Мембранний потенціал мітохондрій за дії сураміну

Размещено на http://www.allbest.ru/

Мембранний потенціал мітохондрій за дії сураміну

Надія Купиняк ^1>3, Ірина Охай ², Володимир Манько ³

¹ Львівський національний медичний університет імені Данила Галицького, Львів, Україна

² Інститут фізіології імені О. О. Богомольця НАН України, Київ, Україна

³Львівський національний університет імені Івана Франка, Львів, Україна

Резюме

сурамін мітохондрія агоніст гепатоцит

Відомо, що сурамін є агоністом ріанодинчутливих Са²+-каналів ендоплазматичного ретикулуму (RyRs). Ми припустили, що він може бути агоністом і мітохондріальних ріанодинчутливих Са²+-каналів (mRyRs). Для перевірки цього припущення досліджено зміни мембранного потенціалу мітохондрій гепатоцитів під впливом сураміну. Сурамін у концентрації 1 мкмоль/л додавали до середовища інкубації, після цього вносили суспензію ізольованих мітохондрій та реєстрували їхній мембранний потенціал. Вимірювання мембранного потенціалу мітохондрій здійснювали з використанням метилтрифенілфосфоніум броміду (ТРМР+) і чутливого до нього електрода. Для ініціації дихання вносили субстрати окиснення сукцинат, піруват або а-кетоглутарат у концентраціях 5 ммоль/л, а для стимуляції окисного фосфорилювання - 320 нмоль АДФ. Установлено, що ефект сураміну на мембранний потенціал мітохондрій залежить від наявності в середовищі інкубації субстратів окиснення та фосфорилювання. За окиснення екзогенного сукцинату під впливом сураміну мембранний потенціал мітохондрій у стані Б₄ за Чансом і Вільямсом (1955) зменшився на 5,88 % відносно контролю, що, можливо, спричинено використанням енергії мембранного потенціалу мітохондрій на транспортування іонів Са²⁺ у матрикс мітохондрій. За окиснення а-кетоглутарату сурамін спричиняв збільшення мембранного потенціалу мітохондрій у стані Б₄ на 15,2 %, а за окиснення пірувату - на 39,1 %, порівняно з контролем. Збільшення мембранного потенціалу мітохондрій у стані Б₄ під впливом сураміну за окиснення а-кетоглутарату й пірувату пов'язане, мабуть, з активацією а-кетоглутаратдегідрогеназного чи піруватдегідрогеназного комплексів, які, на відміну від сукцинатдегідрогенази, є Са²+-залежними ферментами. Отже, сурамін у концентрації 1 мкмоль/л, активуючи мітохондріальні ріанодинчутливі Са²⁺-каналів гепатоцитів щура, спричиняє збільшення надходження Са²⁺ у матрикс мітохондрій, активацію Са²⁺-залежних дегідрогеназ і збільшення мембранного потенціалу мітохондрій.

Ключові слова: RyRs, mRyRs, сурамін, Ду, субстрати окиснення.

Resume

Effect of Suramin on Mitochondrial Membrane Potential

Nadiya Kupynyak ^1>3, Irina Okhai.², Volodymyr Manko ³

¹ Danylo Halytsky Lviv National Medical University Lviv, Ukraine

² Bogomoletz Institute of Physiology National Academy of Sciences of Ukraine, Kyiv, Ukraine

³ Lviv National University of Ivan Franko, Lviv, Ukraine

It is known that suramin is an agonist of the ryanodine sensitive Ca²+-channels of the endoplasmic reticulum (RyRs). We hypothesized that it may be an agonist of mitochondrial ryanodine sensitive Ca²+-channels (mRyRs) too. The effect of suramin on mitochondrial membrane potential of hepatocytes was

investigated for the test of the hypothesis. Suramin (1 pM) and isolated mitochondria were added one after another and then membrane potential was recorded. Measurement of the membrane potential of mitochondria was carried out using methyltriphenylphosphonium (TPMP+) sensitive electrode. Succinate (5 mM), pyruvate (5 mM) or a-ketoglutarate(5 mM) and ADP (320 nM) were added, respectively, to initiate respiration and to stimulate oxidative phosphorylation. It has been established that the effect of suramin on the mitochondrial membrane potential depends on the presence substrates for oxidation and phosphorylation in the medium of incubation. Under the influence of suramin, the membrane potential of mitochondria during oxidation of exogenous succinate in the state of S₄ by Chance and Williams (1955) decreased for 5.88% relative to control. This is possibly caused by the usage of energy of the membrane potential of mitochondria for the transport of Ca²+ ions to the mitochondrial matrix. The suramine increased the mitochondrial membrane potential in the state S₄ for 15.2% during oxidation of a-ketoglutarate, and with oxidation of pyruvate - for 39.1% relative to control. These increases in the mitochondrial membrane potential are possibly associated with activation of a-ketoglutarate dehydrogenase or pyruvate dehydrogenase complexes, which, in contrast to succinate dehydrogenase, are Ca²+ -dependent enzymes. Consequently, suramin at a concentration of 1 pM, activates mitochondrial ryanodine sensitive Ca²+-channels of rat hepatocytes and causes an increase in Ca²+ intake to mitochondrial matrix by activation of Ca²+-dependent dehydrogenases, and an increase in the membrane potential of mitochondria.

Key words: RyRs, mRyRs, suramin, Ay, substrates for oxidation.

Вступ

Сурамін розроблений у 1916 р. для лікування трипаносомозу [1], а пізніше почав використовуватися як протии- пухлинний препарат [2]. Окрім застосування сураміну як лікарського засобу, його використовують у дослідженнях для інгібування або активації О-білків [3], пуринових рецепторів [4] чи ЯуЯБ [5]. На різних клітинах показано, що сурамін є антагоністом Р2 пуринергічних рецепторів [4, 6, 7], може інгібувати Са²+- АТФазу ендоплазматичного ретикулуму [8] та інозитол-1,4,5-фосфат індуковане вивільнення Са²+ з ендоплазматичного ретикулуму й, отже, впливає на Са²+- гомеостаз [9] та має низку інших ефектів [10].

Відомо, що сурамін є агоністом ЯуЯБ типу 1 і 2 [4, 11]. НоЬеп姧ег еї аі. [5] показали, що сурамін сприяє зв'язуванню [³Н]-ріанодину як із білками ЯуЯБ у мембранах саркоплазматичного ретикулуму скелетних і серцевих м'язів кролика, так і з окремими очищеними білками [5]. Дослідження ефекту сураміну на очищеному ЯуЯБ зі скелетних м'язів кролика, реконструйованому в ліпідний бішар, засвідчило, що сурамін безпосередньо взаємодіє з цим рецептором і дозозалежно його активує (50-500 мкмоль/л), не змінюючи провідності каналу [5].

ЯуЯБ експресуються в різних клітинах [12], зокрема й у гепатоцитах [13]. У гепатоцитах, окрім ЯуЯБ, ідентифіковані шЯуЯБ [14], які, на відміну від ЯуЯБ інгібуються ріанодином уже в концентраціях 0,05-1 мкмоль/л. Інгібування шЯуЯБ супроводжується зменшенням внутрішньомітохондріальної концентрації іонізованого Са²⁺, зниженням мембранного потенціалу, що відображається на енергетичних процесах гепатоцитів. Показано, що ефекти ріанодину залежать від його концентрації та екзогенних субстратів окиснення [14, 15]. Оскільки сурамін є агоністом ЯуЯБ і потенційно шЯуЯБ, мета роботи - дослідити зміни мембранного потенціалу мітохондрії за його дії.

Матеріали й методи

Досліди виконані на білих нелінійних щурах-самцях масою 200-250 г. Тварин утримували в стаціонарних умовах віварію за постійної температури на основному раціоні. Їх наркотизували хлороформом, після чого декапітували, робили розтин черевної порожнини й швидко виділяли печінку. Ін'єкцію та декапітацію зді й сн ю вали в лабораторії, ізольовано від інших тварин. Усі маніпуляції з тваринами проводили згідно з вимогами Європейської конвенції про захист хребетних тварин щодо дослідних й інших наукових цілей та Закону України «Про захист тварин від жорстокого поводження».

Мітохондрії печінки щурів виділяли методом диференційного центрифугування [16]. Для цього печінку після виділення зважували та перфузували розчином такого складу (ммоль/л): №С1 -140, КС1 - 4,7, М§СІ2 -1, СаСІ2 - 0,1, глюкоза - 5, НЕРЕS - 10, ЕГТА - 1; рН 7,4. Охолоджену й відперфузовану печінку подрібнювали через прес і гомогенізували в гомогенізаторі Поттера-Евельгейма зі швидкістю 800 об./хв за трьох вертикальних ходів тефлонового етовкачика у співвідношенні 1 г тканини до 8 мл середовища гомогенізації. Середовище гомогенізації та виділення містило (ммоль/л):сахарозу - 250, НЕРЕS -10, ЕГТА -1; рН 7,2. Гомогенат центрифугували 3 хв за прискорення 150 g та 5 хв за 300 g без зупинки центрифуги для осадження уламків клітин і ядер. Мітохондріальну фракцію отримували з надосадової рідини центрифугуванням супернатанту впродовж 15 хв за 4500 g і температури 0-2°С. Отриманий осад мітохондрій ресуспензували середовищем виділення у співвідношенні 1 г тканини до 0,1 мл середовища. Отриману суспензію мітохондрій використовували для подальших досліджень. Концентрацію мітохондріального білка вимірювали за методом Лоурі [17].

Визначення мембранного потенціалу мітохондрій здійснювали за методом, описаним Брандом і співавт. [18, 19], із використанням ліполітичного катіона - метилтрифенілфосфоніум броміду (Б^е- пуІ-теїЬуІрков^општ ЬготЫе, ТРМР+) і чутливого до нього електрода. Мітохондрії інкубували в середовищі, що містило (ммоль/л) сахарозу - 250, К₂НР0₄ - 2, ЕГТА - 0,1, СаСІ2 - 1, НБРББ - 10, 5 % знежиреного БСА; pH 7,2. У герметичну, термостатовану комірку (37°С) із

постійним перемішуванням за допомогою магнітної мішалки, обладнаною TPMP+- селективним електродом, вносили мітохондрії з розрахунку 2 мг/мл білка. Для калібрування ТРМР+-селективного електрода (у кожному вимірюванні) чотириразово додавали TPMP+, збільшуючи концентрацію від 10 до 40 мкмоль/л. Для ініціації дихання вносили субстрати окиснення - сукцинат, піруват та а-кетоглутарат - у концентраціях 5 ммоль/л. Дихання стимулювали додаванням 320 нмоль АДФ (кінцева концентрація у комірці 200 мкмоль/л). Споживання кисню суспензією мітохондрій контролювали за допомогою електрода Кларка. Сигнал з електродів передається через потенціометр «Sartorius» (Німеччина) і газоаналізатор BMS 3 Mk 2 Radiometer (Данія) на плату АЦП L-card і реєструється на персональному комп'ютері за допомогою програмного забезпечення. Мембранний потенціал мітохондрій (Ау_ш) розраховували в станах Ј₄ і Ј₃ (стан S₄ - без АДФ, стан S₃ - наявний екзогенний АДФ для стимуляції окисного фосфорилювання) за Чансом та Вільямсом [20] за рівнянням Нернста:

де R - універсальна газова стала, T - абсолютна температура, z - валентність,F - число Фарадея,

\ТРМР+]_іп і [ТРМР+Jout - концентрація катіона TPMP+ усередині мітохондрій та в середовищі інкубації відповідно.

Математично-статистичне опрацювання даних здійснювали, використовуючи пакет програм Microsoft Excel. Вірогідність різниці між статистичними групами визначали за Стьюдентом. За статистично достовірні приймали зміни з Р<0,05.

Результати та їх обговорення

У дослідженні мембранного потенціалу мітохондрій використали як потенційний агоніст шЯуЯв сурамін (1 мкмоль/л), який додавали до середовища інкубації, після чого вносили суспензію ізольованих мітохондрій та реєстрували їхній мембранний потенціал.

Як субстрат Са²⁺-незалежної дегідрогенази використали сукцинат [21, 22], а як субстрати Са²+-залежних ферментів - піруват-таа-кетоглутарат [23].

Установлено, що значення мембранного потенціалу мітохондрій, які реєстрували за окиснення сукцинату, були вищими, порівняно з його значеннями за окиснення пірувату чи а-кетоглутарату. Це пов'язано з тим, що за окиснення екзогенного сукцинату немає лімітуючого чинника, яким є ще один субстрат циклу Кребса - малат для окиснення пірувату чи а-кетоглутарату [22, 24]. На мітохондріях печінкищурів різнимиіншими дослідниками теж засвідчило, що значення мембранного потенціалу мітохондрій є вищими за окиснення сукцинату порівняно зі значеннями отриманими за окиснення інших субстратів. Зокрема, методом проточної цитометрії з використанням потенціалчутливого флуоресцентного зонда ТМЯМ+ встановлено, що мембранний потенціал мітохондрій за окиснення сукцинату був вищий, порівняно з таким за окиснення а-кетоглутарату на 79,0 %, а за окиснення пірувату - на 41,1 % [14]. Labajova еї аі. [25] підтвердили, що ротенон спричиняв дисипаціюмембранногопотенціалу мітохондрій унаслідокінгібування комплексу І дихального ланцюга, але після додавання сукцинату (субстрат комплексу ІІ) мембранний потенціал збільшувався до попередніх значень або навіть вищих за ті, які були отримані за окиснення пірувату та малату.

Рис. 1. Приклад реєстрації мембранного потенціалу мітохондрій із ТРМР+-селективним електродом за послідовного додавання ТРМР+, сукцинату та АДФ: суспензію ізольованих мітохондрій додавали до середовища інкубації, де був відсутній (контроль) чи наявний (дослід) сурамін (1 мкмоль/л), а потім чотири рази додавали ТРМР⁺ (для досягнення концентрації 10, 20, 30 і 40 мкмоль/л); як субстрати окиснення використовували сукцинат, 5 ммоль/л; дихання стимулювали додаванням 320 нмоль АДФ (кінцева концентрація в комірці 200 мкмоль/л)

Ефект сураміну на мембранний потенціал мітохондрій залежить від наявності в середовищі інкубації субстратів окиснення й фосфорилювання.

За окиснення екзогенного сукцинату сурамін знижує мембранний потенціал мітохондрій у стані 54, за Чансом і Вільямсом (1955), - на 5,88 % відносно контролю (рис. 2).

Це зниження, на нашу думку, спричинене використанням енергії мембранного потенціалу мітохондрій на транспортування іонів Са²⁺ у матрикс мітохондрій проти їх концентраційного градієнта.

Саме по собі додавання екзогенного АДФ до середовища в контролі також призводить до зменшення мембранного потенціалу мітохондрій (приблизно на 6,51 %) - унаслідок, очевидно, активації АТФ-синтази, яка використовує протонний градієнт для синтезу АТФ (рис. 2, стан 5₃).

За наявності АДФ у середовищі зниження мембранного потенціалу мітохондрій під впливом сураміну не досягає першого ступеня достовірності.

Рис. 2. Зменшення мембранного потенціалу мітохондрій під впливом сураміну за окиснення сукцинату: стан 5₄ - без АДФ, стан - додавали екзогенний АДФ для стимуляції окисного фосфорилювання; [сурамін] = 1 мкмоль/л, [сукцинат] = 5 ммоль/л, [АДФ] = 200 мкмоль/л, [Са²+] = 0,1 мкмоль/л; * - статистично вірогідна різниця відносно контролю з Р < 0,05, # -відносно стану Ј ₄ з Р < 0,05, п = 3

За окиснення екзогенних пірувату та а-кетоглутарату сурамін спричиняв зростання мембранного потенціалу мітохондрій у стані 54. За окиснення а-кетоглутарату це збільшення становило 15,2 % відносно контролю (рис. 3), а за окиснення пірувату - 39,1 % (рис. 4). Таке збільшення мембранного потенціалу мітохондрій у стані 54 під впливом сураміну за окиснення а-кетоглутарату і пірувату пов'язане, мабуть, з активацією а-кетоглутаратдегідрогеназного чи піруват- дегідрогеназного комплексів, які є Са²+- залежними ферментами [23, 26]. Сурамін активує, очевидно, mRyRs, збільшується надходження Са²⁺ у матрикс мітохондрій, активуються Са²⁺-залежні дегідрогенази, що й спричиняє збільшення мембранного потенціалу мітохондрій.

Зміни мембранного потенціалу міто- хондрій у стані 54 під впливом сураміну за наявності в середовищі інкубації екзогенного пірувату є більш вираженими. Обидва ферменти (піруватдегідрогеназний та а-кетоглутаратдегідрогеназний комплекси) активуються катіонами Са²+, але їх чутливість до катіонів Са²⁺ та способи активації є різними. Дентон [26] встановив, що активність піруватдегідрогеназного комплексу збільшується в діапазоні концентрацій Са²+ від 0,01 до 0,1 мкмоль/л; за вищих концентрації Са²⁺ його активність навіть трохи зменшується.

Встановлено, що а-кетоглутаратдегідрогеназний комплекс зв'язує від 2,5 до 5 іонів Са²+/моль комплексу [27], а його активність збільшується, починаючи вже від концентрації Са²+ 0,001 мкмоль/л [23]. Іони Са²+ активують а-кетоглутаратдегідро- геназний комплекс шляхом модуляції афінності ферменту до а-кетоглутарату.

На відміну від а-кетоглутарат- дегідрогеназного комплексу регулювання активності піруватдегідрогеназного комплексу реалізується на двох основних рівнях:інгібуванняактивної (дефосфо-рильованої форми) піруватдегідрогенази продуктами її реакції - ацетил-СоА та НАДН; унаслідок взаємоперетворення активної (дефосфорильованої) і неактивної (фосфорильованої) форми піруватде- гідрогенази.

Ці взаємоперетворення каталізуються алостеричними, регуляторними ферментами:протеїнкіназою піруват-дегідрогенази (декарбоксилюючої) та протеїнфосфотазою. Фосфатаза відновлює активність піруватдегідрогеназного комплексу унаслідок його дефосфорилювання. Зв'язування фосфатази з дигідроліпоїлтрансацетилазою відбувається за участю іонів Са²⁺, коли комплекс фосфорильований, після чого переводить піруватдегідрогеназний комплекс із неактивного в активний стан, тобто Са²+ активує фосфатазу, водночас інгібує кіназу, яка інактивує комплекс.

Важливо відзначити те, що чутливість а-ке-тоглутаратдегідрогеназного комплексу до іонів Са²+ збільшується за рахунок зниження АТФ/АДФ співвідношення, тоді як на чутливість фосфатази піруват- дегідрогенази це може не впливати, тому в деяких умовах активація а-кетоглутарат- дегідрогеназного комплексу може спостерігатися за нижчих концентрацій іонів Са²⁺, ніж у піруватдегідрогеназного [26, 29]. На тлі а-кетоглутарату і АДФ сурамін не змінював мембранний потенціал мітохондрій у стані 53 (рис. 3).

Рис. 3. Збільшення мембранного потенціалу мітохондрій під впливом сураміну за окиснення а-кетоглутарату: стан 8₄ - без АДФ, стан - додавали екзогенний АДФ для стимуляції окисного фосфорилювання; [сурамін] = 1 мкмоль/л, [а-кетоглутарат] = 5 ммоль/л, [АДФ] = 200 мкмоль/л, [Са²+] = 0,1 мкмоль/л; ** - статистично вірогідна різниця відносно контролю -, Р < 0,01; відносно стану 54 - #, Р < 0,05; п = 3

За окиснення пірувату додавання АДФ у контролі спричиняє статистично вірогідне збільшення мембранного потенціалу мітохондрій на 78,5 %, а на тлі сураміну - лише на 24,7 % (рис. 4). Сам по собі сурамін не спричиняв змін мембранного потенціалу у стані Ј₃. Очевидно, стимуляція піруватдегідрогеназного комплексу внаслідок додавання АДФ маскує потенційну його активацію катіонами Са²⁺. Відомо, що АДФ інгібує кіназу піруватдегідрогенази, конкуруючи з АТФ [30]. Якщо у внутріш- ньомітохондріальному просторі концентрація АТФ та АДФ становить від 0,5 до 6 мкмоль/л, а Кт для кінази піруватдегідрогенази для АТФ - лише 0,02 ммоль/л, то ця кіназа була би завжди насиченою АТФ і не відбувалося б конкурентного гальмування АДФ [31]. Кі кінази піруватдегідрогенази для АДФ становить від 0,03 до 0,1 моль/л і залежить від концентрації калію [31]. Оскільки гальмування АДФ є конкурентно спроможним, а рівні АДФ і АТФ, як правило, змінюються в протилежних напрямках, досить складно сказати, чи зміна у співвідношенні АДФ до АТФ спричинена підвищеним рівнем АДФ чи зниженням АТФ. В обох випадках конкуренція між нуклеотидами є важливим чинником, що визначає активність кінази піруватдегідрогенази в ізольованих мітохондріях печінки, а внутрішньомітохондріальне співвідношення АТФ/АДФ є важливим регулятором кінази піруватдегідрогенази [31]. Окрім співвідношення АТФ/АДФ, на активність кінази піруватдегідрогенази впливають також інші чинники. Зокрема, збільшення мітохондріального рівня НАД+ та СоА стимулює інактиваціюцього фермента [32].

Рис. 4. Вплив сураміну на мембранний потенціал мітохондрій за окиснення пірувату: стан S₄ - без АДФ, стан S₃- додавали екзогенний АДФ для стимуляції окисного фосфорилювання; [сурамін] =1 мкмоль/л, [піруват] =5 ммоль/л, [АДФ] =200 мкмоль/л,[Ca²+]=0,1 мкмоль/л; статистичновірогідна різниця відносно контролю - **,Р < 0,01; відносно стану Ј₄ - # з Р < 0,05; і ### з Р < 0,001; п = 3

У мітохондріях печінки щура ідентифіковані mRyRs [14]. Показано, що mRyRs інгібуються ріанодином у концентраціях 0,05-1 мкмоль/л і це супроводжується зменшення внутрішньомітохондріальної концентрації внутрішньомітохондріальної концентрації іонізованого Са²+ [14]. Відтак mRyRs у гепатоцитах є важливою ланкою регуляторного зв'язку між значенням мембранного потенціалу мітохондрій та інтенсивністю їхнього дихання за низьких (фізіологічних) значень позаміто- хондріальної концентрації Са²+. Коли піруват є основним субстратом окиснення, mRyRs забезпечують надходження в матрикс мітохондрій Са²⁺, активацію піруватдегідрогеназного комплексу й інтенсифікацію дихання, що запобігає зменшенню мембранного потенціалу мітохондрій. Якщо ж переважає окиснення а-кетоглутарату, надходження Са²+ за допомогою mRyRs, навіть за фізіологічної їх концентрації, то призводить до пригнічення процесів дихання. За вищих концентрацій Са²⁺ їх акумуляція системою mRyRs негативно впливає на дихання за окиснення як пірувату, так і а-кетоглутарату [15].

Сурамін є агоністом RyRs і, mRyRs гепатоцитів. Ефект його на мембранний потенціал мітохондрій залежить від субстратів окиснення й фосфорилювання наявних у середовищі інкубації, за окиснення екзогенного сукцинату сурамін знижує мембранний потенціал мітохондрій у стані S₄, а за окиснення екзогенних пірувату та а-кетоглутарату - навпаки, збільшення. Очевидно, за окиснення сукцинату активація mRyRs призводить до транспортування Са²⁺у матрикс мітохондрій, водночассукцинатдегідрогенази не регулюється самими катіонами Са²+ [20], тому компенсаторної і нтенсифікації дихання не відбувається. За використання а-кетоглутарату чи пірувату надходження Са²⁺ інтенсифікує активність ферментів, що веде до збільшення мембранного потенціалу мітохондрій, але лише в стані S4.

Література

1. Dressel, J. The discovery of germanin by Oskar Dressel and Richard Kothe. J. Chem. Ed. 1961, 38 (12), pp 620-621.

2. Stein, C. A.; Larocca, It. V.; Thomas, R.; Mcame, N.; Myzas, C. E. Suramin: An anticancer drug with a unique mechanism of action. J. Clin. Oncol. 1989, 7 (4), pp 499-508.

3. Beindl, W.; Mitterauer, T.; Hohenegger, M.; Ijzerman, A. P.; Nanoff, C.; Freissmuth, M. Inhibition of receptor G-protein coupling by suramin analogues. Molecular Pharmacology. 1996, 50 (2), pp 415-423.

4. Burnstock, G. Purinergic signalling in the urinary tract in health and disease. Purinergic Signal. 2014, 10 (1), pp 103-155.

5. Hohenegger, M.; Mathyash, M.; Poussu, K.; Herrmann-Frank, A.; Sarkozi, S.; Lehmann-Horn, F.; Freissmuth, M. Activation of the skeletal muscle ryanodine receptor by suramin and suramin analogs. Mol. Pharmacol. 1996, 50 (6), pp 1443-1453.

6. Dunn, P. M.; Blakeley, A. G. Suramin: A reversible P2-purinoceptor antagonist in the mouse vas deferens. Br. J. Pharmacol. 1988, 93 (2), pp 243-245.

7. El-Ajouz, S.; Ray, D.; Allsopp, R. C.; Evans, R. J. Molecular basis of selective antagonism of the P2X1 receptor for ATP by NF449 and suramin: contribution of basic amino acids in the cysteine-rich loop. Br JPharmacol. 2012, 165 (2), pp 390-400.

8. Layton, D.; Azzi, A. Suramin: a potent inhibitor of the calcium transport in sarcoplasmic reticulum. Biochem Biophys Res Commun. 1974, 59 (1), pp 322-325.

9. Seewald, M. J.; Olsen, R. A.; Powis, G. Suramin blocks intracellular Ca²+ release and growth factor- induced increases in cytoplasmic free Ca²+ concentration. Cancer Lett. 1989, 49 (2), pp 107-113.

10. Voogd, T. E.; Vansterkenburg, E. L.;Wilting, J.; Janssen, L. H. Recent research on the biological activity of suramin. Pharmacol. Rev. 1993, 45(2), pp 177-203.

11. Sitsapesan, R.; Williams, A. J. Modification of the conductance and gating properties of ryanodine receptors by suramin. J Mernbr Biol. 1996, 153 (2), pp 93-103.

12. Fill, M.; Copello, J. A. Ryanodine receptor calcium release channels. Physiol Rev. 2002, 82 (4), pp 893-922.

13. Pierebon, N.; Renard-Rooney, D.; Gaspers, L. Ryanodine receptors in liver. J. Biol. Chem. 2006, 45, pp 34086-34095.

14. Kupynyak, N. I.; Ikkert, O. V.; Shlykov, S. G.; Babich, L. G.; Manko, V.V. Mitochondrial ryanodine- sensitive Ca2+ channels of rat liver. Cell Biochemistry andFunction. 2017, 35 (1), pp 42-49.

15. Купиняк, Н. І.; Іккерт, О. В.; Манько, В. В. Роль ріанодинчутливих Са²+-каналів у регуляції дихання мітохондрій печінки щурів. Вісник Львівського університету. Серія біологічна. 2017. Вип. 76. с. 193-205.

16. Jonson, D.; Lardy, H. Methods in Еnzymology. New York. 1967, 10, pp 94-102.

17. Lowry, O.; Rosebroughh, N.; Farr, A. Protein measurement with the Folin phenol reagent. J. Biol. Chem. 1951, 193 (1), pp 265-275.

18. Brand, M. D.; Brown, G. C.; Cooper, C. E. Bioenergetics: a practical approach; Oxford. IRL Press, 1995: pp 39-62.

19. Nadtochiy, S. M.; Tompkins, A.; Brookes, P. S. Different mechanisms of mitochondriаl proton leak in ischemia/reperfusion injury and precondition: implications for pathology and cardioprotection. Biochem. J. 2006, 395 (3), pр. 611-618.

20. Chance, B.; Williams, G. Respiratory enzymes in oxidative phosphorylation. The steady state. J. Biol. Chem. 1955, 217, pр. 409-427.

21. Panov, A. V.; Scaduto, R. C. Influence of calcium on NADH and succinate oxidation by rat heart submitochondrial particles. Archives of Biochemistry and Biophysics. 1995, 316 (2), pp. 815-820.

22. Rutter, J.; Winge, D. R.; Schiffman, J. D. Succinate Dehydrogenase - Assembly, Regulation and Role in Human Disease Mitochondrion. 2010, 10(4) pp. 393-401.

23. Denton, R. M. Regulation of mitochondrial dehydrogenases by calcium ions. Biochim Biophys Acta. 2009, 1787 (11), 1309-1316.

24. Bookelman, H.J.; Trijbels, M. F.;

S engers, R. C.; Janssen, A.J.; Veerkamp, J. H.; Stadholjders, T A. Pyruvate oxidation in rat and human skeletal muscle mitochondria. Biochemical Medicine. 1978, 20 (3), pp. 395-403.

25. Labajova, A.; Vojtiskova, A.; Krivakova, P.; Kofranek, J.; Drahota, Z.; Houstek, J. Evaluation of mitochondrial membrane potential using a computerized device with a tetraphenylphosphonium- selective electrode. Anal Biochem. 2006, 353 (1), pp. 37-42.

26. Denton, R. M.; Mccormack, J. G.; Rut-I-Er, G. A.; Burnett, P.; Edgell, N. J.; Moule, S. K.; Diggle, T. A. The hormonal regulation of pyruvate dehydrogenase complex. Adv Enzyme Regul. 1996, 36, pp. 183-198.

27. Rutter, G. A.; Denton R. M. The binding of Ca²+ ions to pig-heart NAD+-isocitrate dehydrogenase and the 2-oxoglutarate dehydrogenase complex. Biochem. J., 1989, 263 (2), pp. 453-462.

28. Qi, F.; Pradhan, R. K.; Dash, R. K.; Beard, D. A. Detailed kinetics and regulation of mammalian 2-oxoglutarate dehydrogenase. BMC Biochem. 2011, 26, pp. 12-53.

29. Wan, B.; Lanoue, K. F.; Cheung, J. Y.; Scaduto, R. C. Regulation of citric-acid cycle by calcium. J. Biol. Chem. 1989, 264 (23), pp. 1343013439.

30. Siess, E. A.; Wieland, O. H. Regulation of pyruvate dehydrogenase interconversion in isolated hepatocytes by the mitochondrial ATP/ADP. ratio. FEBS Lett. 1975, 52 (2), pp. 226-30.

31. Taylor, S. I.; Mukherjee, C.; Jungas, R. L. Regulation of pyruvate dehydrogenase in isolated rat liver mitochondria. Effects of octanoate, oxidation- reduction state, and adenosine triphosphate to adenosine diphosphate ratio. J Biol Chem. 1975, 250 (6), pp. 2028-2035.

32. Roche, T. E.; Baker, J. C.; Yan, X.; Hiromasa, Y.; Gong, X.; Peng, T.; Dong, J.; Turkan, A.; Kasten, S. A. Distinct regulatory properties of pyruvate dehydrogenase kinase and phosphatase isoforms. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol. 2001, 70, pp. 33-75.

Размещено на Allbest.ru