Цитогенетичний аналіз ракоподібних Pontogammarusrobustoides (amphipoda, gammaridae) при підвищенні температури води в умовах мікрокосму

Размещено на http://www.allbest.ru/

Размещено на http://www.allbest.ru/

Інститут гідробіології НАН України

Національний медичний університет імені О.О. Богомольця

Цитогенетичний аналіз ракоподібних Pontogammarusrobustoides (amphipoda, gammaridae) при підвищенні температури води в умовах мікрокосму

М.Т. Гончарова,

к. б. н., ст. наук. співроб.

О.В. Романенко,

акад., д. б. н., проф., зав. каф.

Л.С. Кіпніс,

к. б. н., ст. наук. співроб., ст. наук. співроб.

Ю.Г. Крот,

к. б. н., ст. наук. співроб., в.о. зав. відділу

Ю.О. Стойка,

мол. наук. співроб.

м. Київ

Анотація

Досліджено адаптивні реакції на клітинному рівні Pontogammarusrobustoides, представника род. Gammaridae, при підвищенні температури води до критичних величин в умовах модельної екосистеми - мікрокосму. Проведено цитогенетичний аналіз клітин їхніх ембріонів та досліджено ядерцеву активність соматичних клітин. Показано, що в діапазоні температур 25,0-27,5°С спостерігається нормальний розвиток клітин ембріонів P. robustoides. Підвищення температури до 30,0-30,5°С викликає такі структурно-функціональні зміни в клітинах, як зростання рівня аберантності хромосом та кількості мікроядер. За тривалої дії підвищених температур ці показники наближаються до критичних рівнів. Збільшується кількість ембріональних клітин з фрагментацією ядер, що є свідченням розвитку процесів, спрямованих на апоптоз. За температури 32°С спостерігається руйнування клітинних структур ембріонів. В соматичних клітинах відмічено збільшення загального об'єму ядерець, що є показником посилення синтезу білків, які, ймовірно, приймають участь у адаптаційному процесі. Зниження температури води до початкового рівня 25°С сприяє відновленню структурно-функціональних показників геномугамарид, однак все ще спостерігається висока частка порушень поділу клітин на фоні значного зниження рівня мікроядер.

Ключові слова: гамариди, Pontogammarusrobustoides, температура, цитогенетичний аналіз, адаптивні реакції, мікрокосм.

Abstract

M.T. Goncharova, PhD (Biol.), Senior Researcher,

Institute of Hydrobiology of the NAS of Ukraine, Kyiv,

O.V. Romanenko, Dr. Sci. (Biol.), Prof., NAS Full Member, Head of Department, Bogomolets National Medical University,

Kyiv,

L.S. Kipnis, PhD (Biol.), Senior Researcher, Senior Researcher,

Institute of Hydrobiology of the NAS of Ukraine Kyiv

Yu.G. Krot, PhD (Biol.), Senior Researcher, Head of Department,

Institute of Hydrobiology of the NAS of Ukraine Kyiv,

Yu.O. Stoyka, Junior Researcher,

Institute of Hydrobiology of the NAS of Ukraine Kyiv

Cytogenetic effects of increased temperatures on the crustaceans Pontogammarus robustoides (amphipoda, gammaridae) in microcosm experiment

Adaptive responses at the cellular level of Pontogammarusrobustoides, representatives of family Gammaridae, have been studied in conditions of elevated water temperature to critical values in the model ecosystem - the microcosm. Cytogenetic analysis of their embryonic cells was carried out and nuclear activity of somatic cells was investigated. It showed that the normal development of P. robustoides embryo cells was observed at the temperature range of 25.0 - 27.5°С. Increasing of temperature to 30.0-30.5°С caused structural and functional alterations: the chromosomes aberration and micronuclei frequency increased to the levels close to critical due to the long-term effect of these temperatures. The number of embryonic cells with nuclear fragmentation increases, which is evidence of the development of processes aimed at apoptosis. At a temperature of 32°С, the destruction of cellular structures of embryos is observed. In somatic cells, an increase in the total volume of nucleoli was noted, which is an indicator of increased synthesis of proteins that probably take part in the adaptation process. Lowering the water temperature to the initial level of 25°С helps to restore the structural and functional parameters of the gamarid genome, however, a high number of cell division disorders is still observed against the background of a significant decrease in the level of micronuclei.

Keywords: gammarids, Pontogammarusrobustoides, temperature, cytogenetic analysis, adaptive responses, microcosm.

Основна частина

На сучасному етапі, в умовах кліматичних змін, одним з провідних екологічних чинників є температура навколишнього середовища, найбільш відчутний вплив якої проявляється в прибережних мілководних зонах. Для водосховищ, створених у руслі Дніпра - основної водної артерії України, характерні великі площі мілководь, що в середньому для всіх водосховищ каскаду складають 19,1%, а в Київському - біля 40% площі водної поверхні [24]. У цих зонах ключова функціональна роль належить амфіподам, завдяки їхній чисельності та біомасі [35]. Зі створенням каскаду дніпровських водосховищ однією з провідних за чисельністю груп нектобентоснихмакробезхребетних стали інвазивні види гамаридпонто-каспійського комплексу, що поступово витіснили аборигенну фауну [34]. У Київському водосховищі налічується сім видів гамарид [35], Pontogammarusrobustoides (Sars, 1894) є найпоширенішим на мілководді. На сьогодні він також широко розповсюджений в Європі та багатьох інших регіонах [19]. Цей високоадаптивний вид понто-каспій - ськихгамарид продовжує поширюватись за межі свого природного ареалу. Людська діяльність значною мірою сприяє поширенню P. robustoidesвздовж великих річок (Вісла, Одер, Німан, Ельба) і судноплавних каналів, а також у штучні водойми та озера [26].

Прогнозування екологічних наслідків глобальних змін клімату вимагає різноманітних підходів, включаючи використання експериментальних моделей [41]. Багатовидовим підходом, в якому об'єднано різні методи, а також масштабні експерименти, в яких можлива реалізація реалістичних рівнів біокомплексності, є мікро - або мезокосми [44]. Мікрокосм - це штучна спрощена екосистема, яка використовується для прогнозування поведінки природних екосистем у контрольованих умовах. Експерименти з використанням «модельних організмів» у мікрокосмах або ме - зокосмосах можуть бути корисним підходом для вивчення впливу абіотичних або антропогенних стресорів на взаємодію видів, реакції екосистем на зміну клімату [16].

Найбільш об'єктивним та наближеним до природних умов підходом для прогнозування наслідків підвищення температури на біоту мілководних ділянок водойм, що спостерігається в умовах змін клімату, є дослідження її у мікрокосмі [16]. Переважна більшість цитогенетичних досліджень гамарид стосуються їхнього каріотипу [20, 30,31] або оцінки ци - тогенотоксичності для них різних забруднюючих речовин, включаючи іонізуюче випромінювання [9, 14, 21, 25, 29, 40, 43]. Робіт, присвячених дослідженню впливу підвищених температур на водних безхребетних, особливо гамарид, в умовах мікрокосму, досить мало [6, 33, 39]. Дослідження цитогенетичних змін гамарид за таких умов дозволить найбільш реалістично спрогнозувати наслідки впливу підвищених температур за умов зміни клімату.

Метою нашого дослідження було вивчення цитогенетичних характеристик гамаридPontogammarusrobustoidesза динамічних змін температури води в модельній екосистемі - мікрокосмі.

Основу угруповань в дослідному і контрольному мікрокосмах складали водні безхребетні різних систематичних груп та інші супутні організми (водорості, протисти, бактерії та ін.). Особливу увагу було приділено гамаридам та двостулковим молюскам, які були перевезені разом із природними субстратами з ділянки прибережних мілководь Київського водосховища (ур. Толокунь).

Угруповання гамарид у контрольному та експериментальному мікрокосмі були подібними і складалися з представників род. Gammaridae: Pontogammarusrobustoides (Sars, 1894), Dikerogammarusvillosus (Sowinsky, 1894), D. haemobaphes (Eichwald, 1841), Echinogammarusischnus (Stebbing, 1899) тарод. Unionidae: Uniotumidus (Philipsson, 1788), Uniopictorum (Philipsson, 1788).

Об'єктом досліджень була домінуюча популяція гамаридP. robustoides, що складала 99% угруповання мікрокосму. Видовий склад гамарид встановлювали за визначниками [5, 23] з урахуванням сучасної номенклатури [27].

Тварин годували нитчастими водоростями Spirogyrasp., листям верби та кормом Tetramin' (0,5 г/добу).

Перед початком експерименту тварини у дослідній і контрольній ємностях проходили тривалу аклімацію, що дозволило привести мікрокосми у близький структурно-функціональний стан.

Умови експерименту та динаміка гідрохімічних параметрів описані у попередніх статтях, присвячених особливостям адаптації до підвищеної температури представників родин Gammaridae[39] та Unionidae[8].

Експерименти проводили одночасно у двох однакових ємностях, кожна з яких була розділена перегородкою на два сполучених між собою відсіки з довжиною перебігу води 6,7 м. Потік води в ємностях створювався обертанням за допомогою електроприводу лопатей, насаджених на спільну вісь. Швидкість течії складала 0,05 м/с. Площа поверхні дна складала 1,27 м², об'єм води - 0,44 м³. Субстратом слугували донні відклади піщано-мулового типу, відібрані в місці мешкання гамарид [8, 39].

Для цитогенетичного аналізу відбирали п'ять самиць гамарид розміром 11-12 мм з яйцями, що знаходились на початкових стадіях розвитку, стадія BIза [1], та готували препарати з 20-30 яєць від кожної самиці. На 10, 13, 14 та 16-ту добу експерименту, через низьку прекопу - ляційну активність та понижену кількість закладених яєць за цих температур, для аналізу відбирали трьох - чотирьох самиць з 8-16 яйцями.

Цитогенетичний матеріал фіксували розчином Кларка (95%-вий етиловий спирт та льодяна оцтова кислота у співвідношенні 3:1).

Для аналізу структурних цитогенетичних показників самиць гамарид з ембріонами занурювали у 2%-вий розчин ацетоорсеїну на одну добу, після чого мацерували у льодяній оцтовій кислоті та відділяли ембріони у 60%-вій молочній кислоті. Готували давлені цитогенетичні препарати [2]. Аналізували мітотичну активність клітин, відсоткову частку клітин в профазі (з усіх клітин в мітозі), рівень аберантності хромосом - порушень поділу, що включали аномалії метафази, відставання хромосом в анафазі та телофазі мітозу та інші структурні порушення поділу (мости, фрагменти, мультиполярний та множинний мітоз та ін.), а також кількість клітин з мікроядрами та фрагментованими ядрами (розпад ядра на невеликі структури, обмежені мембраною, кожна з яких містить ущільнену ДНК).

Для вивчення функціональної активності геномугамарид використовували кількісні характеристики ядерець (кількість та розмір), що представляють собою комплекс ампліфікованих генів рибосомної РНК та їхніх продуктів, зміни їхньої морфології безпосередньо пов'язані з найважливішими молекулярно-генетичними процесами в клітині та об'єктивно відображають особливості її метаболізму [2].

Ядерцеву активність досліджували в соматичних клітинах самиць гамарид розміром 11-12 мм. Для приготування препаратів ядерець шматочки зафіксованих тканин занурювали на 40-60 хв у 45%-вий розчин оцтової кислоти для хімічної мацерації, потім протягом 5-10 хв подрібнювали механічно у невеликому об'ємі мацерату пінцетом. Суспензію клітин наносили на сухі знежирені предметні скельця і висушували на повітрі. Повітряно-сухі препарати фарбували 50%-вим розчином нітрату срібла в присутності розчину желатину з додаванням мурашиної кислоти протягом 5-6 хв за температури 60°С до отримання золотаво-коричневого забарвлення [28]. Кількість ядерець підраховували у 50-100 клітинах у кожній пробі з використанням окулярів х10, імерсійного об'єктиву Х100 мікроскопу AxioImagerА1 CarlZeissГідроекологічного аналітичного центру Інституту гідробіології НАН України, для вимірювання розмірів ядерець використовували програму AxioVision4.8.

В контрольному мікрокосмі для цитогенетичного аналізу були відібрані самиці гамарид на початку і наприкінці експерименту.

Отримані дані оброблені загальноприйнятими методами варіаційної статистики з використанням програми MicrosoftOfficeExcel2016. У таблиці експериментальні дані представлені як середня величина та її стандартне відхилення при кількості повторів n= 3-5. Кожен повтор являв собою усереднену величину з 5-6 цитогенетичних препаратів. Статистичну значущість відмінностей середніх величин оцінювали за двови - бірковим критерієм Стьюдента (t-тест для незалежних вибірок). Відмінності в результатах вважали достовірними, якщо р<0,05.

Динаміка температурного режиму в експериментальному мікрокосмі була наближена до умов перебування безхребетних на ділянках прибережної зони мілководь Київського водосховища в періоди їхнього значного прогрівання [37] і включала етапи зростання температури зі швидкістю 1°С/добу (1-2-а, 6-8-а доба), стабілізації на рівні докритичних (27±0,5°С, 2-5-а доба) і критичних величин (30±0,5°С, 8-13-а доба та 32±0,5°С, 14-та доба), зниження (14-16-та доба) та стабілізації на рівні вихідних величин (25,0±0,5°С, 16-24-та доба). В контрольному мікрокосмі температура становила 25±0,5°С.

При підвищенні температури води в умовах мікрокосму з 25,0 до 27,0±0,5°С розвиток клітин ембріонів гамаридP. robustoidesвідбувався нормально, з високою мітотичною активністю у клітинах (28,6-32,5%) та низьким рівнем порушень поділу (табл. 1). Спостерігались лише незначні порушення, такі як відставання хромосом в анафазі мітозу на рівні 0,3-0,6%, що не виходить за межі контрольних величин. Кількість та об'єм ядерець в ядрі достовірно не відрізнялись від показників контрольного мікрокосму та наближались до тих, що спостерігались в місцях природного зосередження виду [3].

Підвищення температури водного середовища до 30,0±0,5°С (8-ма доба) викликало збільшення рівня порушень поділу до 3%, однак цей рівень не є критичним для розвитку рачків. Спостерігалось незначне зменшення кількості ядерець у ядрі.

Подальша дія температури 30,0±0,5°С протягом двох діб призводила до численних порушень у клітинах ембріонів гамарид, таких як відставання хромосом в анафазі, хромосомні мости, мультиполярний мітоз, розсіювання хромосом та інших порушень, загалом у кількості біля 5%. Спостерігали також появу мікроядер в невеликій кількості (0,5%).

За більш тривалої дії температури 30,0±0,5°С протягом п'яти діб (13-а доба експерименту) спостерігались порушення поділу клітин ембріонів у кількості 4,1%, а саме: відставання хромосом в анафазі та тело - фазі, мости, фрагменти, мультиполярні мітози, розсіювання хромосом в мітозі, множинні мітози та ін. Як наслідок, кількість клітин з мікроядра - ми та фрагментацією ядра складала 6,2% (рис. 1), що наближається до критичних для амфіпод величин 10% [9].

Згідно з нашими дослідженнями терморезистентностіP. robustoidesв статичних умовах, межею температурного оптимуму для репродуктивної активності гамарид є температура 27,5-28,0°С [38], критичною для виживання - 32°С, абсолютно летальна - 35°С протягом 24 год [36]. За даними інших дослідників, температурна резистентність цього виду становить більше 24°С [12] і, ймовірно, вище 30°С [13]. У природних біотопах P. robustoidesтемпература води може коливатися від 0 до 30 ^oC[4]. Однак, за даними наших багаторічних спостережень, в природних біотопах вони уникають температур вище 28°С, мігруючи на більші глибини [37].

Структурно-функціональні зміни у клітинах ембріонів та ядерцева активність в соматичних клітинах гамаридР. robustoid.es при підвищенні температури води в умовах мікрокосму

Рис. 1. Порушення поділу у клітинах ембріонів гамаридP. robustoides (x400): а - множинний мітоз (30°С, 13-та доба); б - мультиполярний мітоз (30,5°С, 10-та доба); в - мікроядра (30°С, 13-та доба); г - фрагментація ядер та мікроядра (30°С, 13-та доба)

Підвищення температури води до критичних значень призводить до негативного впливу як на організм в цілому, так і на генетичний апарат клітин. Такий вплив характеризується появою первинних генетичних порушень на рівні молекул ДНК або хромосом [30], що виражається у зростанні частоти порушень поділу.

Велика кількість клітин з фрагментацією ядра, що є ланкою у механізмі апоптозуклітин, найбільш вірогідно є наслідком температурного стресу, це явище було також описано і іншими дослідниками [10,15, 22].

Подальше короткострокове підвищення температури до 32±0,5°С викликало загибель клітин ембріонів і руйнування клітинних структур.

Для спостереження за зворотністю цих процесів моделювали зниження температури води у дослідному мікрокосмі до вихідних величин.

цитогенетичний ракоподібний соматичний екосистема

Рис. 2. Ядерця в ядрах соматичних клітин самиць гамаридP. robustoides(х1000): а - за температури водного середовища 25°С на початку досліду; б - за температури 32°С через 14 діб експерименту

За поступового зниження температури з 32 до 25°С протягом двох діб (16-та доба експерименту) ще спостерігались порушення поділу всіх типів. Слід також зазначити, що за цих умов відбувалась затримка мітозу в профазі, що потребує подальших досліджень.

При утриманні температури 25°С протягом подальших 8 діб відбувалось часткове відновлення популяції гамарид. Однак в ембріональних клітинах все ще спостерігались відставання хромосом в анафазі у кількості 7,5% та інші порушення поділу (2,3%). Проте кількість мікроядер істотно знизилась, що може свідчити про включення репараційних процесів. Велика кількість порушень поділу, ймовірно, пов'язана з істотним пошкодженням геному внаслідок тривалої дії високих температур та недостатнім часом для відновлення, що узгоджується з нашим попереднім дослідженням частоти мікроядер у риб під впливом різної температури та фотоперіоду [7].

Нами було досліджено також функціональні зміни геному соматичних клітин гамарид за кількісними характеристиками - кількістю і розміром ядерець. Ці параметри є чутливим індикатором фізіологічної активності клітин, адже їх зміни відбуваються досить швидко та добре корелюють з інтенсивністю впливу на клітину чинників середовища [42].

Встановлено, що при підвищенні температури води до 30±0,5 ^oCспостерігалось зменшення кількості ядерець та збільшення їхнього загального об'єму не лише за рахунок злиття ядерець [18], айза рахунок збільшення загального об'єму матеріалу ядерець у клітині [11], що свідчить про стимуляцію синтетичної активності клітини. При тривалому впливі (5 діб) температури 30±0,5°С та її підвищенні до 32±0,5°С виявлено до - ISSN0375-8990. Гідробіологічний журнал. 2023. 59 (5). Достовірне підвищення цього показника у 4-6 разів порівняно з контрольною групою (рис. 2).

Зміни кількісних і розмірних характеристик ядерець є одним з перших кроків у відповіді клітини на стрес, в тому числі температурний. Ядерце являє собою органелу, залучену у регуляцію відповіді клітини на стрес. Там синтезуються і дозрівають не тільки компоненти рибосом, але й малі регуляторні РНК. Відомо, що розмір ядерця корелює з вмістом білків у цитоплазмі [17]. Ядерця поводять себе подібно до жирних крапель, тому при збільшенні їхнього загального об'єму зливаються у більш об'ємні малочисельні ядерця [32]. Отже, збільшення об'єму ядерця може свідчити про інтенсифікацію синтезу білків, що беруть участь у адаптаційному процесі. При зниженні температури води до 25°С у період відновлення популяції на 16-24-ту добу спостерігалось наближення цих показників до контрольних величин.

Проведені цитогенетичні дослідження показали, що при підвищенні температури води з 25,0 до 27,5°С зі швидкістю 1°/добу розвиток клітин ембріонів гамаридP. robustoidesхарактеризувався високою мітотичною активністю та низьким рівнем порушень їхнього поділу.

Підвищення температури до 30°С негативно впливало на розвиток ембріональних клітин, що проявлялось у численних порушеннях їхнього поділу (загалом у кількості більше 5%), а також у появі мікроядер. Більш тривала дія цієї температури викликала збільшення кількості та спектру порушень поділу клітин і, як наслідок, появу великої кількості мікроядер та клітин з фрагментацією ядра (більше 6%), що наближається до критичних величин. Подальше підвищення температури до 32°С приводило до загибелі клітин ембріонів.

При зниженні температури води до 25°С все ще спостерігались порушення поділу клітин у кількості більше 7%, проте частка мікроядер істотно знизилась: це може свідчити про незворотність процесів або недостатній час для відновлення функцій організму.

Дослідження ядерцевої активності соматичних клітин P. robustoidesвиявило тенденцію до зменшення кількості ядерець та збільшення їхнього загального об'єму з наближенням температури до критичних величин, що свідчить про підвищення синтетичної активності клітин і є одним з механізмів адаптації організму в умовах температурного стресу.

Список використаної літератури

1. Бек Т.А. Размножение бокоплавов родов Gammarusи Marinogammarusна литорали Белого моря. Тр. Беломор. биол. ст. МГУ. 1980. Т. 5. С. 103-114.

2. Гончарова М.Т., КіпнісЛ.С., Коновець І.М., Крот Ю.Г. Оцінка токсичності донних відкладів прісноводних об'єктів за допомогою біотестування. Методичнірекомендації. Київ, 2019. 131 с.

3. Гончарова М.Т., Кіпніс Л.С., Стойка Ю.О., Бабич Г.Б. Цитогенетичні дослідження гамарид літоральної зони Київського водосховища (урочище Толокунь). Біологічні дослідження-2017. 2017. С. 112-114.

4. Мордухай-Болтовской Ф.Д. Каспийская фауна в Азово-Чорноморском бассейне. Москва: Изд-во АН СССР, 1960. 287 с.

5. Определитель фауны Черного и Азовского морей: в 3 т. Т. 2: Свободноживу - щие ракообразные. Киев: Наук. думка, 1969. 545 с.

6. Романенко В.Д., Крот Ю.Г., ЛеконцеваТ.І. Особливості функціонування дрейсено-гамаридногоугруповання в умовах мікрокосму: Структурно-функціональні характеристики угруповання дрейсен і гамарид. Наук. зап. Терноп. нац. пед. у-ту. Сер.: Біологія. Спец вип. Гідроекологія. 2010. Т. 43, №2. С. 293-296.

7. Романенко В.Д., Стойка Ю.О., Кіпніс Л.С. Впливтемператури та фотоперіода на спонтанний мутагенез клітинриб. Наук. зап. Терноп. нац. пед. у-ту. Сер.: Біологія. 2015. Т. 64, №3-4. С. 579-583.

8. Романенко О.В., КротЮ.Г., Красюк Ю.М., Коновець І.М. Особливості адаптивних реакцій Uniotumidus та Uniopictorum (Unionidae) при підвищенні температури води в умовах мікрокосму. Гідробіол. журн. 2023. Т. 59. №1. С. 39-53.

9. ЦыцугинаВ.Г., Поликарпов Г.Г. Идентификация «критических» видов гидро - бионтов в связи с проблемой оценки экологического риска. Доп. НАН України.2005. №7. С. 196-200.

10. AnvariFar H., Amirkolaie A.K., Miandare H.K. et al. Apoptosis in fish: environmental factors and programmed cell death. CellTissueRes. 2017. Vol. 368. P. 425-439. https://doi.org/10.1007/s00441-016-2548-x

11. Arkhipchuk V.V., Garanko N.N. A novel nucleolar biomarker in plant and animal cells for assessment of substance cytotoxicity. Environ. Toxicol.: AnIntern. J. 2002. Vol. 17. №3. P. 187-194. https://doi.org/10.1002/tox.10056

12. Bacela K., Konopacka A. The life history of Pontogammarusrobustoides, an alien amphipod species in Polish waters. J. CrustaceanBiol. 2005. Vol. 25, №2. P. 190-195. https://doi.org/10.1651/C-2519

13. Baker E., DettloffK., LiJ. Pontogammarusrobustoides (G.O. Sars, 1894): U.S. Geological Survey, Nonindigenous Aquatic Species Database, Gainesville, FL, and NOAA Great Lakes Aquatic Nonindigenous Species Information System, Ann Arbor, MI, 2021. https://nas.er.usgs.gov/queries/greatlakes/FactSheet.aspx? SpeciesID=24&Potenti - al=Y&Type=2

14. Barabanova L., Galkina S., Mikhailova E. Cytogenetic study on the invasive species Gmelinoidesfasciatus in the ecosystem of the Gulf of Finland. J. MarineBiologicalAssociationoftheUnitedKingdom. 2019. Vol. 99, №3. P. 611-618. DOI:10.1017/ S0025315417001357

15. Bellmann K., Charette S.J., Nadeau P.J. et al. The mechanism whereby heat shock induces apoptosisdepends on the innate sensitivity of cells to stress. CellStressandChaperones. 2010. Vol. 15. P. 101-113. DOI 10.1007/s12192-009-0126-9

16. Benton T.G., Solan M., Travis J.M.J., Sait S.M. Microcosm experiments can inform global ecological problems. TrendsinEcology&Evolution. 2007. Vol. 22, №10. P. 516 - 521. https://doi.org/10.1016/j.tree.2007.08.003

17. Boulon S., Westman B.J., Hutte S. et al. The nucleolus under stress. Molecularcell. 2010. Vol. 40, №2. P. 216-227.

18. Brangwynne C.P., Mitchison T.J., Hyman A.A. Active liquid-like behavior of nucleoli determines their size and shape in Xenopuslaevis oocytes. Proceed. oftheNationalAcademyofSciences. 2011. Vol. 108, №11. P. 4334-4339. https://doi.org/10.1073/ pnas.1017150108

19. CABI. Pontogammarusrobustoides/ Invasive Species Compendium. Wallingford, UK: CAB International. 2021. www.cabi.org/isc

20. Coleman C.O. Karyological studies in amphipoda (Crustacea). Ophelia. 1994. Vol. 39, №2. P. 93-105. https://doi.org/10.1080/00785326.1994.10429537

21. Di Donato G., De Matthaeis E., Ronci L., Setini A. Genotoxicity biomarkers in the amphipod Gammaruselvirae exposed in vivo to mercury and lead, and basal levels of DNA damage in two cell types. ChemistryandEcology. 2016. Vol. 32, №9. P. 843-857. DOI:10.1080/02757540.2016.1201078

22. Di Tuccio V., De Luca P., Romano G. Programmed Cell Death in Sea Urchins: A Review. J. Mar. Sci. Eng. 2023. Vol. 11. P. 956. https://doi.org/10.3390/jmse11050956

23. Dobson M. Identifying Invasive Freshwater Shrimps and Isopods. Freshwater biological association. London, UK: DEFRA, 2012. 30 p. www.secure.fera.defra.gov.uk

24. Dubnyak S.S. Study of water currents in the shallow-water zones of the Dnieper Reservoirs. Hydrobiol. J. 1999. Vol. 35, N2. P. 131-137. DOI:10.1615/HydrobJ.v35.i2.100

25. Florou H., Tsytsugina V., Polikarpov G.G. et al. H. Field observations of the effects of protracted low levels of ionizing radiation on natural aquatic population by using a cytogenetic tool. J. Environ. Radioactivity. 2004. Vol. 75, №3. P. 267-283. https://doi.org/ 10.1016/j.jenvrad.2004.01.003

26. Grabowski M. NOBANIS - Invasive Alien Species Fact Sheet - Pontogammarusrobustoides. Online Database of the European Network on Invasive Alien Species - NOBANIS. 2011. www.nobanis.org/files/factsheets/Pontogammarus_robustoides.pdf

27. Horton T., Lowr J., De Broyer C. World amphipoda database. 2017. Available from: https://www.marinespecies.org/amphipoda/aphia.php? p=taxdetails&id=490104

28. Howell W.M., Black D.A. Controlled silver staining of nucleolus organizer regions with a protective colloidal developer: a 1-step method, Experientia. 1980. Vol. 36. P. 1014-1015. https://doi.org/10.1007/BF01953855

29. Lacaze E., Devaux A., Jubeaux G. et al. DNA damage in Gammarusfossarum sperm as a biomarker of genotoxic pressure: intrinsic variability and reference level. Scienceofthetotalenvironment. 2011. Vol. 409, №17. P. 3230-3236. https://doi.org/10.1016/ j.scitotenv.2011.05.012

30. Libertini A., Rampin M. A molecular cytogenetic study on some Icelandic amphi - pods (Crustacea) by fluorescence in situ hybridization (FISH). TheOpenZoology J. 2009. №2. P. 109-116. DOI: 10.2174/1874336601002009109

31. Libertini A., Trisolin R., Rampin M. Chromosome number, karyotype morphology, heterochromatin distribution and nuclear DNA content of some talitroideanamphi - pods (Crustacea: Gammaridea). Europ. J. Entomology. 2008. Vol. 105, №1. P. 53-58. DOI: 10.14411/eje.2008.007

32. Marko J.F. The liquid drop nature of nucleoli. Nucleus. 2012. Vol. 3, №2. P. 115-117.

33. Perkins D.M., McKie B.G., Woodward G. Environmental warming and biodiversity-ecosystem functioning in freshwater microcosms: partitioning the effects of species identity, richness and metabolism. Advancesinecologicalresearch. 2010. Vol. 43. P. 177 - 209. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-385005-8.00005-8

34. Pligin Y.V., Matchinskaya S.F., Zhelezny N.I., Linchuk M.I. Long-term distribution of alien species of macroinvertebrates in the ecosystems of the Dnieper reservoirs. Hydrobiol. J. 2014. Vol. 50, №2. P. 3-17. DOI: 10.1615/HydrobJ.v50.i2.10

35. PliginYu.V. Long-term changes in the composition and in the quantitative indices of the development of macrozoobenthos of the Kiev reservoir. Ibid. 2009. Vol. 45, №1. P. 16-31. https://doi.org/10.1615/HydrobJ.v45.i1.20

36. Romanenko V.D., KrotYu.G., Lekontseva T.I., Podrugina A.B. Resistance of gam - maridsPontogammarusrobustoides and Chaetogammarusischnus (Crustacea: Amphipoda) to elevation of temperature of the aquatic medium. Ibid. 2014. Vol. 50, №3. P. 55-63. https://doi.org/10.1615/hydrobj.v50.i3.60

37. Romanenko V.D., KrotYu.G., Lekontseva T.I., Podrugina G.B. Peculiarities of adaptation of Gammaridae of the reservoirs' littoral zone to water temperature increase. Ibid. 2020. Vol. 56, №3. P. 3-12. https://doi.org/10.1615/HydrobJ.v56.i3.10

38. Romanenko V.D., KrotYu.G., Lekontseva T.I. et al. Resistance of gammaridsPontogammarusrobustoides (Sars) (Crustacea: Amphipoda) to winter temperature of the water medium. MarineEcol. J. 2014. Vol. 13, №2. P. 63-69.

39. Romanenko V., Romanenko O., Krot Y., Podruhina A. Peculiarities of the Pontogammarusrobustoides (Amphipoda, Gammaridae) adaptive reactions to the water temperature increasing in the model ecosystem - microcosm. Turkish J. FisheriesandAquat. Sci. 2021. Vol. 21. P. 365-374. http://doi.org/10.4194/1303-2712-v21_8_01

40. Ronci L., De Matthaeis E., Chimenti C., Davolos D. Arsenic-contaminated freshwater: Assessing arsenate and arsenite toxicity and low-dose genotoxicity in Gammarus el - virae (Crustacea; Amphipoda). Ecotoxicology. 2017. Vol. 26, №5. P. 581-588. DOI:10.1007/s10646-017-1791-6

41. Stewart R.I.A., Dossena M., Bohan D.A. et al. Mesocosm Experiments as a Tool for Ecological Climate-Change Research. AdvancesinEcologicalResearch. 2013. Vol. 48. P. 71-181. https://doi.org/10.1016/B978-0-12-417199-2.00002-1

42. Thiry M., Lamaye F., Lafontaine D. The nucleolus: when two became three. Nucleus. 2011. Vol. 2, №4. P. 289-293.

43. Tsytsugina V. Ecological risk assessment to benthic biocenoses. RadiobiologyandEnvironmentalSecurity. 2012. P. 297-308.

44. Woodward G., Perkins D.M., Brown L.E. Climate change and freshwater ecosystems: impacts across multiple levels of organization. Phil. Trans. R. Soc. B. 2010. Vol. 365. P. 2093-2106. http://doi.org/10.1098/rstb.2010.0055

Размещено на Allbest.ru