Акумуляція а-токоферолу в клітинах мікроводоростей
Підвищення рівня експресії генів біосинтезу токоферолів у клітинах мікроводоростей. Накопичення а-токоферолу за різних режимів культивування. Стимуляція синтезу а-токоферолу за умов помірного стресу. Вивчення росту культури в умовах циклів світло-темрява.
| Рубрика | Биология и естествознание |
| Вид | статья |
| Язык | украинский |
| Дата добавления | 16.09.2022 |
| Размер файла | 409,2 K |
Отправить свою хорошую работу в базу знаний просто. Используйте форму, расположенную ниже
Студенты, аспиранты, молодые ученые, использующие базу знаний в своей учебе и работе, будут вам очень благодарны.
Размещено на http://www.allbest.ru/
АКУМУЛЯЦІЯ а-ТОКОФЕРОЛУ В КЛІТИНАХ МІКРОВОДОРОСТЕЙ
В.М. Мокросноп, О.К. Золотарьова
Інститут ботаніки ім. М.Г. Холодного НАН України
Реферат
В.М. Мокросноп, О.К. Золотарьова
Институт ботаники им. М.Г. Холодного НАН України
АККУМУЛЯЦИЯ а-ТОКОФЕРОЛА В КЛЕТКАХ МИКРОВОДОРОСЛЕЙ
До настоящего времени растительные масла являются основным природным источником витамина Е. Среди соединений группы витамина Е наибольшую биологическую активность имеет a-токоферол, содержание которого в растительных маслах относительно небольшой. Значительно более высокие концентрации a-токоферола (до 4-6 мг/г сух. в.) накапливают некоторые микроводоросли, такие как Euglena gracilis, Dunaliella tertiolecta, Nannochloropsis oculata, Tetraselmis suecica и др. Из-за этого последнее время увеличился интерес к биотехнологии микроводорослей с целью получения сырья для производства витаминов. Накопление токоферолов в биомассе E. gracilis происходит наиболее эффективно в условиях миксотрофного культивирования.
Растворимый в липидах a-токоферол является компонентом неэнзиматической антиоксидантной системы и выполняет функцию защиты клеточных мембран от активных форм кислорода. В результате многих исследований установлена зависимость уровня накопления a-токоферола от условий культивирования микроводорослей, включая интенсивность освещения, фотопериод, уровень азота, температуру, тип углеродного питания и др. При этом, стрессовые условия стимулируют накопление антиоксидантов в фотосинтезирующих организмах, но ограничивают нормальную скорость их роста. Проблема увеличения выхода токоферолов решается в системах двухэтапного культивирования через разделение во времени стадий накопления биомассы и стадии стимуляции биосинтеза a-токоферола. Увеличение содержания токоферола при этом достигается благодаря введению экзогенных источников углерода та этапе накопления биомассы и лимитирование питательной среды по некоторым биогенным элементам на этапе стимуляции синтеза антиоксиданта. В обзоре приведены данные о влиянии состава питательной среды, типа питания, температуры, интенсивности освещения, техники культивирования на накопление клетками микроводорослей витамина Е.
Ключевые слова: микроводоросли, а-токоферол, двухэтапное культивирование
V.M. Mokrosnop, E.K. Zolotareva
M. G. Kholodny Institute of Botany, National Academy of Sciences of Ukraine
ACCUMULATION OF a-TOCOPHEROL IN MICROALGAE CELLS
To date, the main natural source of vitamin E is vegetable oils. Among the compounds of the vitamin E group, а-tocopherol has the higher biological activity, the relative content of which in vegetable oils is comparatively small. Significantly higher concentrations of а-tocopherol (up to 4-6 mg / g dry weight) accumulate some microalgae, such as Euglena gracilis, Dunaliella tertiolecta, Nannochloropsis oculata, Tetraselmis suecica and others. Due to this, there has been a growing interest in biotechnology of microalgae as a raw material for the production of vitamins. The largest amount of tocopherols is synthesized in Euglena gracilis cells by myxorotrophic cultivation.
Lipid-soluble а-tocopherol is a component of the non-enzymatic antioxidant system and performs the function ofprotecting cell membranes from reactive oxygen species and free radicals. As a result of many studies, the dependence of the level of а-tocopherol accumulation on the conditions of cultivation of microalgae, including light intensity, photoperiod, nitrogen level, temperature, type of carbon nutrition, etc. At the same time, stressful conditions stimulate the accumulation of antioxidants in photosynthetic organisms, but limit the normal rate of their growth. The problem of increasing the yield of tocopherols is solved in systems of two-stage cultivation through the separation in time of the stage of biomass accumulation and the stage of stimulation of а-tocopherol biosynthesis. The increase in tocopherol content is achieved due to the introduction of exogenous carbon sources at the stage of biomass accumulation and limiting the nutrient medium for some nutrients at the stage of stimulating the synthesis of antioxidants. The review presents data on the effects of the composition of the nutrient medium, type of nutrition, temperature, light intensity, cultivation technique on the accumulation of vitamin E by microalgae cells.
Key words: microalgae, а-tocopherol, two-stage cultivation.
До теперішнього часу рослинні олії є основним природним джерелом вітаміну E. Серед сполук групи вітаміну Е найбільшу біологічну активність має a-токоферол, вміст якого в рослинних оліях відносно невеликий. Значно вищі концентрації a-токоферолу (до 4-6 мг/г сух. в.) накопичують деякі мікро- водорості, такі як Euglena gracilis, Dunaliella tertiolecta, Nannochloropsis oculata, Tetraselmis suecica та ін. Через це останнім часом зростає інтерес до біотехнології мікроводоростей з метою отримання сировини для виробництва вітамінів. Накопичення токоферолів у біомасі E. gracilis відбувається найефективніше за умов міксотрофного культивування.
Розчинний у ліпідах a-токоферол є компонентом неензиматичної антиоксидантної системи і виконує функцію захисту клітинних мембран від активних форм кисню і вільних радикалів. В результаті багатьох досліджень встановлена залежність рівня накопичення a-токоферолу від умов культивування мікроводоростей, включаючи інтенсивність світла, фотоперіод, рівень азоту, температуру, тип вуглецевого живлення тощо. При цьому, стресові умови стимулюють накопичення антиоксидантів у фотосинтезувальних організмах, але обмежують нормальну швидкість їхнього росту.
Проблема збільшення виходу токоферолів вирішується в системах двоетапного культивування через розділення у часі стадії накопичення біомаси і стадії стимуляції біосинтезу a-токоферолу. Підвищення вмісту токоферолу при цьому досягається завдяки введенню екзогенних джерел вуглецю на етапі накопичення біомаси і лімітування живильного середовища за деякими біогенними елементами на етапі стимуляції синтезу антиоксиданту.
У огляді наведені дані про вплив складу живильного середовища, типу живлення, температури, інтенсивності освітлення, техніки культивування на накопичення клітинами мікроводоростей вітаміну Е.
Ключові слова: мікроводорості, a-токоферол, двоетапне культивування
Токофероли разом з токотрієнолами складають клас токохроманолів, які синтезуються тільки оксигенними фотосинтезувальними організмами [31, 37] і, в тому або іншому ступені, проявляють активність вітаміну Е. Натуральний вітамін Е - це незамінна поживна речовина для тваринних організмів, яка широко використовується в клінічній та харчовій галузях. Серед 4-х ізоформ (а-, Р-, у-, 3-) як токотрієнолів, так і токоферолів, найбільш високу біологічну активність має а-токоферол. Він є компонентом неензиматичної антиоксидантної системи, універсальним протектором клітинних мембран від окисню- вального пошкодження, забезпечує захист рослинних і тваринних клітин від вільних радикалів і активних форм кисню [16, 37]. а-Токоферол є хіральною молекулою з трьома стереоцентрами. Вісім стереоізомерів а-токоферолу відрізняються за розташуванням груп навколо цих стереоцентрів. Природною формою є RRR-а-токоферол.
Завдяки специфічним хімічним властивостям а-токоферол накопичується в ліпідному бішарі мембран тилакоїдів та оболонок хлоропласту і займає таке положення в мембрані, що перешкоджає контакту кисню з нена- сиченими ліпідами мембран, захищаючи їх від перекисної деструкції [20]. Антиоксидантні властивості токоферолів зумовлені здатністю рухомого гідроксилу хроманового ядра безпосередньо взаємодіяти з вільними радикалами кисню (О2», НО», НО2»), вільними радикалами ненасичених жирних кислот (RO», RO2») і пероксидами жирних кислот [20]. В клітинах найбільш чутливими до окиснювального пошкодження є мітохондрії, оскільки вони містять велику кількість ненасичених ліпідів, що легко окиснюються. Разом з іншими антиоксидантами (наприклад, аскорбіновою кислотою, каротиноїдами, глута- тіоном) а-токоферол підтримує стабільний окисно-відновний статус хлоропластів, стабілізує мембранні структури в клітинах, запобігаючи окисненню подвійних зв'язків в молекулах каротину і вітаміну A, а також SH-груп мембранних білків. Стабілізувальний ефект токоферолу проявляється у зниженні споживання кисню клітинами, підвищенні їх стійкості до гіпоксії, зростанні спряженості мітохондріальних мембран і швидкості утворення АТФ. Токоферол відіграє регулюючу роль у фотосинтезі та метаболізмі макроелементів [30].
Олії є традиційним джерелом вітаміну Е, однак при досить високому загальному рівні цих сполук відносний вміст а-токоферолу в них невеликий і поступається деяким видам мікроводоростей. Питомий внесок а-токоферолу у фракцію вітаміну Е клітин мікроводоростей може досягати 95% [25, 35].
Оскільки споживчий попит на вітамін природного походження зростає, посилюється інтерес до альтернативних продуцентів, таких як мікроскопічні водорості, розробляються і удосконалюються технології культивування водоростей з підвищеним вмістом токоферолів [18].
Біосинтез токоферолу
Протягом останніх десятиліть ензиматичні етапи біосинтезу токоферолу досліджені та детально описані [5, 8]. До біосинтезу токоферолу, який відбувається в основному в пластидах, залучені сполуки з двох метаболічних шляхів (рис. 1): тирозин і гомогентизинова кислота, які виробляються шикіматним шляхом, та фітилдифосфат (ФДФ), який є продуктом метилери- тритолфосфатного шляху і утворюється з геранілгеранілдифосфату за участі геранілгеранілредуктази. Обидва субстрати, гомогентизинова кислота і ФДФ, за участю гомогентизинової фітилтрансферази, конденсуються з утворенням 2-метил-6-фітил-1,4-гідрохінону (МФГ), що трасформується до 2,3-метил-5-фітил-1,4-гідрохінону. Останній за участю токоферолциклази перетворюється у у-токоферол, з якого синтезується а-токоферол. Ця остання реакція ланцюга біосинтезу каталізується у-токоферолметилтрансферазою.
В результаті генетичних досліджень, проведених на модельних організмах (Arabidopsis thaliana, Synechocystis PCC6803), було визначено структурні гени, які кодують основні ферменти синтезу токохроманолів.
Рис. 1. Схема біосинтезу у- і а-токоферолів. У правій частині схеми позначені гени, які кодують ключові ензими [8]
Fig. 1. Scheme of the biosynthesis of y- and а-tocopherols. The right side of the diagram shows the genes that encode key enzymes [8]
Шляхом підвищення/зниження рівня експресії окремих генів, або груп генів біосинтезу токоферолів, вдалося визначити процеси метаболізму, які чинять вплив на акумуляцію токоферолів та покращити вміст та склад цих сполук у дослідних вищих рослинах [8, 40]. Однак існує дуже мало робіт по генетичній модифікації мікроводоростей для збільшення накопичення токоферолу [39].
Акумуляція токоферолу у клітинах мікроводоростей залежить від виду мікроводорості та способу її культивування. Відносно нещодавно в роботі [13] з використанням методів скорострільної протеоміки і високоефективної та надефективної рідинної хроматографії був проведений порівняльний про- теомний аналіз метаболічних шляхів біосинтезу а-токоферолу з деякими метаболітами при фототрофному (ФТ), міксотрофному (МТ) і гетеротрофному (ГТ) культивуванні клітин Euglena gracilis var. saccharophila. Модифіковане внесенням дріжджового екстракту (10 г/л) поживне середовище Хатнера [29] використовували як базове для вирощування всіх варіантів культур. У базове живильне середовище культур МТ- та ГТ- вносили глюкозу до 1,5%. Таким чином, клітини ФТ культур використовували як джерело карбону переважно атмосферний СО2, через фотосинтез, МТ- атмосферний СО2 та глюкозу, ГТ-глюкозу. Всі культури засвоювали частину вуглецю із амінокислот дріжджового екстракту [13].
Результати показали, що режим вирощування має значний вплив як на вміст антиоксидантів, так і на активацію біосинтезу ензимів, залучених до їх формування [13]. Автори виявили в цілому 3843 нерезервних білків, з яких 1890 синтезувалися при всіх режимах культивування. Хоча всі ферменти, необхідні для синтезу а-токоферолу, були знайдені в транскриптомі E. gracilis [27], в першому протеомному дослідженні [13] не вдалося виявити послідовності для токоферолциклази (EC 5.5.1.24) і токоферол-О-метилтрансферази (EC 2.1.1.95) (табл. 1).
Інші ензими шляху біосинтезу а-токоферолу були ідентифіковані на рівні протеому, і всі вони активні в ФТ- культурах.
Експресія ГФП диоксигенази в клітинах ФТ-, МТ- та ГТ- культур, значно зростала при освітленні (табл.1), тоді як в темряві у ФТ- та МТ-культур експресія цього ензиму була слабкішою або значно слабшою, відповідно, а у ГТ-культурі пригнічувалася. Експресія МФГ метилтрансферази в темряві в різному ступені пригнічувалися при всіх режимах культивування: найбільше пригнічення відбувалося в МТ-, а найменше - у ГТ- культурах. Експресія ГФТ/ГГТ в клітинах ФТ- культури дещо активувалася, а у МТ- культурі пригнічувалася, тоді як в ГТ- культурі експресію цих ензимів виявити не вдалося.
Накопичення а-токоферолу в клітинах мікроводоростей за різних режимів культивування
Тип органічного субстрату, джерела вуглецю та/або нітрогену у середовищі мікроводорості має важливе значення для внутрішньоклітинного синтезу вітамінів. Експериментально виявлений вплив таких чинників, як температура, фотоперіод, інтенсивність світла, вміст азоту, тип вуглецевого живлення, вік обраної культури разом із природою екзогенних органічних поживних речовин.
Таблиця 1. Рівні ензимів шляху біосинтезу а-токоферолу у клітинах мікроводорості E. gracilis var. saccharophila за різних умов культивування (за даними [13])
Table l The levels of enzymes of the а-tocopherol biosynthesis pathway in the cells of microalga E. gracilis var. saccharophila under different conditions of cultivation (according to [13])
|
Ензими |
Наявність/відсутність світла |
ФТ |
МТ |
ГТ |
|
|
ГФП диоксигеназа |
темрява |
ТТ |
Т |
tt |
|
|
світло |
ТТТ |
ТТ |
ТТТ |
||
|
ГФТ/ГГТ** |
світло |
Т |
tt |
н/в* |
|
|
2-МФГМТ*** |
темрява |
t |
ш |
tt |
|
|
Токоферолциклаза |
темрява |
н/в* |
н/в* |
н/в* |
|
|
Токоферол-О-метилтрансфераза |
світло |
н/в* |
н/в* |
н/в* |
Примітка: У колонці «ФТ» стрілками позначено вміст ензиму у культурі ФТ відносно інших білків під час екстракції, а у колонках «МТ» та «ГТ» -вміст ензиму у культурах МТ і ГТ відносно його значення для ФТ культури. Т - ТТ - ТТТ - ряд стрілок, що позначають збільшення (зліва на право) відносного вмісту ензиму; t - Ц - Щ - ряд стрілок, що позначають зменшення (зліва на право) відносного вмісту ензиму.
*Не виявлено
**Гомогентизинова фітилтрансфераза / геранілгеранілтрансфераза
***МФГ метилтрансфераза
Note: The enzyme content in the FT culture relative to other proteins during extraction is indicated by the arrows in the "FT" column, and relative to its value the enzyme content in MT and GT cultures in the "MT" and "GT" columns. Т - ТТ - ТТТ - a series of arrows indicating the increase (from left to right) of the relative content of the enzyme; t - it - it) - a series of arrows indicating the decrease (from left to right) of the relative content of the enzyme.
* Not found
** Homogentisine phytyltransferase / geranylgeranyl transferase
*** 2-Methyl-6-phytyl-1,4-hydroquinone
Багатьма дослідженнями встановлено, що хоча швидкість росту ФТ-культур значно поступається МТ-культурам найбільш активна акумуляція а-токоферолу в клітинах мікроводоростей відбувається при фотоавтотрофному режимі вирощування [10, 22, 26, 29]. Ці спостереження добре ілюструють дані роботи [13], отримані при порівняльному вивченні динаміки росту і накопичення деяких метаболітів при ФТ-, МТ- і ГТ- культивуванні E. gracilis var. saccharophila (рис. 2). Видно, що в МТ-культурах протягом перших 24 годин культивування рівень а-токоферолу знижувався до рівня, меншого вихідної концентрації, а потім підвищувався до 1,40 мг*(г сух. в.)-1 (рис. 2а). В перерахунку на суху масу найбільшу кількість а-токоферолу за 72 год культивування накопичували клітини ФТ-культур: концентрація а-токоферолу у них досягала 2,52 мг*(г сух. в.)-1, тоді як в МТ- і ГТ- культурах - 1,40 і 0,21 мгх(г сух. в.)-1, відповідно.
Рис. 2. Динаміка накопичення «-токоферолу у клітинах мікроводорості Е. gracilis var. saccharophila за різних режимів культивування. Концентрація а-токоферолу представлена у: а) мгх(г сух. в.)-1; б) мгхл-1. Графіки побудовані за даними роботи [13]
Fig. 2. Dynamics of а-tocopherol accumulation in the cells of microalga E. gracilis var. saccharophila under different regimes of cultivation. The concentration of а-tocopherol is presented in: a) mgx(g dry w.) - 1; b) mgxl-1. Graphs are based on the data of [13]
Важливо підкреслити, що незважаючи на меншу концентрацію а-токоферолу в клітинах, його накопичення в перерахунку на літр культури було найвищим в МТ- культурах після 72 год вирощування (рис. 2б). Це пов'язано з більш інтенсивним ростом культури за МТ-умов. Такий же висновок був зроблений за результатами нашої роботи [22] при порівнянні накопичення а-токоферолу в ФТ- і МТ- культурах E. gracilis, вирощених при додаванні 100 мМ етанолу і 40 мМ глутамату. За цих умов загальний вихід а-токоферолу в МТ- культурі більше ніж вдвічі перевищував продукування цього вітаміну ФТ- культурою, хоча його вміст в перерахунку на клітину за МТ- умов був в 2-7 разів нижче ніж при ФТ- культивуванні.
Здатність деяких мікроводоростей (Dunaliella tertiolecta, Tetraselmis suecica, E. gracilis та ін.) до гетеротрофного живлення може спрощувати культивування потенційного продуцента а-токоферолу за рахунок стимуляції росту культури органічними субстратами та синтезу а-токоферолу без освітлення [4]. У експериментах J. Ogbonna та ін. [26], акумуляція біомаси E. gracilis при ГТ культивуванні за присутності етанолу у сольовому живильному середовищі зростала до 39,5 г*л-1 на 19-у добу культивування, що перевищувало продуктивність як ФТ-, так і МТ-культур. Швидкість накопичення а-токоферолу в цих дослідах складала 102,1 мкг*л-1*год-1. Метаболізм етанолу у клітинах мікроводорості супроводжується утворенням ацетил-КоА, який може виступати попередником синтезу токоферолів. На думку авторів, активація синтезу токохроманолів є наслідком помірного оксидативного стресу, який індукується в клітинах E. gracilis продуктом розщеплення етанолу - ацетальдегідом. Важливо також, що за наявності етилового спирту знижується ймовірність контамінації культури мікроводорості іншими мікроорганізмами.
Таким чином, гетеротрофні культури мікроводорості E. gracilis, які не залежать від освітлення, можуть бути перспективними комерційними продуцентами активного вітаміну Е і бути вигідною заміною нинішнім природним комерційним його джерелам - оліям [26].
Внутрішньоклітинний вміст а-токоферолу в клітинах водоростей залежить від умов культивування, отже, основним способом збільшення вмісту цього вітаміну є зміна складу живильного середовища, температурного та світлового режимів. Синтез токоферолів у клітинах мікроводорості E. gracilis можна стимулювати внесенням екзогенних субстратів (етанол, глюкоза, глутамат, малат та ін.) та їх комбінацій [3, 9, 26]. Відповідно до даних, отриманих T. Fujita та ін. [9] внесення однієї лише глюкози у живильне середовище культури E. gracilis стимулює накопичення клітин культури в 5 разів, але етанол є найкращим субстратом для стимуляції акумуляції а-токоферолу у перерахунку на одиницю об'єму культурального середовища.
Комбінація глюкози та етанолу у співвідношенні 3:2 забезпечує продуктивність а-токоферолу на культуру 38,9 мкг*л-1*год-1, що більше ніж в 4 рази перевищувала швидкість накопичення а-токоферолу без екзогенного додавання джерел органічного вуглецю (9,2x10 мкгхл- 1хгод- 1). Культивування E. gracilis з підкормкою у біореакторі з внесенням суміші субстратів кожні 24 год після перших 48 год до 120 год культивування дозволяє підвищити продукування а-токоферолу до 162,7 мкгхл-1хгод-1 [9].
Як речовини-стимулятори синтезу токоферолів у клітинах мікроводо- рості Stichococcus bacillaris siva 2011 (Chlorophyta) використовували мети- лжасмонат [33]. Жасмонати синтезуються у клітинах рослин у відповідь на стреси та підвищують активність експресії деяких генів, залучених у захисні механізми рослинного організму. Один із таких генів кодує тирозин амі- нотрансферазу, яка бере участь у біосинтезі токоферолів. Дослідниками був проаналізований вплив різних концентрацій метилжасмонату у живильному середовищі S. bacillaris (50, 100 та 200 мкл), з-поміж яких найменша концентрація мала найбільш виражений вплив на продукування вітаміну Е. На 24-у годину культивування S. bacillaris у біореакторі за наявності 50 мкл жасмо- нату рівень RRR-a-токоферолу у клітинах організму зростав на ~50% порівняно із контрольним варіантом, досягаючи 1,3 мг*(г сух. в.)-1 Цитотоксична дія більших концентрацій метилжасмонату та триваліший період експозиції негативно впливали на інтенсивність синтезу токоферолів [33].
Вплив світла і температури на продукування токоферолу мікроводоростями
Біосинтез а-токоферолу відбувається лише в фотосинтезувальних організмах [35], але літературні повідомлення щодо локалізації а-токоферолу у клітинах та його відношення до фотосинтезу є суперечливими [17, 23, 32, 34]. Вважається, що мітохондрії, так як і хлоропласти беруть участь в синтезі а-токоферолу [17, 31]. Утворення токоферолів відбувається у темряві при ГТ- культивуванні [28]. а-Токоферол накопичується також у позбавлених хлорофілу штамах E. gracilis [29], при чому його біосинтез навіть стимулюється світлом [17]. Порівняльне дослідження вмісту а-токоферолу в мутанті E. gracilis (WZSL), не здатному до фотосинтезу, та дикому типі за фотогетеротрофних та гетеротрофних умов показали значне збільшення на світлі (майже на 100%) вмісту цього вітаміну в обох штамах, незалежно від наявності хлоропластів. Тобто, кореляція між освітленням та виробленням вітаміну Е не пов'язана з фотосинтезом.
Експериментальне вивчення впливу інтенсивності освітлення і температури на накопичення а-токоферолу у різних видів фітопланктонних водоростей показало широкий діапазон реакцій [14]. За високої щільності потоку фотонів при підвищенні температури від 5 °C до 25° C концентрації а-токоферолу поступово збільшувалися у Phaeodactylum tricornutum (Bacillariophyta) та Prorocentrum cordatum (Dinophyta). У всіх випадках, коли було зафіксовано значний вплив щільності потоку фотонів, також спостерігалася залежність продукування а-токоферолу від температури та/або комбінований ефект із температурою, за винятком штаму D. tertiolecta (Chlorophyta). Вміст а-токоферолу у цьому штамі зростав за високої щільності потоку фотонів незалежно від температури. Накопичення вітаміну в клітинах Nodularia spumigena (Cyanophyta), навпаки, посилювалося при низькій щільності потоку фотонів незалежно від температури. У багатьох випадках ці реакції виявляли подібні або протилежні закономірності щодо концентрацій антиоксидантів. Недавні дослідження показали, як забезпечення світлом або органічним вуглецем впливає на вироблення розчинних у ліпідах клітинних компонентів, таких як а-токоферол [12, 39].
Слід відмітити, що у вищих рослин токофероли відіграють важливу роль в адаптації до стресів при низьких і високих температурах [19]. Відзначено вплив низької температури на вироблення токоферолу E. gracilis Z. Хоча в перші кілька годин низькотемпературного впливу спостерігалося незначне зниження вироблення а-токоферолу, його накопичення значно посилювалося протягом періоду адаптації (приблизно 50 год.), а після 100 годин стресу концентрація приблизно в 11 разів перевищувала контрольне значення [28].
Стимуляція синтезу а-токоферолу за умов помірного стресу
При ФТ- та МТ- культивуванні в первинних фотохімічних реакціях, які відбуваються у фотосинтетичних мембранах, утворюється велика кількість O2 і активних форм кисню (АФК). Крім того, АФК виробляються у плазматичній мембрані, електрон-транспортною системою в мітохондріях [32], а також в ході інших метаболічних процесів, локалізованих у різних клітинних компартментах. У природному середовищі водорості постійно піддаються впливу різних абіотичних стресів, що призводять до зростання вмісту АФК, які викликають окиснювальну деструкцію клітинних структур. Кожен вид мікроводоростей по-різному реагує на різні типи стресів, мобілізуючи через клітинні зв'язки захисні антиоксидантні системи рослини, до яких залучені неферментативні антиоксиданти, такі як каротини, флавоноїди і ліпофільні токофероли. Залежно від умов, вміст токоферолу може відрізнятися до семи разів в клітинах одного штаму. Ця адаптивна реакція на стрес використовується в біотехнологічних регламентах для комерційного вирощування мікро- водоростей з підвищеним вмістом специфічних антиоксидантних сполук.
Дослідження O. Mudimu та співавт. [24] на 130 штамах водоростей та ціанобактерій показали, що більш висока концентрація а-токоферолу в клітинах досягається під час стаціонарної фази росту і є найвищою за наявності лише чверті стандартної кількості азоту у вигляді нітрату в живильному середовищі. Разом з цим дослідники вказали на залежність кількості накопиченого вітаміну Е в мікроводоростях від таксономічної приналежності організму. Найменші кількості а-токоферолу були виявлені у представників класів Rhodophyta та Streptophyta [24] (табл. 2).
Дослідження морських планктонних водоростей як можливого джерела біомаси, багатої вітаміном Е, показало, що серед п'яти досліджуваних видів мікроводоростей (T. suecica, D. tertiolecta, Isochrysis galbana, Pavlova luther (Haptophyta), Skeletonema costatum (Bacillariophyta), Chaetoceros caletoceros (Bacillariophyta) найбільшу кількість вітаміну Е накопичує T. suecica - морська одноклітинна зелена водорість, яка містить відносно велику кількість ліпідів і токоферолів. Вміст а-токоферолу в клітинах T. suecica досягає 6,3 мг*(г сух. в.)-1, що еквівалентно вмісту вітаміну Е в зародках кукурудзи [6].
Морську мікроводорість Nannochloropsis aculata (Ochrophyta) використовують в аквакультурі для живлення коловерток, яких розводять для годування мальків риб, креветок, крабів, мідій. При визначенні шляхів підвищення харчової цінності первинної стадії цього трофічного ланцюга буловстановлено, що вміст токоферолу в клітинах N. oculata неухильно зростає з віком культури, що пов'язано з посиленням антиоксидантного захисту клітин при старінні. Дефіцит нітрогену - одного із ключових елементів метаболізму призводить до розвитку окиснювального стресу, що індукує синтез антиоксидантів.
Таблиця 2 Вміст а-токоферолу в клітинах мікроводоростей та ціанобактерій за оптимальних умов та з обмеженням вмісту нітрогену у середовищі (за даними O. Mudimu та співавт.) [24]
Table 2 The content of а-tocopherol in the cells of microalgae and cyanobacteria under optimal conditions and with limited nitrogen content in the environment (according to O. Mudimu et al.) [24]
|
Відділ Клас |
Вид мікроводорості |
Концентрація а-токоферолу (мкгхг-1) в стаціонарній фазі росту |
||
|
За стандарт. умов |
За нестачі нітрогену |
|||
|
Chlorophyta |
Haematococcus pluvialis |
580,43 |
1179,91 |
|
|
Chlorophyceae |
Coccomyxa sp. |
663,86 |
1062,02 |
|
|
Heterokontophyta |
Nannochloropsis oculata |
575,10 |
1445,66 |
|
|
Eustigmatophyceae |
Microchloropsis salina |
671,80 |
1094,19 |
|
|
Streptophyta |
Klebsormidium crenulatum |
92,47 |
- |
|
|
Klebsormidiophyceae |
Interfilum terricola |
47,90 |
- |
|
|
Rhodophyta |
Porphyridium purpureum |
43,45 |
89,54 |
|
|
Porphyridiophyceae |
P sordidum |
61,68 |
- |
|
|
Cyanobacteria |
Synechocystis sp. |
173,67 |
- |
|
|
Cyanophyceae |
Arthrospira maxima |
177,23 |
- |
Вивчення впливу різних концентрацій і форм азоту на накопичення антиоксидантів показало, що при зниженому рівні нітратів накопичення а-токоферолу в культурі N. oculata зростало [7]. Наявність нітратів у живильному розчині в концентрації 441 мкМ є стимулом для підвищення виходу токоферолу (до 2,33 мгх(г сух. в.)-1) з культури на пізній стаціонарній фазі росту. Вміст а-токоферолу був на 26% вищим порівняно з культурою, яка зростала в середовищі з подвійним вмістом нітратів. Важливо зазначити, що водорості на ранній стадії росту в середовищі живлення з такою ж кількістю нітрату (441 мкМ), містили на 59% меншу кількість вітаміну Е. На противагу вирощуванню на нітраті, присутність азоту у тих самих концентраціях в інших формах не мала аналогічного впливу на динаміку акумуляції вітаміну [7]. Доведено, що нітрат найбільше сприяє накопиченню а-токоферолу у клітинах мікроводорості, порівняно з нітритом, амонієм, сечовиною, взятими у концентрації, що відповідає однаковій кількості атомів азоту на літр живильного середовища [15].
Вплив азотного голодування поряд з ефектом високої концентрації NaCl та опромінення УФ-В на синтез антиоксидантів у мікроводорості D. salina (Chlorophyta) вивчався H. Abd El-baky [1]. Згідно з результатами, антиоксидантний захист у клітинах D. salina, вирощених в оптимальному живильному середовищі, збільшується під опроміненням УФ-В, а також при високій концентрації NaCl та дефіциті азоту. Механізми захисту включають прискорений синтез антиоксидантних компонентів, включаючи а-токоферол, концентрація якого досягла максимального рівня в 3,83 мг*(г сух. в.)-1 через сукупний вплив сольового стресу (16% NaCl) та дефіциту азоту (2,5 мМ) [1].
З іншого боку, за даними [11] на вміст а-токоферолу в Chlorella vulgaris, P. tricornutum та T suecica позитивно впливало лише обмеження фосфатного живлення, тоді як продукування а-токоферолу T suecica посилювалося в умовах, насичення поживними речовинами [4].
Перевагами мікроводоростей D. tertiolecta та T. suecica є їх невибагливість до середовища, здатність асимілювати органічні речовини та швидко накопичувати біомасу вище 70 г*л-1. Через це ці культури широко використовуються в аквакультурі для годівлі риби та личинок молюсків. Порівняння інтенсивності росту та накопичення а-токоферолу у D. tertiolecta та T. suecica в експерименті E. Carballo-Cardenas et al. [4] несподівано показали, що при збільшенні щільності клітин та зменшенні доступності світла зростали як концентрація клітин у культурі, так як і вміст токоферолу в клітинах. Таким чином, експеримент не виявив очікуваного впливу високої інтенсивності світла на вміст токоферолів як антиоксидантів, що захищають фотосинтетичний апарат від фотоокиснювальних пошкоджень. Автори вважають, що отримані дані показують, що внутрішньоклітинний синтез токоферолу стимулювався не тільки інтенсивністю світла, але й старінням культури. Ці результати вказують на можливість отримання великої кількості а-токоферолу з культур мікроводоростей з високою щільністю клітин [4].
Показано, що накопичення токоферолу у змішаних культурах мікрово- доростей E. gracilis і Selenastrum capricornutum, які є компонентами аквакультур судака та сома, зростало при виснаженні поживних речовин у водоймі [36]. При зниженні концентрації амонійного нітрогену на 98,9-99,5 та фосфату на 98,4-99,8% від початкового рівня вміст токоферолу в біомасі водоростей зростав до 877,2 мкг*л-1, що перевищує вимоги до корму для риб. Таким чином, водорості за варіювання умов вирощування можуть забезпечити потреби риб в біологічно-активних речовинах.
Оптимізація синтезу а-токоферолу за умов двостадійного культивування мікроводоростей
токоферол біосинтез культура ген
Ріст деяких видів водоростей (наприклад, евгленоїдних та зелених водоростей) можна оптимізувати для посиленого виробництва а-токоферолу [35], розділяючи у часі стадію накопичення біомаси і стадію стимуляції біосинтезу а-токоферолу. При двостадійному режимі культивування мікроводорості спочатку вирощують в оптимальних для росту умовах. Потім мікроводорості збирають та переводять на модифіковане середовище для подальшого культивування в стресових умовах, що посилює біосинтез токоферолу. Для підвищення продукування токоферолу застосовують також екзогенне додавання прооксидантів, таких як H2O2 [2].
Найбільш перспективним джерелом токоферолів вважаються представники роду Euglena spp., які накопичують цього вітаміну до 3,7 мг*(г сух. в.)-1 із вмістом а-токоферолу до 97% [28, 30]. Клітини мікроводорості E. gracilis також накопичують у великих кількостях і інші антиоксиданти, такі як 0-каротин, вітамін С, глутатіон, а також поліненасичені жирні кислоти, всі 20 основних амінокислот та імуностимулювальний поліцукрид 0-глікан (пара- мілон) [38]. Завдяки високій поживній цінності цього організму та нетоксич- ності, його застосовують як основний корм чи підкормку для тварин, він споживається людиною у вигляді біологічно активних добавок [24].
Мікроводорість E. gracilis здатна асимілювати різноманітні органічні джерела вуглецю (глюкоза, ацетат, глутамат, сукцинат, піруват, малат, етанол та ін.), досягаючи маси клітин культури від 10,8 до 19,0 г*л-1 на 5-у добу культивування в середовищі з оптимальним комбінованим вмістом субстратів [29, 34]. Цей організм також добре росте в автотрофних і гетеротрофних умовах культивування, має широкий оптимум рН та температури росту, не надто вибагливий до інтенсивності освітлення, має пристосування до дефіциту кисню. Клітини мікроводорості E. gracilis позбавлені целюлозної клітинної стінки, що значно полегшує екстракцію токоферолів і, у випадку використання біомаси E. gracilis у їжу, вона легко засвоюється та асимілюється. Проте, у порівнянні з деякими іншими мікроводоростями, Dunaliella і Spirulina, культура E. gracilis легко контамінується мікроорганізмами, що швидко ростуть [25].
МТ- клітини E. gracilis досягають високих показників накопиченої біомаси за одиницю часу, проте з меншим умістом антиоксидантних вітамінів ніж у ФТ- культури. Для ефективного продукування цих вітамінів було застосовано двостадійне культивування [34]. Після того, як клітини E. gracilis були вирощені у культурі з підкормкою, у фотогетеротрофних (або гетеротрофних) умовах, їх густина досягала 19 г*л-1 на 6 добу з вмістом вітаміну Е лише 0,85 мг*(г сух. в.)-1. Наступне перенесення цих клітин у сольове живильне середовище і фототрофне культивування протягом 3 діб підвищувало вміст у клітинах вітаміну Е до 1,45 мг*(г сух. в.)-1, а 0-каротину та вітаміну С до 3,41 та 4,16 мг*(г сух. в.)-1 відповідно. Водночас, такий же вміст зазначених сполук спостерігався в клітинах лише при фотоавтотрофному культивуванні. Система культивування з підкормкою у випадку двостадійного культивування є найбільш ефективною. Метод двостадійного культивування застосовували і до деяких інших водоростей. Так, наприклад, мікроводорість D. tertiolecta хоч і накопичує дещо більше токоферолів на клітину, проте фінальна концентрація клітин лишається невеликою, результатом чого є низький вихід вітаміну Е на одиницю об'єму культури, порівняно з культурою E. gracilis. Незважаючи на простоту вирощування і швидкий ріст, водорості Chlorella, Chlamydomonas, Spirulina, мають низький вміст вітаміну Е на клітину [34]. Застосування циклічної фотоавтотрофно-гетеротрофної системи культивування, за якої клітини протягом дня зростають фотоавтотрофно, а вночі гетеротрофно, дозволяє вирішити проблему втрати біомаси вночі та досягти тривалого росту культури в умовах циклів світло-темрява [25].
Акумуляція токоферолів у клітинах E. gracilis може бути значно підвищена при внесенні деяких сполук з-поміж широкого діапазону органічних субстратів мікроводорості. Етанол є субстратом E. gracilis, який стимулює не тільки ріст культури та акумуляцію а-токоферолу, але і парамілону - запасного поліцукриду мікроводорості, який має біотехнологічне значення [26, 29]. Комбіноване внесення етанолу з іншими субстратами може стимулювати продуктивність культури. Найбільшу концентрацію а-токоферолу (5,1 мг* (г сух. в.)-1) було отримано з використанням мутантного штаму E. gracilis з додаванням у середовище попередників синтезу а-токоферолу тирозину та гомогентизату (рис. 1) [35]. E. gracilis здатна акумулювати а-токоферол у набагато більшій концентрації, ніж насіння соняшника (0,27 мг*(г сух. в.)-1) та сої (0,2 мг*(г сух. в.)-1) [29].
Вихід а-токоферолу з біомаси мікроводорості залежить не тільки від його внутрішньоклітинного вмісту, але і від способу екстракції вітаміну.
J.Mendiola та ін. [21], які у низці вимірювань вмісту а-токоферолу у клітинах Spirulina platensis отримували результат всього лише 0,011-0,014 мг* (г сух. в.)-1, змоделювали процес екстракції а-токоферолу рідким діоксидом вуглецю з метою виявлення найефективніших показників температури та тиску при екстракції. Параметри створеної J. Mendiola та ін. математичної моделі, оцінені із застосуванням множинної лінійної регресії, дозволяють розрахувати концентрацію токоферолів у екстрактах S. platensis як функцію значень тиску та температури екстракції. Оптимальні умови процесу екстракції, згідно статистичної програми, складали 83,3 °С та 362 бар і були експериментально перевірені. При дотриманні вказаних умов екстракції СО2 у суперкритичному стані є теоретична можливість отримати концентрацію а-то- коферолу 29,4 мг-(г екстракту)-1, що перевищує його вміст у вихідній біомасі S.platensis у 12 разів [21].
а-Токоферол є природнім антиоксидантом необхідним для споживання людиною та тваринами. Природніми джерелами цього вітаміну є фото- синтезувальні організми. Вміст найбільш біологічно активної а-ізоформи токоферолів у клітинах рослин є невисоким, більше переважає у-токоферол у оліях - основних джерелах вітаміну для людини. Через це досліджується можливість використання різноманітних підходів для підвищення накопичення а-токоферолу рослинами, включаючи генетичні, які дають найкращий результат. Проте, споживання трансгенних рослин не має популярності, а віддається перевага генетично не зміненому продуценту. Широка різноманітність напрямів використання біомаси мікроводоростей, в першу чергу, як джерела цінних біологічно активних та поживних сполук, звертає увагу і на можливість отримання вітаміну Е із цих організмів. Ключовими чинниками є метаболічна пластичність, адаптивність, швидкий приріст біомаси мікроводоростей як продуцентів та можливість створення різноманітних контрольованих умов для їх вирощування. Низка досліджень вже було проведено з приводу підвищення вмісту а-токоферолу у клітинах мікроводоростей та встановлено важливість вибору виду мікроводорості з підбором до неї умов культивування для стимуляції накопичення вітаміну. Ці умови можуть бути відносно універсальними, так як помірний стрес, викликаний підвищенням інтенсивності освітлення та температури, солоністю, або опроміненням, дефіцит нітратів у живильному середовищі, присутність речовин-стимуляторів, або попередників синтезу токоферолів. Часто окремі види водоростей проявляють нетипову реакцію на умови стресу, тому може бути необхідність у підборі специфічних умов. Перспективний продуцент а-токоферолу E. gracilis має підвищений вміст цієї сполуки при вирощуванні у присутності етанолу, особливо у комбінації з іншими субстратами, що спостерігається як на світлі, так і у темряві. Помірні стресові чинники, наприклад, відхилення від оптимуму значень температури, інтенсивності освітлення та вмісту поживних речовин у середовищі, сприяють синтезу вітаміну, але пригнічують ріст культури, через що доцільним є гетеротрофне, або міксотрофне вирощування. Стадійність культивування дозволяє вирішити проблему низької інтенсивності накопичення біомаси в умовах стимуляції синтезу антиоксидантів та суттєво підвищити продуктивність культури.
Список використаної літератури
1. Abd El-baky H.H., El Baz FK., El-Baroty G.S. Production of antioxidant by the green alga Dunaliella salina // Int. J. Agric. Biol. - 2004. - Vol. 6. - P. 49-57.
2. AbdEl-Baky H.H., El Baz FK., El-Baroty G.S. Enhancement of antioxidant production in Spirulinaplatensis under oxidative stress // Acta Physiol. Plant. - 2009. - Vol. 31. - P. 623-631.
3. Afiukwa C.A., Ogbonna J.C. Effects of mixed substrates on growth and vitamin production by Euglena gracilis // Afr. J. Biotechnol. - 2007. - Vol. 6. -P 2612-2615.
4. Carballo-Cardenas E. C., Tuan P. M., Janssen M., Wijffels R. H. Vitamin E (a-tocopherol) production by the marine microalgae Dunaliella tertiolecta and Tetraselmis suecica in batch cultivation // Biomol. Eng. J. - 2003. - Vol. 20. - P 139-147.
5. Camagajevac I. S., Pfeiffer T Z., Maronic D. S. Abiotic stress response in plants: the relevance of tocopherols //Antioxidants and antioxidant enzymes in higher plants 2018. (pp. 233-251). Springer, Cham.
6. De Roeck-Holtzhauer Y., Quere I., Claire C. Vitamin analysis of five planktonic microalgae and one macroalga // J. Appl. Phycol. - 1991. - Vol. 3. - P. 259-264.
7. Durmaz Y. Vitamin E (a-tocopherol) production by the marine microalgae Nannochloropsis oculata (Eustigmatophyceae) in nitrogen limitation // Aquaculture. - 2007. - Vol. 272. - P. 717-722.
8. Fritsche S., Wang X., Jung C. Recent advances in our understanding of tocopherol biosynthesis in plants: an overview of key genes, functions, and breeding of vitamin E improved crops // Antioxidants. - 2017. - Vol. 6. - P 1-18.
9. Fujita T., Aoyagi H., Ogbonna J.C., Tanaka H. Effect of mixed organic substrate on a-tocopherol production by Euglena gracilis in photoheterotrophic culture // Appl. Microbiol.Biotechnol. 2008. - Vol. 79. - P 371-378.
10. Gissibl A., Sun A., Care A., Nevalainen H., Sunna A. Bioproducts from Euglena gracilis: Synthesis and applications // Front. Bioeng. Biotechnol. - 2019. - Vol. 7. - P 108.
11. Goiris K., Van Colen W., Wilches I., Leon-Tamarizc F, De Cooman L., Muy- laertb K. Impact of nutrient stress on antioxidant production in three species of microalgae // Algal res. - 2017. - Vol. 7. - P 51-57.
12. Grimm P, Risse J.M., Cholewa D., Muller J.M., Beshay U., Friehs K., Flaschel E. Applicability of Euglena gracilis for biorefineries demonstrated by the production of a-tocopherol and paramylon followed by anaerobic digestion // J. Biotechnol. - 2015. - Vol. 215. - P. 72-79.
13. Hasan M.T, Sun A., Mirzaei M., Te'o J., Hobba G., Sunna A., Nevalainen H. A comprehensive assessment of the biosynthetic pathways of ascorbate, a-tocopherol and free amino acids in Euglena gracilis var. saccharophila // Algal res. - 2017. - Vol. 27. - P 140-151.
14. Haubner N., Sylvander P, Vuori K., Snoeijs P. Abiotic stress modifies the synthesis of alphatocopherol and beta-carotene in phytoplankton species //J.Phycol. - 2014. - Vol. 50. - P. 753-759.
15. Herrero C., Abalde J., Fabregas J. 0-Carotene, vitamin C and vitamin E content of the marine microalga Dunaliella tertiolecta cultured with different nitrogen sources // Bioresour. Technol. - 1991. - Vol. 38. - P 121-125.
16. Kottuparambil S., Thankamony R.L., Agusti S. Euglena as a potential natural source of value-added metabolites. A review //Algal Res. - 2019. - Vol. 37. P. 154-159.
17. Kusmic C., Barsacchi R., Barsanti L., Gualtieri P., Passarelli V. Euglena gracilis as source of the antioxidant vitamin E. Effects of culture conditions in the wild strain and in the natural mutant WZSL // J.Appl. Phycol. - 1998. Vol. 10. - P 555-559.
18. Lopez-Hernandez J.F, Garcia-Alamilla P, Palma-Ramirez D., Alvarez-Gonzalez C.A., Paredes-Rojas J.C., Marquez-Rocha FJ. Continuous microalgal cultivation for antioxidants production // Molecules. - 2020. - Vol. 25. - P 41-71.
19. Maeda H., Song W, Sage T L., Della Penna D. Tocopherols play a crucial role in low-temperature adaptation and phloem loading in Arabidopsis // The Plant Cell. -2016. - Vol. 18. - P 2710-2732.
20. MarquardtD., Williams J. A., Kucerka N., Atkinson J., Wassall S. R., Katsaras J., Harroun T. A. Tocopherol activity correlates with its location in a membrane: a new perspective on the antioxidant vitamin E // J. Amer. Chem. Soc. 2013. - Vol. 135. - P 7523-7533.
21. Mendiola J.A., Garcia-MartinezD., RuperezFJ., Martin-AlvarezP.J., Regle- ro G., Cifuentes A., Barbas C., Ibanez E., Senorans F J. Enrichment of vitamin E from Spirulina platensis microalga by SFE // J. Supercrit. Fluids. 2008. - Vol. 43. - P. 484-489.
22. Mokrosnop VM., Zolotareva E.K., Polishchuk O.V Accumulation of a-to- copherol and 0-carotene in Euglena gracilis cells under autotrophic and mixotrophic culture conditions // Appl. Biochem. Microbiol. - 2016. - Vol. 52. P 216-221.
23. Mokrosnop V. Functions of tocopherols in the cells of plants and other photosynthetic organisms // Ukr. Biochem. J. - 2016. - Vol. 86. - P. 26-36.
24. Mudimu O., Koopmann I. K., Rybalka N., Friedl T., Schulz R., Bilger W. Screening of microalgae and cyanobacteria strains for a-tocopherol content at different growth phases and the influence of nitrate reduction on a-tocopherol production // J.Appl. Phycol. - 2017. - Vol. 29. - P. 2867-2875.
25. Ogbonna, J.C. Microbiological production of tocopherols: current state and prospects // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2009. - Vol. 84. - P 217-225.
26. Ogbonna J.C., Tomiyama S., Tanaka H. Production of a-tocopherol by sequential heterotrophic-photoautotrophic cultivation of Euglena gracilis //J.Biotechnol. - 1999. - Vol. 70. - P 213-221.
27. O'Neill E.C., TrickM., Hill L., RejzekM., Dusi R.G., Hamilton C.J., Zimba P V, Henrissat B., Field R.A. The transcriptome of Euglena gracilis reveals unexpected metabolic capabilities for carbohydrate and natural product biochemistry // Mol. BioSyst. - 2015. - Vol. 11. - P. 2808-2820.
28. RuggeriB.A., GrayR.J., Watkins T.R., TomlinsR.I. Effects of low-temperature acclimation and oxygen stress on tocopherol production in Euglena gracilis Z // Appl. Environment. Microbiol. - 1985. - Vol. 50. - P 1404-1408.
29. Rodriguez-Zavala J.S., Ortiz-Cruz M.A., Mendoza-Hernandez G., Moreno-Sanchez R. Increased synthesis of a- tocopherol, paramylon and tyrosine by Euglena gracilis under conditions of high biomass production // J. Appl. microbiol. - 2010. - Vol. 109. - P. 2160-2172.
30. Sakuragi Y., Maeda H., DellaPenna D., Bryant D.A. a-Tocopherol plays a role in photosynthesis and macronutrient homeostasis of the cyanobacterium Synechocystis sp. PCC 6803 that is independent of its antioxidant function // Plant Physiol. - 2006. - Vol. 141. - P. 508-521.
31. Santiago-MoralesI.S., Trujillo-Valle L., Marquez-RochaFJ., Lopez-Hernandez J.F.L. Tocopherols, Phycocyanin and Superoxide Dismutase from Microalgae: As Potential Food Antioxidants // Appl. Food Biotechnol. - 2018. Vol. 5. - P 19-27.
32. Shigeoka S., Onishi T., Nakano Y, Kitaoka, S. The contents and subcellu- lar distribution of tocopherols in Euglena gracilis // Agricult. Biol. Chem. 1986. - Vol. 50. - P 1063-1065.
33. Sivakumar G., Jeong K., Lay J.O. Biomass and RRR-a-tocopherol production in Stichococcus bacillaris strain siva 2011 in a balloon bioreactor // Microb. cell factories. - 2014. - Vol. 13. - P 79.
34. Takeyama H., Kanamaru A., Yoshino Y., Kakuta H., Kawamura Y, Matsuna- ga T Production of antioxidant vitamins, P-carotene, vitamin C, and vitamin E, by two-step culture of Euglena gracilis Z. // Biotechnol. bioeng. - 1997. Vol. 53. - P 185-190.
35. Tani Y., Tsumura H. Screening for tocopherol-producing microorganisms and a-tocopherol production by Euglena gracilis Z. // Agricult. Biol. Chem. -1989. - Vol. 53. - P 305-312.
36. TossavainenM., LahtiK., EdelmannM., EskolaR., LampiA. M., Piironen V, Korvonen P, Ojala A., RomantschukM. Integrated utilization of microalgae cultured in aquaculture wastewater: wastewater treatment and production of valuable fatty acids and tocopherols // J. Appl. Phycol. - 2017. - Vol. 31. - P 1753-1763.
37. Valentin H.E., Qungang Q. Biotechnological production and application of vitamin E: current state and prospects // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2005. Vol. 68. - P 436-44.
38. Vismara R., Vestri S., Kusmic C., Barsanti L., Gualtieri P. Natural vitamin E enrichment of Artemia salina fed freshwater and marine microalgae // J. Appl. Phycol. - 2003. - Vol. 15. - P 75-80.
39. Wang Y., Seppanen-Laakso T., Rischer H., Wiebe M.G. Euglena gracilis growth and cell composition under different temperature, light and trophic conditions // PLoS ONE. - 2018. - Vol. 13
40. Yuan P., Cui S., Liu Y., Li J., Du G., Liu L. Metabolic engineering for the production of fat-soluble vitamins: advances and perspectives // Appl. Microbiol. Biotechnol. - 2019. - Vol. 104. - P 935-951.
References
1. Abd El-baky HH, El Baz FK, El-Baroty GS. Production of antioxidant by the green alga Dunaliella salina. Int. J. Agric. Biol. 2004; 6: 49-57.
2. Abd El-baky HH, El Baz FK, El-Baroty GS. Enhancement of antioxidant production in Spirulinaplatensis under oxidative stress // Acta Physiol. Plant. 2009; 31: 623-631.
3. Afiukwa CA, Ogbonna JC. Effects of mixed substrates on growth and vitamin production by Euglena gracilis. Afr. J. Biotechnol. 2007; 6: 2612-2615.
4. Carballo-Cardenas EC, Tuan PM, Janssen M, Wijffels RH. Vitamin E (a-tocopherol) production by the marine microalgae Dunaliella tertiolecta and Tetraselmis suecica in batch cultivation. Biomol. Eng. J. 2003; 20(4-6): 139-147.
5. Camagajevac IS, Pfeiffer TZ, Maronic D S. Abiotic stress response in plants: the relevance of tocopherols. In Antioxidants and antioxidant enzymes in higher plants (pp. 233-251). 2018. Springer, Cham.
6. De Roeck-Holtzhauer Y, Quere I, Claire C. Vitamin analysis of five planktonic microalgae and one macroalga. J. Appl. Phycol. 1991; 3(3): 259-264.
7. Durmaz Y. Vitamin E (a-tocopherol) production by the marine microalgae Nannochloropsis oculata (Eustigmatophyceae) in nitrogen limitation. Aquaculture. 2007; 272: 717-722.
8. Fritsche S., Wang X., Jung C. Recent advances in our understanding of tocopherol biosynthesis in plants: an overview of key genes, functions, and breeding of vitamin E improved crops. Antioxidants. 2017; 6(4): 99.
9. Fujita T, Aoyagi H, Ogbonna JC, Tanaka H. Effect of mixed organic substrate on a-tocopherol production by Euglena gracilis in photoheterotrophic culture. Appl. Microbiol. Biotechnol. 2008; 79(3):371-378.
10. Gissibl A, Sun A, Care A, Nevalainen H, Sunna A. Bioproducts from Euglena gracilis: Synthesis and applications. Front. Bioeng. Biotechnol. 2019; 7:108.
11. Goiris K, Van Colen W, Wilches I, Leon-Tamarizc F, De Cooman L, Muylaertb K.Impact of nutrient stress on antioxidant production in three species of microalgae. Algal res. 2017; 7: 51-57.
...Подобные документы
Поняття і рівні регуляції експресії генів. Їх склад і будова, механізм формування і трансформування. Транскрипційний рівень регуляції. Приклад індукції і репресії. Регуляція експресії генів прокаріот, будова оперону. Огляд цього процесу у еукаріот.
презентация [1,7 M], добавлен 28.12.2013Вектор pREP4 - розроблений для конститутивної експресії високого рівня, завдяки промотору CMV або RSV. Схема, яка використовується для клонування. Структура полілінкера. Вектор pBudCE4.1, який служить для експресії двох генів у клітинних ліній ссавців.
реферат [768,7 K], добавлен 15.12.2011Обґрунтування вибору біологічного агента та поживного середовища для його культивування. Розрахунок кількості стадій підготовки посівного матеріалу, об’єму ферментера та кількості виробничих циклів. Біотрансформація ростового субстрату у цільовий продукт.
дипломная работа [274,0 K], добавлен 09.02.2017Управління обміном вуглеводів. Математичний аналіз системи регуляції рівня кальцію в плазмі. Основна модель регуляції обміну заліза у клітинах. Управління обміном білків, жирів і неорганічних речовин. Баланс тепла в організмі. Регуляція температури тіла.
реферат [25,9 K], добавлен 09.10.2010Основні процеси, за допомогою якого окремі клітини прокаріотів і еукаріотів штучно вирощуються в контрольованих умовах. Здатність перещеплених клітин до нескінченного розмноженню. Культивування клітин поза організмом. Основні види культур клітин.
презентация [1,3 M], добавлен 16.10.2015Вплив попереднього періодичного помірного загального охолодження щурів-самців у віці 3 та 6 місяців на формування та наслідки емоційно-больового стресу при визначенні функціонального стану церебральних механізмів регуляції загальної активності.
автореферат [58,6 K], добавлен 12.02.2014Дослідження властивостей гіберелінів, групи гормонів рослин, які регулюють ріст і різноманітні процеси розвитку. Характеристика етапів синтезу гіберелінів. Огляд методу зануреного культивування грибів фузарій. Вплив аерації та температури на біосинтез.
реферат [961,4 K], добавлен 10.01.2014Ідентифікація лимонної кислоти в якості продукту метаболізму цвільових грибів. Реалізація синтезу лимонної кислоти у мікроорганізмів. Варіанти синтезу в виробництві кислоти (незмінний, незмінний із доливами, метод плівок). Характеристика умов ферментації.
контрольная работа [23,3 K], добавлен 12.03.2016Предмет, структура та основні поняття біофізики і біосистем. Об’єкти дослідження фізики клітинних процесів. Жива клітина – основна форма життя. Мембранний транспорт речовин у клітинах. Механізми активного транспорту речовин через біологічні мембрани.
реферат [305,7 K], добавлен 10.02.2011Фази вегетації рослин. Умови росту й розвитку рослин. Ріст та розвиток стебла. Морфологія коренів, глибина і ширина їхнього проникнення у ґрунт. Морфогенез генеративних органів. Вегетативні органи квіткових рослин. Фаза колосіння у злаків і осоки.
курсовая работа [64,0 K], добавлен 22.01.2015Оптимізація складу живильних середовищ для культивування продуцентів біологічно активних речовин, способи культивування. Мікробіологічний контроль ефективності методів стерилізації. Методи очищення кінцевих продуктів біотехнологічних виробництв.
методичка [1,9 M], добавлен 15.11.2011Аналіз генетичних особливостей мікроорганізмів. Нуклеоїд як бактеріальна хромосома. Плазміди та епісоми як позахромосомні фактори спадковості. Практичне використання знань з генетики бактерій. Способи генетичної рекомбінації. Регуляція експресії генів.
курсовая работа [1,8 M], добавлен 28.03.2014Утворення лізосом шляхом взаємодії комплексу Гольджі і гранулярної ендоплазматичної сітки. Історія їх відкриття та основні особливості. Розщеплення чужих речовин до речовин самої клітини, які наявні у клітинах грибів та тварин. Ферментний склад лізосом.
презентация [162,3 K], добавлен 15.12.2013Закономірності успадкування при моногібридному схрещуванні, відкриті Менделем. Закони Менделя, основні позначення. Використання решітки Пеннета для спрощення аналізу результатів. Закон чистоти гамет. Різні стани генів (алелі). Взаємодія алельних генів.
презентация [4,0 M], добавлен 28.12.2013Характеристика біотехнології отримання ембріонів in vitro, напрямки та перспективи її вдосконалення. Умови середовища культивування ооцит-кумулюсних комплексів. Впровадження біоритмічно осцилюючих параметрів культивування біологічних мікрооб’єктів.
статья [150,5 K], добавлен 21.09.2017Дія стресу, викликаного іонами важких металів. Дослідження змін активності гваякол пероксидази та ізоферментного спектру гваякол пероксидази рослин тютюну в умовах стресу, викликаного важкими металами. Роль антиоксидантної системи в захисті рослин.
курсовая работа [1,6 M], добавлен 31.12.2013Дослідження штамів мікроорганізмів. Використання мутантів мікроорганізмів. Промисловий синтез амінокислот. Мікробіологічний синтез глутамінової кислоти, лізину, метіоніну, треонина, ізолейцину та триптофану. Ход реакцій і блокуванням етапів синтезу.
реферат [34,9 K], добавлен 25.08.2010Процеси, які підтримують постійний зв'язок організму з навколишнім середовищем. Основні процеси біосинтезу. Властивості генетичного коду. Синтез поліпептидних ланцюгів білків по матриці іРНК. Найважливіші органічні речовини в організмі рослин і тварин.
презентация [1,1 M], добавлен 14.03.2013Iсторiя iнтродукцiї калини в Українi. Використання калини в народному господарствi. Репродуктивна здатнiсть калини та морфологiчна характиристика культури. Оцінка успішності інтродукції видів роду Viburnum L. в умовах Правобережного Лісостепу України.
курсовая работа [36,3 K], добавлен 19.04.2011Вивчення середовища для виробництва білкових концентратів із водоростей, бактерій, рослин, дріжджів та грибів. Огляд ферментаторів для стерильного культивування мікроорганізмів. Аналіз флотації, сепарування, випарювання й сушіння для одержання протеїнів.
дипломная работа [126,7 K], добавлен 07.05.2011
