Фаги бактерій роду Bacillus, ізольованих з водного середовища
Аналіз способу життя і лізогенних стратегій для бактеріофагів. Дослідження бактеріофагів, які інфікують бактерії роду Bacillus, ізольованих з водних біоценозів, особливостей їх будови, хімічного складу, структури геномів та взаємодії з клітиною хазяїна.
| Рубрика | Биология и естествознание |
| Вид | статья |
| Язык | украинский |
| Дата добавления | 27.06.2023 |
| Размер файла | 98,0 K |
Отправить свою хорошую работу в базу знаний просто. Используйте форму, расположенную ниже
Студенты, аспиранты, молодые ученые, использующие базу знаний в своей учебе и работе, будут вам очень благодарны.
фВ05-1 і фВ05-3 є помірними фагами, здатними до індукції. Окрім наявності модуля лізогенії, геномна архітектура цих двох профагів істотно різниться. Геном фВ05-3 є найбільшим з профагоподібних ділянок і за вмістом найбільш близький до такого у класичного хвостового фага. Гени, що беруть участь в реплікації фагів, збірці фагових частинок і лізису, аналогічні генам, виявленим у помірних фагів. Геном фВ05-1 менший за розміром і не має функціональних модулів, пов'язаних з хвостовими відростками [35].
З бактерій типового штаму B. oceanisediminis, виділеного з донних відкладень Південнокитайського моря, отримано бактеріофаг P59 [14], який утворює невеликі (~1 мм), але прозорі бляшки на газоні B. oceanisediminis. Частки фага P59 мають типову морфологію представників родини Myoviridae, з ікосаедричною головкою 85 нм в діаметрі та скорочувальним хвостовим відростком довжиною 200 нм [14]. Фаг P59 має лінійний дволанцюговий геном довжиною 159 363 п.н. з вмістом G - C 42,34%. Всього виявлено 261 ORF з середньою довжиною 535 п.н. Передбачено, що 136 ORF кодують гіпотетичні білки, а 47 ORF кодують білки з відомими функціями. Білки, які кодуються іншими 78 ORF, не мають гомології з іншими відомими фаговими білками, що підтверджує новизну фагу P59. Функціонально анотовані ORF були далі розділені на п'ять груп: структура, реплікація та упакування, лізис, допоміжні метаболічні гени та інші. Слід зазначити, що всі збіги цих 47 ORF були отримані від фагів Bacillus, а 23 збіги - від фагів Bacillus, які були перекласифіковані в недавно запропоновану родину Herelleviridae (раніше відома як підгрупа всередині родини Myoviridae) [5]. Крім того, 14 генів, однакових длячленів родини Herelleviridae [6], були виявлені в геномі P59. У геномі P59 було ідентифіковано п'ятнадцять генів тРНК [14].
Як і багато інших фагів, P59 містить кілька допоміжних метаболічних генів у своєму геномі, включаючи ті, які зазвичай виявляються в фагах, що кодують тимідилатсинтазу, білок, індукований фосфатним голодуванням, і рибонуклеотидредуктазу. Вважається, що експресія допоміжних метаболічних генів змінює метаболізм господаря під час інфекції та збільшує фагову активність. Наприклад, тимідилатсинтаза є одним з допоміжних метаболічних генів, що беруть участь в синтезі нуклеотидів. Показано, що як синтез тимідину, так і експресія гена тимідилатсинтази, кодованого фагом, збільшуються після фагової інфекції [55]. Синтез білка, індукованого фосфатним голодуванням, посилюється у відповідь на фосфатне голодування в клітинах хазяїна та може брати участь у регуляції метаболізму фосфору в умовах його дефіциту [15].
Рибонуклеотидредуктази - ще один поширений допоміжний продукт, виявлений у фагів, який перетворює рибонуклеотиди в дезоксирибонуклеотиди та, отже, забезпечує будівельні блоки для синтезу ДНК. Хоча фаги сильно залежать від апарату трансляції свого хазяїна, гени тРНК іноді виявляються в їх власних геномах [36]. Гени тРНК в геномах фагів можуть компенсувати відмінності у використанні кодонів або амінокислот між фагом і хазяїном. Гени тРНК також можуть сприяти ефективності трансляції унікальних генів, таких як допоміжні метаболічні гени [51]. Присутність допоміжних метаболічних генів і тРНК в геномі P59 свідчить про адаптацію фага до свого хазяїна і навколишнього середовища [14].
У геномі P59 анотовано білок FtsK/SpoIIIE, який описано в декількох геномах фагів Bacillus, включаючи фаг Grass і Moonbeam. У спорулювальних клітинах Bacillus SpoIIIE переміщує ДНК в проспору під час споруляції [10], але роль цього білка в циклі фагової інфекції залишається невизначеною. Пошук з використанням повногеномної послідовності P59 у базі даних GenBank показує, що P59 має дуже низьку схожість послідовностей з іншими фаговими геномами. Побудовані філогенетичні дерева показують, що фаг Р59 є новим фагом бактерій роду Bacillus, що належить до родини Herelleviridae, який споріднений з фагами підродини Bastillevirinae [14].
Аналіз сучасних даних літератури стосовно бактеріофагів, здатних інфікувати бактерії роду Bacillus, ізольованих з водного середовища, свідчить про те, що всі виявлені бактеріофаги належать до порядку Caudovirales. Вони мають ікосаедричну головку, хвостовий відросток та геном, що представлений дволанцюговою ДНК. Описані бактеріофаги характеризуються великим діапазоном умов існування та потреб для розмноження. Вони можуть рости при температурах в діапазоні 4-60 °С, значних змінах рН, впливати на метаболізм хазяїна та процеси споруляції. Подальше виявлення та вивчення фагів у водних мікробних біоценозах дасть розуміння їх ролі у функціонуванні мікробних спільнот, біогеохімічних циклах, біології водних мікроорганізмів, а також визначення перспектив їх використання в біотехнології, в першу чергу для пошуку генів, що відповідають за синтез антибіотичних сполук, та розробки засобів боротьби з такими особливо небезпечними представниками цього роду.
Список використаної літератури
1. Abedon T., Yin J. Bacteriophage plaques: theory and analysis // Methods Mol Biol. 2009. Vol. 501. P. 161-174.
2. Adams M.J., Lefkowitz E.J., King A.M. Ratification vote on taxonomic proposals to the International Committee on Taxonomy of Viruses // Arch Virol. 2016. Vol. 161. P. 2921-2949.
3. Arabi E., Griffiths T., She Y. Genome sequence and analysis of a broad-host range lytic bacteriophage that infects the Bacillus cereus group // Virol. J. 2013. Vol. 10. P. 48-59.
4. Asare T., Jeong Y., Ryu S., Klumpp J., Loessner J., MerrillD., Kim P Putative type 1 thymidylate synthase and dihydrofolate reductase as signature genes of a novel Bastille-like group of phages in the subfamily Spounavirinae // BMC Genomics. 2015. Vol. 16. P. 582-587.
5. Barylski E., Dutilh B., Schuller M., Edwards A. Analysis of Spounaviruses as a Case Study for the Overdue Reclassification of Tailed Phages // Systematic Biology. 2020. Vol. 69. P 110-123.
6. Barylski J., Kropinski M., Alikhan F, Adriaenssens M. ICTV Report Consortium. ICTV Virus Taxonomy Profile: Herelleviridae // J Gen Virol. 2020. Vol. 101. P 362-363.
7. Barylski J., Nowicki G., Gozdzicka-JozefiakA. The Discovery of phiAGATE, A Novel Phage Infecting Bacillus pumilus, Leads to New Insights into the Phylogeny of the Subfamily Spounavirinae // PLoS One. 2014. Vol. 9. P. 1-14.Begley M., Gahan G., Hill C. The interaction between bacteria and bile // FEMS Microbiol Rev. 2005. Vol. 29. P. 625-651.
8. Brown N.L., Stoyanov J.V, Kidd S.P, Hobman J.L. The MerR family of transcriptional regulators // FEMS Microbiol Rev. 2003. Vol. 27. P. 145-163.
9. Burton M., Marquis A., Sullivan L., Rapoport A., Rudner Z. The ATPase SpoIIIE transports DNA across fused septal membranes during sporulation in Bacillus subtilis // Cell. 2007. Vol. 131. P. 1301-1312.
10. Casjens S. Prophages and bacterial genomics: what have we learned so far? // Mol Microbiol. 2003. Vol. 49. P. 277-300.
11. Chen Y., Guo X., Wu J., Jin M., Zeng R. A novel deep-sea bacteriophage possesses features of Wbeta-like viruses and prophages // Arch Virol. 2020. Vol. 165. P. 1219-1223.
12. Danovaro R., DellAnno A., Corinaldesi C., Magagnini M., Noble R., Tamburini C., WeinbauerM. Major viral impact on the functioning of benthic deep-sea ecosystems // Nature. 2008. Vol. 454. P. 1084-1087.
13. Feng Z., Xinwu L., Liu W., Yong N. Complete genome sequence of a novel Bacillus phage, P59, that infects Bacillus oceanisediminis // Archives of Virology. 2020. Vol. 165. P. 1-5.
14. Gao B., Huang Y, Ning D. Metabolic Genes within Cyanophage Genomes: Implications for Diversity and Evolution // Genes (Basel). 2016. Vol. 7. P 80-91.
15. Gillis A., Mahillon J. Phages preying on Bacillus anthracis, Bacillus cereus and Bacillus thuringiensis: past, present and future // Viruses. 2014. Vol. 6. P 2623-2672.
16. Han S., Xie G., Challacombe F., Altherr R., Bhotika S., Brown N., Bruce D. Pathogenomic sequence analysis of Bacillus cereus and Bacillus thuringiensis isolates closely related to Bacillus anthracis // J Bacteriol.2006. Vol. 188. P 3382 - 3390.
17. HemphillE., Whiteley R. Bacteriophages of Bacillus subtilis // Bacteriol Rev. 1975. Vol. 39. P. 257-315.
18. Jean N.L., Rutherford T.J., Lowe J. FtsK in motion reveals its mechanism for double-stranded DNA translocation // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2020. Vol. 117. P. 14202-14208.
19. Ji X., Zhang C., Fang Y., Zhang Q., Lin L., Tang B., Wei Y. Isolation and characterization of glacier VMY22, a novel lytic cold-active bacteriophage of Bacillus cereus // Virol Sin. 2015. Vol. 30. P. 52-58.
20. Kampf G. Efficacy of ethanol against viruses in hand disinfection // J Hosp Infect. 2018. 98 (4). Р 331-338.
21. Kazlauskas D., Venclovas C. Computational analysis of DNA replicases in double-stranded DNA viruses: relationship with the genome size // Nucleic Acids Research. 2011. Vol. 1. P. 8291-8305.
22. Kimura K., Itoh Y. Characterization of poly-gamma-glutamate hydrolase encoded by a bacteriophage genome: possible role in phage infection of Bacillus subtilis encapsulated with poly-gamma-glutamate // Appl Environ Microbiol. 2003. Vol. 69. P 2491-2497.King A., Lefkowitz E., Adams M.J., Carstens E.B. Virus Taxonomy. 1st ed. Amsterdam: Elsevier. Press, 2011. 384 p.
23. Klumpp J., Lavigne R., Loessner J., Ackermann W The SPOl-related bacteriophages // Arch Virol. 2010. Vol. 155. P. 1547-1561.
24. Kong L., Ding Y., Wu Q., Wang J., Zhang J., Li H., Yu S., Yu P., Gao T., Zeng H., Yang M., Liang Y., Wang Z., Xie Z., Wang Q. Genome sequencing and characterization of three Bacillus cereus-specific phages DK1, DK2 and DK3 // Arch Virol. 2019. Vol. 164. P. 1927-1929.
25. Kostyk N., Chigbu O., Cochran E., Davis J., Essig J., Do L., Farooque N. Complete Genome Sequences of Bacillus cereus Group Phages AaronPhadgers, ALPS, Beyonphe, Bubs, KamFam, OmnioDeoPrimus, Phireball, PPIsBest, YungSlug and Zainny // Microbiol Resour Announc. 2021. Vol. 10. P. 33.
26. Kunst F., Ogasawara N., Moszer I., Albertini M., Alloni G., Azevedo V, Bertero G., Bessieres P, Bolotin A. The complete genome sequence of the gram-positive bacterium Bacillus subtilis // Nature. 1997. Vol. 390. P. 249-256.
27. Lawrence J.G., Hatfull G.F, Hendrix R.W. Imbroglios of viral taxonomy: genetic exchange and failings of phenetic approaches // J Bacteriol. 2002. Vol. 184. P 4891-4905.
28. Li C., Yuan X., Li N. Isolation and Characterization of Bacillus cereus Phage vB_BceP-DLc1 Reveals the Largest Member of the Ф29-ЬЖє Phages // Microorganisms. 2020. Vol. 8. P 1750-1760.
29. Liu B., Wu S., Song Q., Zhang X., Xie L. Two novel bacteriophages of thermophilic bacteria isolated from deep-sea hydrothermal fields // Curr Microbiol. 2006. Vol. 53. P. 163-166.
30. Liu X., Wang D., Pan C., Feng E., Fan H., Li M., Zhu L., Tong Y., Wang H. Genome sequence of Bacillus anthracis typing phage AP631 // Arch Virol. 2019. Vol. 164. P 917-921.
31. Lucchini S., Desiere F., Brussow H. Comparative genomics of Streptococcus thermophilus phage species supports a modular evolution theory // J Virol. 1999. Vol. 73. P. 8647-8656.
32. Meijer J., Horcajadas A., Salas M. Phi29 family of phages // Microbiol Mol Biol Rev. 2001. Vol. 65. P. 261-287.
33. Mobberley J., Authement N., Segall M., Edwards A., Slepecky A., Paul H. Lysogeny and sporulation in Bacillus isolates from the Gulf of Mexico // Appl Environ Microbiol. 2010. Vol. 76. P 829-842.
34. Morgado S., Vicente C. Global in-silico scenario of tRNA genes and their organization in virus genomes // Viruses. 2019. Vol. 11. P. 180-188.
35. Paul H. Prophages in marine bacteria: dangerous molecular time bombs or the key to survival in the seas? // ISME J. 2008. Vol. 2. P. 579-589.
36. Porter J., Schuch R., Pelzek J., Buckle M., McGowan S., Wilce C., Rossjohn J., RussellR., NelsonD., FischettiA., WhisstockC. The 1.6 A crystal structure of the catalytic domain of PlyB, a bacteriophage lysin active against Bacillus anthracis // J Mol Biol. 2007. Vol. 366. P. 540-550.Rodriguez-Valera F, Martin-Cuadrado A.B., Rodriguez-Brito B., Pasic L., Thingstad T.F., Rohwer F, Mira R. Explaining microbial population genomics through phage predation // Nat Rev Microbiol. 2009. Vol. 7. P. 828-836.
37. Rex A., Etter J., Morris S., Crouse J., McMlain R., Johnson A., Stuart T., Deming W., Thies R., Avery R. Global bathymetric patterns of standing stock and body size in the deep-sea benthos // Marine Ecology Progress Series. 2006. Vol. 317. P. 1-8.
38. Ritz M.P., Perl A.L., Colquhoun J.M., Chamakura K.R., Kuty G.F Complete Genome of Bacillus subtilis Myophage CampHawk // Genome Announc. 2013. Vol. 1. P 984-997.
39. Rocha E.P., Danchin A. Base composition bias might result from competition for metabolic resources // Trends Genet. 2002. Vol. 18. P. 291-294.
40. Sayers W., Barrett T., Benson A., Bolton E., Bryant H., Canese K., Chetvernin V., Church M., Dicuccio M., Federhen S., Feolo M. Database resources of the National Center for Biotechnology Information // Nucleic Acids Res. 2012. Vol. 40. P. 13-25.
41. Schilling T., Hoppert M., Hertel R. Genomic Analysis of the Recent Viral Isolate vB_BthP-Goe4 Reveals Increased Diversity of 929-Like Phages // Viruses. 2018. Vol. 10. P. 624-638.
42. Schuch R., Fischetti V.A. Detailed genomic analysis of the Wbeta and gamma phages infecting Bacillus anthracis: implications for evolution of environmental fitness and antibiotic resistance // J Bacteriol. 2006. Vol. 188. P. 3037-3051.
43. Shafikhani H., Mandic-Mulec I., Strauch A., Smith I., Leighton T. Postexponential regulation of sin operon expression in Bacillus subtilis // J Bacteriol. 2002. Vol. 184. P 564-571.
44. Siefert J.L., Larios-SanzM., NakamuraL.K., Slepecky R.A., Paul J.H., Moore E.R., Fox G.E., Jurtshuk P. Phylogeny of marine Bacillus isolates from the Gulf of Mexico // Curr Microbiol. 2000. Vol. 41. P. 84-88.
45. Simoliuniene M., Tumenas D., Kvederaviciute K., Meskys R., Sulcius S., Simoliunas E. Complete Genome Sequence of Bacillus cereus Bacteriophage vB_BceS_KLEB30-3S // Microbiol Resour Announc. 2020. Vol. 9. P. 1-3.
46. Stewart C.R., Casjens S.R., Cresawn S.G. The genome of Bacillus subtilis bacteriophage SPO1 // J Mol Biol. 2009. Vol. 388. P. 48-70.
47. Willms M., Hoppert M., Hertel R. Characterization of Bacillus subtilis Viruses vB_BsuM-Goe2 and vB_BsuM-Goe3 // Viruses. 2017. Vol. 9. P. 146.
48. Xu L., Zhang R., Wang N., Cai L., Tong G., Sun Q., Chen F., Jiao Z. Novel phage-host interactions and evolution as revealed by a cyanomyovirus isolated from an estuarine environment // Environ Microbiol. 2018. Vol. 20. P 2974-2989.
49. Yee M., Matsumoto T., Yano K., Matsuoka S., Sadaie Y., Yoshikawa H., Asai K. The genome of Bacillus subtilis phage SP10: a comparative analysis with phage SPO1 // Biosci Biotechnol Biochem. 2011. Vol. 75. P. 944-952.
50. Yuan Y., Gao M., Wu D., Liu P., Wu Y. Genome Characteristics of a Novel Phage from Bacillus thuringiensis Showing High Similarity with Phage from Bacillus cereus // PLOS ONE. 2012. Vol. 7. P. 143-147.
51. Zhang H., Liu L., He L. Detection and identification of Bacillus cereus susceptible to phage AP631 // Chin J Zoonos. 2016. Vol. 32. P 507-511.
52. Zhao X., Shen M., Jiang X. Transcriptomic and Metabolomics Profiling of Phage-Host Interactions between Phage PaP1 and Pseudomonas aeruginosa // Front Microbiol. 2017. Vol. 8. P 548-571.
53. Zhonghe X., Yang S., Jeffrey W., Cao Y. Directional mechanical stability of Bacteriophage ф29 motor's 3WJ-pRNA: Extraordinary robustness along portal axis // Science Advances. 2017. Vol. 3. P 1-8.
54. Zyl J., Nemavhulani S., Cass J., Cowan A., Trindade M. Three novel bacteriophages isolated from the East African Rift Valley soda lakes // Virol J. 2016. Vol. 13. P 204-228.
References
1. Abedon T, Yin J. Bacteriophage plaques: theory and analysis. Methods Mol Biol. 2009; 501: 161-174.
2. Adams MJ, Lefkowitz EJ, King AM. Ratification vote on taxonomic proposals to the International Committee on Taxonomy of Viruses. Arch Virol. 2016; 161: 2921-2949.
3. Arabi E, Griffiths T, She Y. Genome sequence and analysis of a broad-host range lytic bacteriophage that infects the Bacillus cereus group. Virol. J. 2013; 10: 48-59.
4. Asare T, Jeong Y, Ryu S, Klumpp J, Loessner J, Merrill D, Kim P. Putative type 1 thymidylate synthase and dihydrofolate reductase as signature genes of a novel Bastille-like group of phages in the subfamily Spounavirinae. BMC Genomics. 2015; 16: 582-587.
5. Barylski E, Dutilh B, Schuller M, Edwards A. Analysis of Spounaviruses as a Case Study for the Overdue Reclassification of Tailed Phages. Systematic Biology. 2020; 69: 110-123.
6. Barylski J, Kropinski M, Alikhan F, Adriaenssens M. ICTV Report Consortium. ICTV Virus Taxonomy Profile: Herelleviridae. J Gen Virol. 2020; 101: 362-363.
7. Barylski J, Nowicki G, Gozdzicka-Jozefiak A. The Discovery of phiAGATE, A Novel Phage Infecting Bacillus pumilus, Leads to New Insights into the Phylogeny of the Subfamily Spounavirinae. PLoS One. 2014; 9: 1-14.
8. Begley M, Gahan G, Hill C. The interaction between bacteria and bile. FEMS Microbiol Rev. 2005; 29: 625-651.
9. Brown NL, Stoyanov JV, Kidd SP, Hobman JL. The MerR family of transcriptional regulators. FEMS Microbiol Rev. 2003; 27: 145-163.
10. Burton M, Marquis A, Sullivan L, Rapoport A, Rudner Z. The ATPase SpoIIIE transports DNA across fused septal membranes during sporulation in Bacillus subtilis. Cell. 2007; 131: 1301-1312.
11. Casjens S. Prophages and bacterial genomics: what have we learned so far? Mol Microbiol. 2003; 49: 277-300.Chen Y, Guo X, Wu J, Jin M, Zeng R. A novel deep-sea bacteriophage possesses features of Wbeta-like viruses and prophages. Arch Virol. 2020; 165: 1219-1223.
12. Danovaro R, Dell'Anno A, Corinaldesi C, Magagnini M, Noble R, Tamburini C, Weinbauer M. Major viral impact on the functioning of benthic deep-sea ecosystems. Nature. 2008; 454: 1084-1087.
13. Feng Z, Xinwu L, Liu W, Yong N. Complete genome sequence of a novel Bacillus phage, P59, that infects Bacillus oceanisediminis. Archives of Virology. 2020; 165: 1-5.
14. Gao B, Huang Y, Ning D. Metabolic Genes within Cyanophage Genomes: Implications for Diversity and Evolution. Genes (Basel). 2016; 7: 80-91.
15. Gillis A, Mahillon J. Phages preying on Bacillus anthracis, Bacillus cereus and Bacillus thuringiensis: past, present and future. Viruses. 2014; 6: 26232672.
16. Han S, Xie G, Challacombe F, Altherr R, Bhotika S, Brown N, Bruce D. Pathogenomic sequence analysis of Bacillus cereus and Bacillus thuringiensis isolates closely related to Bacillus anthracis. J Bacteriol. 2006; 188: 3382-3390.
17. Hemphill E, Whiteley R. Bacteriophages of Bacillus subtilis. Bacteriol Rev. 1975; 39: 257-315.
18. Jean NL, Rutherford TJ, Lowe J. FtsK in motion reveals its mechanism for double-stranded DNA translocation. Proc Natl Acad Sci USA. 2020; 117: 14202-14208.
19. Ji X, Zhang C, Fang Y, Zhang Q, Lin L, Tang B, Wei Y. Isolation and characterization of glacier VMY22, a novel lytic cold-active bacteriophage of Bacillus cereus. Virol Sin. 2015; 30: 52-58.
20. Kampf G. Efficacy of ethanol against viruses in hand disinfection. J Hosp Infect. 2018; 98 (4): 331-338.
21. Kazlauskas D, Venclovas C. Computational analysis of DNA replicases in double-stranded DNA viruses: relationship with the genome size. Nucleic Acids Research. 2011; 1: 8291-8305.
22. Kimura K, Itoh Y. Characterization of poly-gamma-glutamate hydrolase encoded by a bacteriophage genome: possible role in phage infection of Bacillus subtilis encapsulated with poly-gamma-glutamate. Appl Environ Microbiol. 2003;69:2491-2497.
23. King A, Lefkowitz E, Adams MJ, Carstens EB. Virus Taxonomy. 1st ed. Amsterdam: Elsevier. Press. 2011. 384 p.
24. Klumpp J, Lavigne R, Loessner J, Ackermann W. The SPO1-related bacteriophages. Arch Virol. 2010; 155: 1547-1561.
25. Kong L, Ding Y, Wu Q, Wang J, Zhang J, Li H, Yu S, Yu P, Gao T, Zeng H, Yang M, Liang Y, Wang Z, Xie Z, Wang Q. Genome sequencing and characterization of three Bacillus cereus-specific phages DK1, DK2 and DK3. Arch Virol. 2019; 164: 1927-1929.
26. Kostyk N, Chigbu O, Cochran E, Davis J, Essig J, Do L, Farooque N. Complete Genome Sequences of Bacillus cereus Group Phages AaronPhadgers,ALPS, Beyonphe, Bubs, KamFam, OmnioDeoPrimus, Phireball, PPIsBest, YungSlug and Zainny. Microbiol Resour Announc. 2021; 10: 33.
27. Kunst F, Ogasawara N, Moszer I, Albertini M, Alloni G, Azevedo V, Bertero G, Bessieres P, Bolotin A. The complete genome sequence of the gram-positive bacterium Bacillus subtilis. Nature. 1997; 390: 249-256.
28. Lawrence JG, Hatfull GF, Hendrix RW. Imbroglios of viral taxonomy: genetic exchange and failings of phenetic approaches. J Bacteriol. 2002;184: 4891-4905.
29. Li C, Yuan X, Li N. Isolation and Characterization of Bacillus cereus Phage vB_BceP-DLc1 Reveals the Largest Member of the Ф29-ЬЖє Phages. Microorganisms. 2020; 8: 1750-1760.
30. Liu B, Wu S, Song Q, Zhang X, Xie L. Two novel bacteriophages of thermophilic bacteria isolated from deep-sea hydrothermal fields. Curr Microbiol. 2006; 53: 163-166.
31. Liu X, Wang D, Pan C, Feng E, Fan H, Li M, Zhu L, Tong Y, Wang H. Genome sequence of Bacillus anthracis typing phage AP631. Arch Virol. 2019; 164: 917-921.
32. Lucchini S, Desiere F, Brussow H. Comparative genomics of Streptococcus thermophilus phage species supports a modular evolution theory. J Virol. 1999; 73: 8647-8656.
33. Meijer J, Horcajadas A, Salas M. Phi29 family of phages. Microbiol Mol Biol Rev. 2001; 65: 261-287.
34. Mobberley J, Authement N, Segall M, Edwards A, Slepecky A, Paul H. Lysogeny and sporulation in Bacillus isolates from the Gulf of Mexico. Appl Environ Microbiol. 2010; 76: 829-842.
35. Morgado S, Vicente C. Global in-silico scenario of tRNA genes and their organization in virus genomes. Viruses. 2019; 11: 180-188.
36. Paul H. Prophages in marine bacteria: dangerous molecular time bombs or the key to survival in the seas? ISME J. 2008; 2: 579-589.
37. Porter J, Schuch R, Pelzek J, Buckle M, McGowan S, Wilce C, Rossjohn J, Russell R, Nelson D, Fischetti A, Whisstock C. The 1.6 A crystal structure of the catalytic domain of PlyB, a bacteriophage lysin active against Bacillus anthracis. J Mol Biol. 2007; 366: 540-550.
38. Rodriguez-Valera F, Martin-Cuadrado AB, Rodriguez-Brito B, Pasic L, Thingstad TF, Rohwer F, Mira R. Explaining microbial population genomics through phage predation. Nat Rev Microbiol. 2009; 7: 828-836.
39. Rex A, Etter J, Morris S, Crouse J, McMlain R, Johnson A, Stuart CT, Deming W, Thies R, Avery R. Global bathymetric patterns of standing stock and body size in the deep-sea benthos. Marine Ecology Progress Series. 2006; 317: 1-8.
40. Ritz MP, Perl AL, Colquhoun JM, Chamakura KR, Kuty Everett GF. Complete Genome of Bacillus subtilis Myophage CampHawk. Genome Announc. 2013; 1: 984-997.
41. Rocha EP, Danchin A. Base composition bias might result from competition for metabolic resources. Trends Genet. 2002; 18: 291-294.Sayers W, Barrett T, Benson A, Bolton E, Bryant H, Canese K, Chetvemin V, Church M, Dicuccio M, Federhen S, Feolo M. Database resources of the National Center for Biotechnology Information. Nucleic Acids Res. 2012; 40: 13-25.
42. Schilling T, Hoppert M, Hertel R. Genomic Analysis of the Recent Viral Isolate vB_BthP-Goe4 Reveals Increased Diversity of 929-Like Phages. Viruses. 2018; 10: 624-638.
43. Schuch R, Fischetti VA. Detailed genomic analysis of the Wbeta and gamma phages infecting Bacillus anthracis: implications for evolution of environmental fitness and antibiotic resistance. J Bacteriol. 2006; 188: 3037-3051.
44. Shafikhani H, Mandic-Mulec I, Strauch A, Smith I, Leighton T. Postexponential regulation of sin operon expression in Bacillus subtilis. J Bacteriol. 2002; 184: 564-571.
45. Siefert JL, Larios-Sanz M, Nakamura LK, Slepecky RA, Paul JH, Moore ER, Fox GE, Jurtshuk P. Phylogeny of marine Bacillus isolates from the Gulf of Mexico. Curr Microbiol. 2000; 41: 84-88.
46. Simoliuniene M, Tumenas D, Kvederaviciute K, Meskys R, Sulcius S, Simoliunas E. Complete Genome Sequence of Bacillus cereus Bacteriophage vB_BceS_KLEB30-3S. Microbiol Resour Announc. 2020; 9: 1-3.
47. Stewart CR, Casjens SR, Cresawn SG. The genome of Bacillus subtilis bacteriophage SPO1. J Mol Biol. 2009; 388: 48-70.
48. Willms M, Hoppert M, Hertel R. Characterization of Bacillus subtilis Viruses vB_BsuM-Goe2 and vB_BsuM-Goe3. Viruses. 2017; 9: 146.
49. Xu L, Zhang R, Wang N, Cai L, Tong G, Sun Q, Chen F, Jiao Z. Novel phagehost interactions and evolution as revealed by a cyanomyovirus isolated from an estuarine environment. Environ Microbiol. 2018; 20: 2974-2989.
50. Yee M, Matsumoto T, Yano K, Matsuoka S, Sadaie Y, Yoshikawa H, Asai K. The genome of Bacillus subtilis phage SP10: a comparative analysis with phage SPO1. Biosci Biotechnol Biochem. 2011; 75: 944-952.
51. Yuan Y, Gao M, Wu D, Liu P, Wu Y. Genome Characteristics of a Novel Phage from Bacillus thuringiensis Showing High Similarity with Phage from Bacillus cereus. PLOS ONE. 2012; 7: 143-147.
52. Zhang H, Liu L, He L. Detection and identification of Bacillus cereus susceptible to phage AP631. Chin J Zoonos. 2016; 32: 507-511.
53. Zhao X, Shen M, Jiang X. Transcriptomic and Metabolomics Profiling of Phage-Host Interactions between Phage PaP1 and Pseudomonas aeruginosa. Front Microbiol. 2017; 8: 548-571.
54. Zhonghe X, Yang S, Jeffrey W, Cao Y. Directional mechanical stability of Bacteriophage ф29 motor's 3WJ-pRNA: Extraordinary robustness along portal axis. Science Advances. 2017; 3: 1-8.
55. Zyl J, Nemavhulani S, Cass J, Cowan A, Trindade M. Three novel bacteriophages isolated from the East African Rift Valley soda lakes. Virol J. 2016; 13:204-228.
Размещено на Allbest.ru
...Подобные документы
Особливості біології, морфологія, хімічний склад, репродукція вірусів. Поняття про бактеріофагів, їх характеристика. Антигенні властивості фагів, особливості, специфіка їх взаємодії з бактеріями. Культивування, практичне значення вірусів та бактеріофагів.
курсовая работа [3,3 M], добавлен 21.09.2010Активний пошук ефективної та безпечної альтернативи антибіотикам у боротьбі з інфекціями. Характеристика життєвих циклів бактеріофагів. Історія застосування фагів в медицині. Дослідження основних протипоказань та обмежень до використання бактеріофагів.
реферат [401,5 K], добавлен 15.04.2019История и классификация антибиотиков. Их влияние на бактерии рода Bacillus. Интенсивность роста колоний данного микроорганизма при различных концентрациях антибиотика, растворённого в питательной среде. Метод диффузии в агар с использованием желобка.
курсовая работа [1,8 M], добавлен 09.09.2009На основі вивчених еколого-біологічних властивостей рослин водних та прибережно-водних біоценозів проведення визначення стану їхніх ценозів русла річки Сіверський Донець. Визначення видів біоіндикаторів водного середовища, екологічні особливості видів.
курсовая работа [63,9 K], добавлен 07.05.2009Поліхети — клас безхребетних тварин типу кільчастих червів. Дослідження специфічних особливостей будови кровоносної системи нереїсів. Сидячі багатощетинкові черви - активні фільтратори, які виконують очищувальну функцію в екосистемі коралових рифів.
презентация [3,9 M], добавлен 17.05.2019Бактерії як найдавніші з усіх відомих організмів. Коротка історична довідка про їх появу. Поширення бактерій. Форми бактеріальних клітин. Спірили, бацили, вібріони, стрептококи. Рух бактерій. Монотрихи, лофотрихт, перитрихи. Автотрофи та гетеротрофи.
презентация [7,5 M], добавлен 02.03.2015It was proposed to use the 2H-labeled hydrolysate of RuMP facultative methylotroph Brevibacterium methylicum, obtained from deuterated salt medium dM9 as a substrate for the growth of inosine producing bacterium Bacillus subtilis.
статья [550,4 K], добавлен 23.10.2006Біологічна характеристика та систематичне положення лишайників. Епіфітні лишайники як невід'ємний компонент всіх лісних екосистем. Апотеції леканорового типу. Теоретичні відомості щодо біолого-морфологічної характеристики видового складу роду Калоплака.
курсовая работа [42,0 K], добавлен 31.03.2014Розташування грибів роду та ознаки, покладені в основу систематики. Морфологічні особливості вегетативних та репродуктивних стадій. Біологічні особливості основних видів роду. Джерела інфекції та шляхи їх розповсюдження. Механізми мінливості патогенів.
курсовая работа [1,4 M], добавлен 16.03.2014Віруси, природа вірусів, загальна характеристика. Бактеріофаги: відкриття, походження, будова, хімічний склад, проникнення та вихід з клітини. Літичний цикл. Роль у природі, вплив на розвиток бактерій. Використання бактеріофагів у діяльності людини.
реферат [1,1 M], добавлен 21.04.2015Дослідження родини хижих ссавців підряду собакоподібних, особливостей внутрішньої будови організму, хутра та шкіри. Вивчення розповсюдження видів на земній кулі, способу життя, розмноження, полювання та харчування, значення в екосистемах та для людини.
презентация [1,1 M], добавлен 10.05.2011Дослідження класифікації і розвитку павуків у ході еволюції. Аналіз особливостей зовнішньої та внутрішньої будови, органів чуттів. Характеристика механізму харчування і розмноження. Способи життя і значення павуків, застосування павутини в промисловості.
курсовая работа [6,8 M], добавлен 16.01.2013Бактерії як велика група одноклітинних мікроорганізмів, які характеризуються відсутністю оточеного оболонкою клітинного ядра. Основні шляхи переносу ДНК у бактерій. Види зелених водоростей та їх екологічне значення. Основні екологічні функції бактерій.
реферат [35,5 K], добавлен 13.01.2010Таксономічний склад і хорологічна характеристика роду Centaurea L. Характеристика особливості рельєфу, кліматичних умов, флори та фауни Чернівецької області. Повний аналіз еколого-ценотичного роду. Цілюща дія та застосування у народній медицині волошки.
курсовая работа [40,1 K], добавлен 29.03.2015Аналіз сутності, складу, будови, особливостей структури білків - складних високомолекулярних природних органічних речовин, що складаються з амінокислот, сполучених пептидними зв'язками. Порівняльні розміри білків та пептидів. Функції білків в організмі.
презентация [357,5 K], добавлен 10.11.2010Загальна характеристика і особливості біології Горлиці кільчастої - птаха середніх розмірів, типового "голубиного" складу. Визначення польових ознак, забарвлення, будови й розмірів. Основні підвиди роду Горлиця. Спостереження за цим видом в смт. Ріпки.
курсовая работа [3,0 M], добавлен 21.09.2010Методика збору та обліку комах. Описання анатомо-морфологічних особливостей та огляд видового складу комах-шкідників Березнівського району. Характеристика фенології розвитку шкідників лісових біоценозів та розробка заходів зі зниження їх чисельності.
дипломная работа [4,9 M], добавлен 19.10.2011Історія вивчення ґрунтових олігохет. Фізико-географічні особливості Малого Полісся. Екологія люмбріцід роду Apporectoidea, їх поширення в Малом Поліссі. Дослідження фауни, екології, хорології ґрунтових олігохет у природних біоценозах Малого Полісся.
дипломная работа [1,6 M], добавлен 12.09.2012Характеристика роду Сомоподібні та наступних родин: арієвих, аспредових, багарієвих, ванделлієвих, калліхтових, кларієвих, косаткових, лорикарієвих, пімелодових, сомів, хакових та шильбових. Опис типових представників відповідних родин сомоподібних.
курсовая работа [2,3 M], добавлен 28.10.2010Вивчення царства грибів, різних за способом життя, будовою і зовнішньому вигляду. Дослідження подібності грибів до рослин і тварин. Аналіз будови та способів розмноження. Характеристика особливостей паразитичних, сапротрофних та сімбіотичних організмів.
презентация [1,3 M], добавлен 23.04.2013
