клетки РПЭ взрослых тритона и крысы располагают внутренним потенциалом к трансформации в клетки, экспрессирующие ранние маркерные белки нейральных клеток. Учитывая низкую пролиферативную активность клеток РПЭ тритона и крысы в выбранных условиях in vitro, можно предположить, что инициация этой экспрессии не требует ни полной потери исходных морфологических характеристик, ни дополнительных клеточных делений. По-видимому, в данном случае происходит эктопическая индукция экспрессии соответствующих генов в дифференцированных или только частично дедифференцированных эпителиальных клетках. Сходные результаты были получены для РПЭ взрослых крыс и человека при иных способах культивирования, специально направленных на выявление нейрального потенциала в РПЭ (Amemiya et al., 2004; Engelhardt et al., 2005; Милюшина, Александрова, 2009).

Таким образом, наши данные свидетельствуют в пользу того, что модуляции фенотипа клеток РПЭ на уровне неполной потери исходных характеристик и приобретения некоторых ранних свойств новой нейральной дифференцировки возможны не только у низших, но и высших позвоночных и не только в развитии, но и во взрослом состоянии. Однако приобретение клеткам РПЭ свойств конкретных типов нейронов сетчатки требует или дополнительных направленных воздействий in vitro, или создания в ткани таких особых свойств межклеточного взаимодействия и сигнальной трансдукции, какие присущи РПЭ тритона in vitro и in vivo. Пока получены только первые данные о возможности дифференцировки клеток эмбрионального РПЭ цыпленка в фоторецепторы с помощью эктопической экспрессии гена NeuroD, кодирующего транскрипционный фактор семейства bHLH, участвующий в регуляции фоторецепторной дифференцировки в развитии сетчатки позвоночных (Liang et al., 2008).

2. Ротационное культивирование нейральной сетчатки тритона и крысы.

2.1. Морфологические изменения в культивированной сетчатке.

При роллерном 3D-культивировании in vitro в результате смыкания краев (периферии) сетчатки формируются замкнутые структуры - сфероиды. Через 2 недели, несмотря на гибель отдельных клеток, в образованных сфероидах сохраняется послойная организация (рис. 8а), которая к концу культивирования, нарушается. Вблизи зоны смыкания сфероида в наружном и внутреннем ядерных слоях (НЯС и ВЯС) обнаружены многочисленные митозы (рис. 8г). В наружном ядерном слое клетки в М-фазе были среди тел фоторецепторов, чаще вблизи наружной пограничной мембраны, а в ВЯС - иногда вблизи длинного отростка клетки Мюллера.

Рис. 8. Сетчатка взрослого тритона в процессе органотипического культивирования in vitro. а - сфероид, образованный к 14 сут культивирования, б - дедифференцированные клетки в клеточной массе в полости сфероида (28 сут), в - его внутреннем ядерном слое (28 сут), г - митозы во внутреннем ядерном слое (28 сут) (показаны стрелками) П - периферия, включающая ростовую зону; ЗН - область выхода зрительного нерва. КМ - клеточная масса, возникшая из клеток ростовой зоны;

В некоторых участках наружного сетчатого слоя мы обнаружили клетки, мигрирующие радиально из внутреннего в наружный ядерный слой. На полутонких срезах была очевидной гипертрофия клеток мюллеровской глии. Через 2 недели культивирования в полости сфероида клеток было немного, она была заполнена волокнами ганглиозных клеток. Далеко от зоны смыкания сфероида также обнаруживались митозы в ВЯС и НЯС, однако здесь в центральной сетчатке митотические фигуры встречались реже, чем на периферии. Вблизи области выхода зрительного нерва были видны потоки мигрирующих из ВЯС в НЯС клеток, и многочисленные митозы.

В сетчатке, культивированной в течение 4 недель, наблюдалось большее смешение слоев, прорастание отростков клеток в полость сфероида в области смыкания края сетчатки и выхода нерва. Это свидетельствует о развитии in vitro процессов клеточной миграции, дифференцировки и роста нейральных отростков. Еще одной особенностью позднего сфероида было наличие «розеток» - небольших организованных групп нейральных клеток внутри сфероида. Известно, что такой атипичный «морфогенез» свойственен эмбриональной или ранней постнатальной ткани сетчатки, развивающейся в условиях in vitro (Germer et al., 1997; Willbold et al., 1997; Viktorov et al., 2006) или после интравитреальной трансплантации (Ng et al., 2007). Клетки в митозе через 4 нед in vitro встречались чаще, чем через 2 нед. Морфологически дедифференцированные клетки заполняли не только полость сфероидов сетчатки (рис. 8б), но и ее ядерные слои (рис. 8в). Клетки в области смыкания, также продолжали рост и активно мигрировали в полость закрытой полусферы сетчатки.

	Рис. 9. Сетчатка взрослой крысы в процессе органо-типического культивирования in vitro. а, б - замкнутый сфероид сетчатки крысы. в, г - митоз во внутренней области сфероида.

Сетчатка взрослой крысы к концу культивирования (10 сут) также сохраняла жизнеспособность, но претерпевала значительные изменения: менялась форма - сетчатки in vitro образовывали сфероиды разной степени закрытия. В открытых сфероидах при частичном сохранении фоторецепторных отростков была выше клеточная гибель, отсутствовали митозы, а резидентные макрофаги активно заселяли запустевающий ганглиозный слой. В случае полного закрытия сфероида сетчатки крысы (рис. 9а), напротив, происходили реорганизация в ткани и клеточные ответы, которые в целом могут быть охарактеризованы, как регенерационные. Тела фоторецепторных клеток теряли наружные отростки, заполняли внутреннюю часть сфероида (рис. 9б). В результате клетки ВЯС оказывались в наружной части сфероида. При этом клетки ганглиозного слоя сохраняли прежнюю локализацию. Еще одна особенность сфероида сетчатки крысы, по сравнению с сетчаткой тритона, заключалась в отсутствии «розеток».

В области смыкания также отсутствовали происходящие в сфероидах сетчатки тритона процессы, а именно, не было обнаружено ни миграции клеток ora serrata в сторону полости, ни митозов в этих клетках. В толще сетчатки выявлялись многочисленные резидентные макрофаги (микроглия), имеющие характерные морфологические особенности: большие размеры, часто смещенное на периферию серповидное ядро и пузырчатую цитоплазму. На 10 сут культивирования клетки в толще образованного сетчаткой крысы сфероида, все еще обладали относительно высокими жизнеспособностью и митотической активностью. На каждом из серийных срезов таких сфероидов мы обнаруживали 1-3 картины митотических делений.

2.2. Пролиферативная активность клеток сетчатки крысы и тритона.

Исследование в культивированных сетчатках тритона пролиферации с помощью антител против PCNA (ядерный антиген пролиферирующих клеток) и включения БрдУ выявило наличие клеток, синтезирующих ДНК. Это в совокупности с обнаружением нами многочисленных митозов, говорит о наличии в сетчатке тритона большого пула способных к делению клеток. Они принадлежат, прежде всего, к клеткам ростовой зоны сетчатки и их потомкам, а также к глиальной популяции. Не исключена возможность пролиферации небольшого пула обнаруженных нами клеток предшественников и в витреальной части ВЯС.

При помощи БрДУ-мечения мы подтвердили наличие высокой пролиферативной активности клеток в культивированной сетчатке взрослой крысы. БрДУ-позитивные клетки находились в различной локализации, но чаще среди клеток ВЯС, в области расположения мюллеровской глии. Помимо этих клеток по всей толще сфероида сетчатки располагались крупные соответствующие макрофагам (микроглии) клетки. Следовательно, у крысы мы обнаружили минимум две популяции пролиферирующих клеток - резидентные макрофаги и клетки Мюллера - способные синтезировать ДНК (рис. 10а) и входить в M-фазу (рис. 9 в,г).

	Рис. 10. Включение БрдУ в культивирован-ной сетчатке крысы. а - в клетку Мюллера б - область локализации внутренних сегментов фоторецепторных клеток.

В сетчатке как тритона, так и крысы одним из факторов, вызывающих пролиферацию, являлась неизбежная при культивировании гибель части нейронов. Известно, что вызванный in vitro оксидантом паракватом апоптоз клеток сетчатки крысы, приводит к пролиферации и дедифференцировке клеток Мюллера (Abrahan et al., 2009). Известно также, что и пролиферация макрофагов может быть стимулирована гибелью клеток сетчатки. Таким образом, обнаруженная в сетчатке тритона и крысы in vitro высокая пролиферативная активность может быть отнесена к явлению «компенсаторной пролиферации» (Fan, Bergmann, 2008).

БрДУ-специфическое окрашивание в культивированной сетчатке крысы было связано также с областью внутренних сегментов фоторецепторов (рис. 10б) по всему пространству сетчатки. Внутренние сегменты фоторецепторов являются, как известно, внеядерной областью, содержащей большое число митохондрий. Мы полагаем, что в данном случае включение предшественника было связано с активным синтезом митохондриальной ДНК. Ранее включение 3Н-тимидина в области внутренних сегментов фоторецепторов было обнаружено in vivo в сетчатке морской свинки (Woodford, Blanks, 1989). Высокая интенсивность синтеза митохондриальной ДНК, выявленная нами по включению БрДУ, может свидетельствовать об активно идущих процессах репарации ДНК в фоторецепторных клетках эксплантата сетчатки крысы in vitro. Данный, выявленный нами in vitro феномен, в дальнейшем может быть использован для изучения механизмов репарации фоторецепторов - малоизученного вопроса, имеющего очень важное практическое значение.

2.3. Иммунохимическое исследование.

Окрашивание сетчатки тритона антителами против рековерина - белка фоторецепторов - показало, что рековерин-позитивные клетки имели паттерн экспрессии белка, отличный от описанного в норме in situ (Бажин и др., 2002). Если в норме в фоторецепторном слое были окрашены фоторецепторные отростки, то в нашем случае мечение наблюдалось в перикарионах клеток, т.е. там, где оно имеет место в начале формирования проспективных фоторецепторов при регенерации сетчатки после удаления in vivo (Григорян и др., 2009). Через 4 недели культивирования рековерин-положительные клетки выявлялись в нетипичной локализации (рис. 11а,б), что свидетельствует о возможности формирования новых нейронов с признаками фоторецепторной дифференцировки. Аналогичные явления наблюдались и при окрашивании культивированной сетчатки взрослой крысы.

В сфероидах сетчатки тритона в выявленных с помощью анти-GFAP антител клетках Мюллера через 2 нед in vitro наблюдалось не только сохранение, но и значительное увеличение числа их длинных отростков (рис. 11в). Это свидетельствует о развитии в сфероидах реактивного глиоза - процесса, характерного для поврежденной сетчатки не только высших (Bringmann et al., 2006), но и низших позвоночных (Raymond et al., 2006). В сфероидах, фиксированных через 4 нед культивирования (рис. 11г), характер окрашивания на GFAP менялся - экспрессию белка наблюдали не только в отростках клеток Мюллера в ВЯС, но и в перикарионах отдельных клеток, заполняющих полость сфероида. Эти результаты позволяют предполагать дифференцировку клеток - потомков из ростовой зоны в клетки глиального фенотипа. Нельзя исключить также экспрессию GFAP собственно дедифференцированными клетками, как это происходило, например, в популяции нейробластов при регенерации сетчатки у тритона in situ (Mitashov et al., 1995).

Рис. 11. Иммунохимическое окрашивание антителами против рековерина на 14-е (а) и 28-е сут (б) культивирования, и антителами против GFAP на 14-е (в) и на 28-е сут культивирования (г). (а) и (б) - FITC - , (в) - HRP и (г) - TRIC - мечение. Толщина срезов 10 мкм.

При окрашивании сетчатки крысы антителами против GFAP и виментина мы наблюдали слабое свечение в области внутреннего сетчатого слоя и внутренней пограничной мембраны, т.е. культивированная сетчатка крысы содержит многочисленные длинные отростки клеток Мюллера с низкой экспрессией в них белков промежуточных филаментов. Объемы окрашенного на GFAP волокнистого материала возрастали снаружи вовнутрь сфероида, что свидетельствовало о прорастании его центральной части отростками глиальных клеток. Локализация рековерина в сетчатке крысы была иной по сравнению с нормальным распределением этого белка in vivo. Экспрессия обнаруживалась во внутренней части НЯС и наружном сетчатом слое (рис. 12а), а также в отдельных клетках НЯС (рис. 12б).

Рис. 12. Экспрессия рековерина в сетчатке крысы на 10-е сутки культивирования: а - в области НЯС и сетчатого слоя, б - рековерин-позитивные клетки в НЯС.

2.4. ПЦР анализ экспрессии генов в культивированной (14 сут) сетчатке глаза тритона.

Для подтверждения данных, полученных морфологическими и иммунохимическими методами, было также проведено исследование профиля генов, кодирующих маркерные специфические и регуляторные белки в нативной и культивированной (14 сут) сетчатке тритона. Из ряда выбранных генов в сетчатке до и после культивирования тритона удалось зафиксировать экспрессию генов FGF2, Pax6, нуклеостемина и родопсина, а в культивированной сетчатке также ещё и экспрессию гена bII-тубулина. (рис. 13)

Размещено на http://www.allbest.ru//

24

Размещено на http://www.allbest.ru//

Рис. 13. ПЦР анализ экспрес-сии генов в культивиро-ванной (14 сут) сетчатке глаза тритона

Эти данные свидетельствуют о том, что в условиях культивирования на фоне сохранения дифференцированных нейронов сетчатки тритона, происходит дедифференцировка отдельных клеточных популяций и размножение дедифференцированных клеток ростовой зоны. О наличии малодифференцированных или дедифференцирующихся клеток предшественников в культивируемой сетчатке тритона свидетельствует экспрессия генов, кодирующих b-IIтубулин и нуклеостемин. Наличие транскриптов для гена, кодирующего FGF2, как в нативной, так и в культивированной сетчатке, говорит о том, что данный фактор роста присутствует в сетчатке тритона как in vivo, так и in vitro.

Все эти данные свидетельствуют о том, что обнаруженная морфологически и с помощью иммунохимических маркеров активация клеток предшественников для регенерации сетчатки тритонов в условиях in vitro находит свое яркое подтверждение в экспрессии ряда генов. Таких как маркеры состояния сниженного уровня дифференцировки клеток (ростовая зона сетчатки, ненейральные глиальные клетки и клетки предшественники во внутреннем ядерном слое) - нуклеостемин, bII-тубулин, а также регуляторные молекулы, участвующие в работе каскада генов в глазном поле в развитии (FGF2).

2.5. Влияние митохондриального антиоксиданта (SkQ1) на сетчатку тритона.

Было проведено определение роли митохондриального антиоксиданта SkQ1 в поддержании жизнеспособности, пролиферативной активности и способности к изменению фенотипа клеток в изолированной и культивированной сетчатке тритона. Отличия от контроля наблюдались в увеличении уровня пролиферативной активности клеток (особенно на периферии слоя), скорости входа в М-фазу и дедифференцировку. Через 30 дней культивирования число дедифференцированных клеток, в присутствии SkQ1 в среде, в некоторых случаях достигало 80% от общего числа клеток.

II. Выявление регенерационного резерва сетчатки тритона в экспериментах c отслойкой сетчатки in vivo.

При исследовании накопления ДНК-синтезирующих клеток в сетчатке тритона с использованием многократного мечения 3Н-тимидином и БрдУ было обнаружено, что меченые клетки наблюдаются в ростовой зоне, во внутреннем ядерном слое сетчатки, зрительном нерве и РПЭ.

На 7 сут после отслойки во внутреннем ядерном слое на его витреальной границе были выявлены ДНК-синтезирующие (Н3-тимидин и БрдУ-позитивные) клетки. От амакриновых клеток они отличались значительно меньшими размерами перикарионов и строгой локализацией на границе с внутренним сетчатым слоем. Морфология, расположение этих клеток в определенной нише и редкие деления являются свойствами, позволяющими расценивать эти клетки в качестве предшественников и резерва для регенерации, аналогичным предшественникам во внутреннем ядерном слое сетчатки, описанным, в частности у рыб (Otteson et al., 2001; Wu et al., 2001). Важным наблюдением было также наличие меченых клеток мюллеровской глии и их аккумуляция на границе с ростовой зоной в средней части ВЯС, свидетельствующие о воспроизведении этих клеток. Подобное явление было отмечено и у других животных - взрослых рыб, птиц на ранних сроках после вылупления, а также вскоре после повреждения сетчатки птиц нейротоксинами (Reh, Fisher, 2001). Обнаружение же двух дочерних меченых клеток Мюллера, со смещением одной в сторону НЯС свидетельствовало, как о возможности деления клеток макроглии, так и миграции ее дочерних клеток.

Ростовая зона глаза и РПЭ в условиях отслойки сетчатки демонстрировали также накопление пула пролиферирующих клеток, однако скорость процесса была ниже, чем выявляемая при других способах повреждения сетчатки у тритона, например, при перерезке зрительного нерва (Миташов, 1970, 1980). Таким образом, способные к синтезу ДНК клетки внутренней сетчатки обладают низкой скоростью воспроизведения, которая, однако, у тритона может быть необходимой и достаточной в совокупности с вкладом со стороны ростовой зоны для восстановления численности клеток после отслойки сетчатки.

Таким образом, выбранные подходы для выявления клеточного резерва для регенерации сетчатки разрабатывались нами впервые и как показали результаты работы, они являются хорошим самостоятельным инструментом для активации клеток источников регенерации сетчатки у взрослых животных. Выбранные условия культивирования очень благоприятны не только для пролиферации, но и для возможных дедифференцировки и трансформации клеток, а также их миграции и встраивания. Установлено также, что может быть проведена и дополнительная активация этого регенерационного ресурса с помощью факторов роста и антиоксидантов, поддерживающих жизнеспособность клеток. Данный метод позволит проводить в будущем самые разнообразные исследования и является хорошей альтернативой экспериментам in vivo с применением разрушения сетчатки млекопитающих и цитокинов в качестве индукторов пролиферации.

ВЫВОДЫ

Разработаны условия органотипического 3D-культивирования in vitro сетчатки и пигментного эпителия глаза взрослых низших (тритон) и высших (крыса) позвоночных животных для длительного поддержания жизнеспособности, активации пролиферации и изменений фенотипа клеток.

При отслойке сетчатки in vivo и при культивировании in vitro обнаружены процессы регенерации, выражающиеся в замещении погибающих клеток за счет пролиферирующих клеток ростовой зоны и мюллеровской глии, а также их последующей миграции в ядерные слои сетчатки. При добавлении антиоксиданта SkQ1 в среду культивирования сетчатки тритона пул малодифференцированных клеток увеличивается до 80% от общего числа клеток.

В сетчатке крысы in vitro происходят клеточные перемещения, пролиферация макрофагов и глиальных клеток. Клетки периферии сетчатки крысы (аналога ростовой зоны сетчатки тритона) - в пролиферативную фазу не входят. На клеточном уровне в фоторецепторах сетчатки крысы обнаружены транслокация рековерина и синтез мтДНК.

При сравнении процессов, происходящих в ретинальном пигментном эпителии (РПЭ) тритона и крысы in vitro, наблюдается сходство, а именно выход части клеток из слоя и изменение их фенотипа в сторону макрофагального.

В клетках слоя РПЭ тритона и крысы на фоне невысокой пролиферативной активности регистрируется экспрессия пронейральных маркерных белков.

...