Arabidopsis thaliana у водній культурі як модельний об'єкт для досліджень фізіологічних ефектів вигнальних посередників і стресових фітогормонів

Размещено на http://www.allbest.ru/

Харківський національний аграрний університет ім. В.В. Докучаева

Харківський національний університет ім. В.Н. Каразіна

Інститут клітинної біології та генетичної інженерії Національної академії наук України

ARABIDOPSIS THALIANA У ВОДНІЙ КУЛЬТУРІ ЯК МОДЕЛЬНИЙ ОБ'ЄКТ ДЛЯ ДОСЛІДЖЕНЬ ФІЗІОЛОГІЧНИХ ЕФЕКТІВ СИГНАЛЬНИХ ПОСЕРЕДНИКІВ І СТРЕСОВИХ ФІТОГОРМОНІВ

Т.О. Ястреб, М.А. Шкляревський,

Ю.Є. Колупаєв, Ю.В. Карпець, А.І. Дяченко

Харків, Київ



Анотація

Наведений повний протокол вирощування рослин арабідопсису (Arabidopsis thaliana L.) у малооб'ємній водній культурі на модифікованому середовищі Хогланда. Детально описано модифікації базових методик. Показано можливість використання даної експериментальної моделі для досліджень впливу на рослини сольового стресу. Наведено дані, що засвідчують відтворюваність інтегральних показників стану рослин (вміст хлорофілу, водний дефіцит, інтенсивність пероксидного окиснення ліпідів) у звичайних і стресових умовах в різночасових (різнорічних і різносезонних) експериментах. В узагальненій формі наведено результати експериментів авторів з оцінки впливу екзогенних сигнальних посередників (зокрема, газотрансмітерів NO, H₂S, CO, а також пероксиду водню) і жасмонової кислоти на стійкість рослин арабідопсису до сольового стресу. Відзначається висока чутливість рослин малооб'ємної водної культури до дії екзогенних фізіологічно активних речовин різної природи. Показана можливість використання цього експериментального підходу при дослідженні різних генотипів рослин арабідопсису.

Ключові слова: Arabidopsis thaliana, малооб'емна водна культура, сольовий стрес, фізіологічно активні речовини



Annotation

arabidopsis thaliana водний вирощування

ARABIDOPSIS THALIANA IN AQUATIC CULTURE AS MODEL OBJECT FOR RESEARCH OF PHYSIOLOGICAL EFFECTS OF SIGNAL MEDIATORS AND STRESS PHYTOHORMONES

A complete protocol for growing Arabidopsis thaliana L. plants in a low-volume water culture on a modified Hoagland medium is presented. Modifications of basic techniques are described in detail. The possibility of using this experimental model to study the effect of salt stress on plants has been shown. The data confirm the reproducibility of integral indicators of plant state (chlorophyll content, water deficit, the intensity of lipid peroxidation) under normal and stressful conditions in different time experiments (in different years and different seasons). The results of the authors' experiments on assessing the effect of exogenous signaling mediators (in particular, gasotransmitters NO, H2S, CO, as well as hydrogen peroxide) and jasmonic acid on the resistance of Arabidopsis plants to salt stress are presented in a generalized form. The high sensitivity of plants in small-volume aquatic culture to the action of exogenous physiologically active substances of various natures is noted. The possibility of using this experimental approach in the study of various genotypes of Arabidopsis plants has been shown.

Key words: Arabidopsis thaliana, small-volume aquatic culture, salt stress, physiologically active substances



Аннотация

ARABIDOPSIS THALIANA В ВОДНОЙ КУЛЬТУРЕ КАК МОДЕЛЬНЫЙ ОБЪЕКТ ДЛЯ ИССЛЕДОВАНИЙ ФИЗИОЛОГИЧЕСКИХ ЭФФЕКТОВ СИГНАЛЬНЫХ ПОСРЕДНИКОВ И СТРЕССОВЫХ ФИТОГОРМОНОВ

Приведен полный протокол выращивания растений арабидопсиса (Arabidopsis thaliana L.) в малообъемной водной культуре на модифицированной среде Хогланда. Подробно описаны модификации базовых методик. Показана возможность использования данной экспериментальной модели для исследований действия на растения солевого стресса. Приведены данные, подтверждающие воспроизводимость интегральных показателей состояния растений (содержание хлорофилла, водный дефицит, интенсивность пероксидного окисления липидов) в обычных и стрессовых условиях в разновременных (в разные годы и разные сезоны) экспериментах. В обобщенной форме приведены результаты экспериментов авторов по оценке влияния экзогенных сигнальных посредников (в частности, газотрансмиттеров NO, H₂S, CO, а также пероксида водорода) и жасмоновой кислоты на устойчивость растений арабидопсиса к солевому стрессу. Отмечается высокая чувствительность растений в малообъемной водной культуре к действию экзогенных физиологически активных веществ различной природы. Показана возможность использования этого экспериментального подхода при исследовании различных генотипов растений арабидопсиса.

Ключевые слова: Arabidopsis thaliana, малообъемная водная культура, солевой стресс, физиологически активные вещества



Виклад основного матеріалу

Протягом кількох останніх десятиліть основним модельним об'єктом в експериментальній біології рослин є Arabidopsis thaliana L., геном якого був повністю секвенований у 2000 році. Здоровий ріст і розвиток рослин - необхідна умова для отримання точних і відтворю-ваних експериментальних даних. Для забезпечення відповідних умов розробляються і публікуються детальні протоколи стосовно вирощування рослин арабідопсису для різних експериментальних завдань (Scholl et al., 1998; Rivero et al., 2014). Зокрема, Центр біологічних ресурсів арабідопсису (ABRC) збирає і розробляє серії передових протоколів з вирощування рослин цього виду (Rivero et al., 2014).

A. thaliana можна вирощувати у різноманітних місцях, на різних поживних середовищах і за досить різних умов навколишнього середовища. Більшість лабораторних зразків та їх мутантні або трансгенні похідні цвітуть через 4-5 тижнів і закладають насіння через 7-8 тижнів за стандартних умов росту (ґрунт, довгий день, температура 23°C). Деякі мутантні генотипи, природні зразки і споріднені види потребують ретельного контролю за умовами росту, що краще забезпечуються в спеціальних камерах або інкубаторах (Rivero et al., 2014).

Арабідопсис є одним з найбільш популярних експериментальних об'єктів у дослідженнях механізмів стійкості рослин до дії стресових чинників, у тому числі засолення. Для цього рослини часто вирощують на твердому середовищі Murashige-Skoog (Liu, Zhu, 1997; Tsugane et al., 1999; West et al., 2004; Yu et al., 2010; Ma et al., 2012) або стерилізованій суміші ґрунту і перліту (Jakab et al., 2005). В окремих дослідженнях рослини вирощують на рідких поживних середовищах (Yokoi et al., 2002; Liu et al., 2007; Semchuk et al., 2012).

Незважаючи на наявність описаних стандартних протоколів і великий обсяг опублікованих експериментальних матеріалів, в яких досліджувався вплив сольового стресу на фізіологічні процеси і біохімічні показники рослин арабідопсису, в літературі бракує детальних описів методичних процедур таких експериментів.

Нами протягом майже 10 років були проведені серії експериментів з дослідження впливу різних фізіологічно активних речовин (ФАР) на стійкість рослин арабідопсису різних генотипів до сольового стресу (Ястреб и др., 2015; 2016; 2017; 2019). Набутий експериментальний досвід засвідчив можливість використання для таких цілей малооб'ємної гідропонної культури Arabidopsis. Водночас взята за основу методика вирощування рослин, описана Gibeaut і співавт. (1997), була істотно модифікована і адаптована для дослідження стрес-протекторних ефектів екзогенних сигнальних молекул, зокрема, донорів газотрансмітерів та стресових фітогормонів.

У цій публікації наводиться протокол вирощування рослин, дизайн експериментів з оцінки протекторного впливу ФАР на рослини арабідопсису за сольового стресу та експериментальні дані, що характеризують інформативність окремих фізіологічних і біохімічних показників для оцінки стрес -протекторної дії екзогенних сполук на рослини арабідопсису.

Методика

Насіння

Насіння арабідопсису можна придбати у державних фондових центрах, зокрема, у Центрі біологічних ресурсів арабідопсису (ABRC), Європейському фондовому центрі арабідопсису (NASC), Центрі біологічних ресурсів RIKEN (RIKEN BRC, www.brc.riken.jp/inf/en), Французькому національному інституті сільськогосподарських досліджень (INRA, cnrgv.toulouse.inra.fr/uk) та інших лабораторіях і центрах (Knee et al., 2011).

Наведена нами методика адаптована передусім для вирощування рослин екотипу Колумбія (Col-0), хоча може бути використана і для інших об'єктів.

Обладнання і матеріали для вирощування

1. Пластикові епендорфи (об'єм 1,5 мл), обрізані на 1-2 мм нижче від початку звуження циліндра, кришки також мають бути відрізані;

2. Стандартні пластикові коробки для зберігання епендорфів;

3. Неткане целюлозно-віскозне полотно в рулоні;

4. Прямокутні пластикові кювети/коробки висотою не менше 6 см та об'ємом не більше 1 л; при використанні об'єму розчину більше 1 л слід використовувати компресор для примусової аерації (Gibeaut et al., 1997);

5. Темні/затемнені (фольгою) пластини з пенопласту або акрилу за розміром кювет з отворами під розмір епендорфів (діаметр отворів 9 мм, відстань між ними не менше 2,5 см); пластини мають прилягати не дуже щільно, щоб відбувалася аерація розчину;

6. Автоклав для стерилізації середовища і полотна;

7. Теплиця з регульованим світловим періодом і температурним режимом.

8. Побутовий холодильник.

Склад поживного середовища

Як базове використовується середовище Хогланда в модифікації Гіба (рН 6,2-6,5, вміст солей 0,89 г/л) (Gibeaut et al., 1997) з додатковими змінами, описаними нижче.

Макроелементи - з розрахунку 1 мл маточних розчинів на 1 л робочого розчину з кінцевими концентраціями: 1,5 мМ Ca(NO₃)₂, 1,25 мМ KNO3, 1,0 мМ (NHO2SO4, 0,5 мМ KH2PO4, 0,75 мМ MgSO4, 0,1 мМ Na2SiO3, 72 мкМ Fe (хелат виробництва «Реаком» (Україна)).

Мікроелементи - єдиний маточний розчин, що додається у кількості 1 мл/1 л готового розчину з наступними концентраціями: 50 мкМ KCl (джерело хлору), 10 мкМ MnSO₄, 1,5 мкМ CuSO₄, 2 мкМ ZnSO4, 50 мкМ H3BO4, 75 нМ (NH4)6Mo₇O24.

Для уникнення розмноження бактерій і грибів модифікована нами методика передбачає внесення у поживне середовище Na-солі пеніциліну у розрахунку 100 000 од/л готового середовища. Робоче середовище готують безпосередньо перед використанням, заміну середовища в кюветах здійснюють двічі на тиждень. Під час заміни середовища на нове, особливо при застосуванні ФАР чи агентів стресу, корені рослин промивають у чистій дистильованій воді шляхом занурення.

Посів

В попередніх пробах з оцінки схожості та енергії проростання одержаного насіння арабідопсису ознак інфікування матеріалу не було виявлено, тому в умовах стерилізації матеріалів та поживного розчину й дотримання асептичних вимог під час проведення маніпуляцій д одаткове знезараження насіння не проводили.

Прямокутники стерилізованого нетканого полотна розміром приблизно 2,5 х 3 см нещільно загортають конусом, верхній діаметр конуса має щільно триматися в епендорфі, нижній кінчик повинен бути просунутий в обрізану частину, верхній кут загинається в епендорф горизонтально, утворюючи поверхню для висіву насіння. Підготовлені таким чином епендорфи розміщують в стандартній коробці для зберігання епендорфів.

У чашку Петрі з водою шаром не менше 5 мм поміщають потрібну кількість насіння і розмішують до випадіння повноцінних насінин на дно чашки. Автопіпеткою з обрізаним носиком відбирають по три насінини з дна чашки разом з водою та висівають на поверхню загнутого кута полотна в епендорфах.

У повністю засіяні коробки наливається водопровідна вода, очищена з використанням системи водопідготовки, що включає в себе фільтр механічного очищення, вугільний фільтр і напівпроникну зворотноосмотичну мембрану з розміром комірок 1 нм. Кількість води повинна забезпечувати повне змочування субстрату. Коробки закривають кришками та поміщають в холодильник за температури 4°С на 3 дні для вирівнювання сходів (Boyes et al., 2001). Надалі коробки переносять в термостат або теплицю (без освітлення) з температурою 22-24°С і витримують за таких умов до появи сходів, після чого воду замінюють на поживне середовище, і виставляють коробки з проростками на світло в умовах теплиці. Для накопичення достатньої біомаси розетки листків оптимальними є такі умови: температура 18/22°С (ніч/день), освітлення 6000 лк, фотоперіод 10 год. Більша тривалість фотоперіоду призводить до раннього зацвітання рослин.

Вирощування

Після появи першої пари справжніх листків стадія 1.01-02 (за Boyes і співавт. (2001)) зайві проростки видаляють, залишаючи один найтиповіший. На цій же фазі розвитку (10-12 день після посіву) епендорфи з проростками переміщують з щільних коробок до більших кювет, відповідно до майбутніх варіантів експерименту.

Вирощування в кюветах із заміною середовища 1-2 рази на тиждень продовжують до набуття розеткою повного розміру (стадія 3,90, близько 30 діб після посіву) (Boyes et al.,2001). При вирощуванні рослин за 10-годинного фотоперіоду перехід рослин до цвітіння може не наставати і на 5-му тижні росту (Gibeaut et al., 1997).

Експериментальні впливи

Ефектори (досліджувані ФАР) вносять в свіже поживне середовище, на яке переносять рослини за звичайним порядком, з промиванням коренів.

При дослідженні впливу на солестійкість пероксиду водню, жасмонової кислоти, донорів сірководню (NaHS), оксиду азоту (нітропрусид натрію - ННН) і монооксиду вуглецю (гемін) в наших експериментах рослини витримували на середовищі з додаванням відповідних агентів протягом 24 год. Надалі рослини відповідних варіантів переносили на середовище з додаванням NaCl в концентраціях від 150 до 200 мМ. Через 24 год впливу сольового стресу корені рослин ретельно, але обережно промивали і переносили зразки на звичайне середовище. Рослини контрольних варіантів піддавали тим самим маніпуляціям, що й експериментальних, і переносили на свіжий основний розчин.

Аналізи

Водний дефіцит оцінювали за насиченням інтактних листів водою протягом 12 год і виражали у відсотках від загального вмісту води в стані повного насичення (Гончарова, 2005). Для визначення використовували зразки одразу після 24-годинного впливу на них сольового стресу.

Фотосинтетичні пігменти аналізували через 2 доби після дії солі на рослини. Як показали експерименти, саме через такий час після стресового впливу спостерігалося найбільш помітне зниження вмісту хлорофілу в листках. Пігменти екстрагували з листків етанолом і визначали вміст спектрофотометричним методом (Шлык, 1971).

Фізіологічні та біохімічні показники рослин арабідопсису (Col-0) за дії сольового стресу і фізіологічно активних речовин [Physiological and biochemical parameters of Arabidopsis plants (Col-0) under the action of salt stress and physiologically active substances]

Варіант [variant]	Вміст хлорофілу (мг/г сухої речовини) [Chlorophyll content (mg/g DW)]	Водний дефіцит [water deficit] (%)	Вміст МДА (нмоль/г сухої речовини) [MDA content (mg/g DW)]	Джерело [source]
Контроль [control] NaCl (175 тМ) NaCl (175 шМ) - SNP (500 цМ) NaCl (175 тМ) - NaHS (50 рМ) Контроль [control] NaCl (150 шМ) NaCl (150 шМ) - hemin (2 цМ) Контроль [control] NaCl (200 шМ) NaCl (200 шМ) - H2O2 (500 цМ) Контроль [control] NaCl (200 шМ) NaCl (200 тМ) - JA (500 цМ)	Експеримент 20 15.44 ± 0,20 13,12 ± 0,19 15,22 ± 0,17 14.44 ± 0,18 Експеримент 20 18,40 ± 0,29 13,63 ± 0,25 14,90 ± 0,22 Експеримент 20 14,18 ± 0,19 9,19 ± 0,13 10,71 ± 0,15 Експеримент 201 15,15 ± 0,28 10,80 ± 0,22 16,09 ± 0,29	9 р. (осінь) [Experime 10.5 ± 0,4 19.8 ± 0,6 16.9 ± 0,4 15,0 ± 0,5 0 р. (літо) [Experimen 8,3 ± 0,3 18.5 ± 0,6 14.6 ± 0,4 17 р. (весна) [Experime - - - 4 р. (осінь) [Experime - - -	nt 2019 (autumn)] 38.6 ± 1,2 55.2 ± 1,4 44.2 ± 1,2 40,9 ± 1,3 t 2020 (summer)] - - - :nt 2017 (spring)] - - - nt 2014 (autumn)] 42.5 ± 2,2 57.5 ± 3,2 45.7 ± 2,4	Ястреб и др., 2020 неопубліковані дані авторів [unpublished data of authors] Ястреб и др., 2017 Ястреб и др., 2015; 2016

Примітки [notes]. SNP - sodium nitroprusside (нітропрусид натрію); hemin - гемін; JA - jasmonic acid (жасмонова кислота); - lack of data (відсутність даних)

Кількість продуктів пероксидного окиснення ліпідів (ПОЛ), в основному малоновий діальдегід (МДА), в листках визначали за реакцією з 2-тіобарбітуровою кислотою (Фазлиева и др., 2012). Для аналізу використовували зразки одразу після 24-годинного впливу на них сольового стресу.

Для всіх біохімічних аналізів використовували розвинені розеткові листки 5-6 ярусів.

Результати та обговорення

У таблиці наведені деякі із досліджуваних нами інтегральних фізіолого -біохімічних показників в експериментах, проведених у різні роки і у різні сезони.

Встановлено, зокрема, що середній сумарний вміст хлорофілів у листках рослин арабідопсису контрольних варіантів складав 16,8 мг/г сухої речовини. При цьому відхилення від цієї величини у різночасових експериментах не перевищувало 16%. Це свідчить про те, що методика вирощування рослин дає змогу отримувати відтворювані результати.

Величина водного дефіциту листків за звичайних умов (без сольового стресу) становила в середньому 9,4% і не відрізнялася істотно в експериментах, проведених восени 2019 і влітку 2020 рр. (таблиця).

Варіабельний за стресових умов показник вмісту продукту ПОЛ МДА також був достатньо стабільним в експериментах різних років і становив в контролі у середньому 41,6 нм/г сухої речовини (таблиця).

Відомо, що вміст фотосинтетичних пігментів є одним з інтегральних показників стану рослин за умов дії стрес-факторів, в тому числі засолення (Santos, 2004). За сольового стресу різної сили вміст хлорофілів знижувався відносно контролю на 15-25% (за дії 150-175 мМ NaCl) або 30-35% (за впливу 200 мМ NaCl) (таблиця).

Одним із ранніх результатів впливу на рослини сольового стресу є збільшення водного дефіциту. У різних експериментах сольовий стрес спричиняв приблизно дворазове підвищення водного дефіциту листків (таблиця).

Вплив засолення на рослини зазвичай супроводжується виникненням окиснювального стресу. Це зумовлено низкою причин, зокрема, пригніченням фотосинтезу через падіння продихової провідності, безпосереднім дефіцитом води, що порушує гідратацію і функціонування біомакромолекул, змінами pH цитоплазми і посиленням внаслідок цього процесів неферментативного утворення активних форм кисню у реакції Фентона (Matysik et al., 2002; Parida, Das, 2005; Kumar et al., 2017). В різних серіях експериментів під впливом сольового стресу вміст МДА зростав на 35-43% (таблиця).

Отже, в цілому, дані про зміни різних інтегральних показників фізіологічного стану рослин за дії сольового стресу добре узгоджуються між собою. В усіх експериментах сольовий стрес знижував вміст фотосинтетичних пігментів, спричиняв виникнення водного дефіциту і посилення ПОЛ.

У рамках використаної нами експериментальної моделі вдалося встановити виразні стрес-протекторні ефекти донорів трьох різних газотрансмітерів (газоподібних молекул, що виконують сигнальні функції (Kolupaev et al., 2019) - оксиду азоту, сірководню і монооксиду вуглецю. Зокрема, показано, що внесення перед стресовим впливом у поживне середовище нітропрусиду натрію, гідросульфіду натрію або геміну сприяло збереженню пулу хлорофілів за умов сольового стресу (таблиця). Так само обробка рослин вказаними речовинами зменшувала прояв водного дефіциту за умов засолення. За дії донорів NO і H2S зафіксовано також зменшення ефекту окиснювального стресу, інтенсивність якого оцінювали за вмістом МДА (таблиця).

Одним із сигнальних посередників, зад іяних в адаптації рослин до впливу стресорів різної природи, у тому числі засолення, є пероксид водню. У водній культурі арабідопсису вдалося зафіксувати позитивний вплив внесення 500 мкM H₂O₂ в середовище на вміст хлорофілів у листках арабідопсису за сольового стресу (таблиця).

У модельних експериментах також було досліджено вплив екзогенної жасмонової кислоти на солестійкість рослин. Показано, що внесення у середовище жасмонової кислоти у кінцевій концентрації 10^-7 М знімало спричинювані стресом ефекти деградації хлорофілу і розвитку ПОЛ (таблиця).

Отже, на прикладі однієї експериментальної моделі - рослин арабідопсису, вирощуваних у малооб'ємній водній культурі, - встановлено підвищення їх солестійкості дією донорів газотрансмітерів (NO, H2S, CO), сигнальної молекули пероксиду водню і одного із стресових фітогормонів жасмонової кислоти. Детально характер і механізми стрес-протекторної дії вказаних сполук проаналізовані у наших попередніх публікаціях (Ястреб и др., 2015; 2016; 2017; 2019). Слід зауважити, що ці сполуки модифікували функціонування антиоксидантної і осмопротекторної систем рослин, а також впливали на накопичення вторинних метаболітів із захисними функціями.

Узагальнюючи отримані результати, можна констатувати доцільність використання методу малооб'ємної водної культури в експериментах з дослідження впливу сольового стресу, а також ФАР з потенційними стрес - протекторними ефектами на рослини арабідопсису. Коректність такого підходу засвідчується відтворюваністю інтегральних фізіологічних показників (вмісту фотосинтетичних пігментів, водного дефіциту, вмісту продуктів ПОЛ) в різночасових (різносезонних і різнорічних) експериментах. Іншою перевагою даної експериментальної моделі є її висока чутливість до дії екзогенних ФАР різної природи - сигнальних посередників-газотрансмітерів, АФК, фітогормонів.

У даній роботі проаналізовано результати впливу сольового стресу і ряду ФАР лише на рослини арабідопсису дикого типу (Col-0). Водночас ідентичний експериментальний підхід використовувався нами і при дослідженні впливу цих чинників на рослини арабідопсису інших генотипів, зокрема, мутантів за жасмонатним сигнальним шляхом (jinl, coil) (Yastreb et al., 2018) та саліцилатдефіцитних трансформантів NahG (Ястреб и др., 2017). При цьому були встановлені відмінності як в базовій стійкості вказаних генотипів до сольового стресу, так і в їх реакції на дію екзогенних фітогормонів і сигнальних речовин. Це свідчить про можливість застосування малооб'ємної водної культури арабідопсису як моделі для досліджень, що включають в себе молекулярно -генетичні підходи. Також за певних модифікацій ця експериментальна модель може бути використана і для інших видів рослин. Поряд з вищевказаними, ще однією перевагою моделі є доступність і дешевизна експериментів, що є особливо актуальним для вітчизняних лабораторій.



Література

1. Гончарова Э.А. 2005. Водный статус культурных растений и его диагностика. С.-Петербург, 112 с.

2. Фазлиева Э.Р., Киселева И.С., Жуйкова Т.В. 2012. Антиоксидантная активность листьев Melilotus albus и Trifolium medium из техногенно нарушенных местообитаний Среднего Урала при действии меди. Физиология растений. 59 (3): 369-375.

3. Шлык А.А. 1971. Определение хлорофиллов и каротиноидов в экстрактах зеленых листьев. В кн.: Биохимические методы в физиологии растений (под ред. Павлиновой О.А.). Москва: 154-170.

4. Ястреб Т.О., Колупаев Ю.Е., Швиденко Н.В., Луговая А.А., Дмитриев А.П. 2015. Реакция растений Arabidopsis thaliana, дефектных по жасмонатному сигналингу, на солевой стресс. Прикл. биохимия и микробиология. 51 (4): 412-416.

5. Ястреб Т.О., Колупаев Ю.Е., Луговая А.А., Дмитриев А.П. 2016. Содержание осмолитов и флавоноидов у растений Arabidopsis thaliana, дефектных по жасмонатному сигналингу, при солевом стрессе. Прикл. биохимия и микробиология. 52 (2): 223-229.

6. Ястреб Т.О., Колупаев Ю.Е., Луговая А.А., Дмитриев А.П. 2017. Индуцирование пероксидом водорода солеустойчивости салицилат-дефицитных трансформантов арабидопсиса NahG. Прикл. биохимия и микробиология. 2017. 53 (6): 635641.

7. Ястреб Т.О., Колупаев Ю.Е., Шкляревский М.А., Дмитриев А.П. 2020. Участие компонентов жасмонатного сигналинга в развитии солеустойчивости Arabidopsis thaliana, индуцированной донорами H₂S и NO. Физиология растений. 67 (5): 482-489.

8. Boyes D.C., Zayed A.M., Ascenzi R., McCaskill A.J., Hoffman N.E., Davis K.R., Gorlach J. 2001. Growth stage-based phenotypic analysis of Arabidopsis: A model for high throughput functional genomics in plants. Plant Cell. 13: 1499-1510.

9. Gibeaut D.M., Hulett J., Cramer G.R., Seemann J.R. 1997. Maximal biomass of Arabidopsis thaliana using a simple, low-maintenance hydroponic method and favorable environmental conditions. Plant Physiol. 115: 317-319.

10. Jakab G., Ton J., Flors V., Zimmerli L., Metraux J.-P., Mauch-Mani B. 2005. Enhancing Arabidopsis salt and drought stress tolerance by chemical priming for its abscisic acid responses. Plant Physiol. 139: 267274.

11. Knee E., Rivero L., Crist D., Grotewold E., Scholl R. 2011. Germplasm and molecular resources. In: Plant genetics and genomics: crops and models, vol 9, Genetics and genomics of the Brassicaceae (eds. Schmidt R., Bancroft I.). New York: Springer, pp 437-467.

12. Kolupaev Yu.E., Karpets Yu.V., Beschasniy S.P., Dmitriev A.P. 2019. Gasotransmitters and their role in adaptive reactions of plant cells. Cytol. Genet. 53 (5): 392-406.

13. Kumar V., Khare T., Sharma M., Wani S.H. 2017. ROS-Induced signaling and gene expression in crops under salinity stress. Reactive oxygen species and antioxidant systems in plants: role and regulation under abiotic stress (eds. Khan M.I.R., Khan N.A.). Singapore: Springer Nature Pte Ltd., pp. 179-184.

14. Liu J.-X., Srivastava R., Che P., Howell S.H. 2007. Salt stress responses in Arabidopsis utilize a signal transduction pathway related to endoplasmic reticulum stress signaling. Plant J. 51: 897-909.

15. Liu J., Zhu J.-K. 1997. Proline accumulation and saltstress-induced gene expression in a salthypersensitive mutant of Arabidopsis'. Plant Physiol. 114: 591-596.

16. Ma L., Zhang H., Sun L., Jiao Y., Zhang G., Miao C., Hao F. 2012. NADPH oxidase AtrbohD and AtrbohF function in ROS-dependent regulation of Na ^- /K ^- homeostasis in Arabidopsis under salt stress. J. Exp. Bot. 63: 305-317.

17. Matysik J., Alia B., Bhalu B., Mohanty P. 2002. Molecular mechanism of quenching of reactive oxygen species by proline under stress in plant. Curr. Sci. 82: 525-532.

18. Parida A.K., Das A.B. 2005. Salt tolerance and salinity effects on plants: a review. Ecotoxicol. Environ. Saf. 60: 324-349.

19. Rivero L., Scholl R., Holomuzki N., Crist D., Grotewold E., Handling J.B. 2014. Arabidopsis plants: growth, preservation of seeds, transformation, and genetic crosses. In: Arabidopsis Protocols, Methods in Molecular Biology, vol. 1062 (eds. SanchezSerrano J.J., Salinas J.). New York: Springer Science - Business Media, pp. 3-25.

20. Santos C.V. 2004. Regulation of chlorophyll biosynthesis and degradation by salt stress in sunflower leaves. Sci. Horticult. 103: 93-99.

21. Scholl R., Rivero-Lepinckas L., Crist D. 1998. Growth of plants and preservation of seeds. In: Methods in Molecular Brology, vol. 82. Arabrdopsrs Protocols (eds. Martinez-Zapater J., Sallnas J. N.J.). Humana Press Inc, pp. 1-12.

22. Semchuk N.M., Vasylyk Yu.V., Lushchak Ok.V., Lushchak V.I. 2012. Effect of short-term salt stress on oxidative stress markers and antioxidant enzymes activity in tocopherol-deficient Arabidopsis thaliana plants. Ukr. Biochem. J. 84 (4): 41-48.

23. Tsugane K., Kobayashi K., Niwa Y., Ohba Y., Wada K., Kobayashi H. 1999. A recessive Arabidopsis mutant that grows photoautotrophically under salt stress shows enhanced active oxygen detoxification. Plant Cell. 11: 1195-1206.

24. West G., Inze D., Beemster G.T.S. 2004. Cell cycle modulation in the response of the primary root of Arabidopsis to salt stress. Plant Physiol. 135: 10501058.

25. Yastreb Т.О., Kolupaev Yu.E., Shvidenko N.V., Dmitriev A.P. 2018. Action of methyl jasmonate and salt stress on antioxidant system of Arabidopsis plants defective in jasmonate signaling genes. Ukr. Biochem. J. 90 (5): 50-59.

26. Yokoi S., Quintero F.J., Cubero B., Ruiz M.T., Bressan R.A., Hasegawa P.M., Pardo J.M. 2002. Differential expression and function of Arabidopsis thaliana NH₄ ^- /Na ^- /H ^- antiporters in the salt stress response. Plant J. 30: 529-539.

27. Yu L., Nie J., Cao C., Jin Y., Yan M., Wang F., Liu J., Xiao Y., Liang Y., Zhang W. 2010. Phosphatidic acid mediates salt stress response by regulation of MPK6 in Arabidopsis thaliana. New Phytol. 188: 762-773.

References

1. Goncharova E.A., Vodnyi status kul'turnykh rastenii i ego diagnostika (Water Status of Cultivated Plants and Its Diagnosis), St. Petersburg:, 2005, 112 p. (In Russian).

2. Fazlieva E.R., Kiseleva I.S., Zhuikova T.V. 2012. Antioxidant activity in the leaves of Melilotus albus and Trifolium medium from man-made disturbed habitats in the Middle Urals under the influence of copper. Russ. J. Plant Physiol. 59 (3): 333-338.

3. Shlyk, A.A. 1971. Determining chlorophylls and carotenoids in extracts of green leaves. In: Biokhimicheskie metody v fiziologii rastenii (Biochemical Methods in Plant Physiology), (ed Pavlinova O.A.). Moscow: Nauka, pp. 154-170.

4. Yastreb T.O., Kolupaev Yu.E., Shvidenko N.V., Lugovaya A.A., Dmitriev A.P. 2015. Salt stress response in Arabidopsis thaliana plants with defective jasmonate signaling. Appl. Biochem. Microbiol. 51 (4): 451-454.

5. Yastreb T.O., Kolupaev Yu.E., Lugovaya A.A., Dmitriev A.P. 2016. Content of osmolytes and flavonoids under salt stress in Arabidopsis thaliana plants defective in jasmonate signaling. Appl. Biochem. Microbiol. 52 (2): 210-215.

6. Yastreb T.O., Kolupaev Yu.E., Lugovaya A.A., Dmitriev A.P. 2017. Hydrogen peroxide-induced salt tolerance in the Arabidopsis salicylate-deficient transformants NahG. Appl. Biochem. Microbiol. 53 (6): 719-724.

7. YastrebT.O., Kolupaev Yu.E., Shkliarevskyi M.A., Dmitriev A.P. 2020. Participation of jasmonate signaling components in the development of Arabidopsis thaliana's salt resistance induced by H₂S and NO donors. Russ. J. Plant Physiol. 67 (5): 827-834.

8. Boyes D.C., Zayed A.M., Ascenzi R., McCaskill A.J., Hoffman N.E., Davis K.R., Gorlach J. 2001. Growth stage-based phenotypic analysis of Arabidopsis: A model for high throughput functional genomics in plants. Plant Cell. 13: 1499-1510.

9. Gibeaut D.M., Hulett J., Cramer G.R., Seemann J.R. 1997. Maximal biomass of Arabidopsis thaliana using a simple, low-maintenance hydroponic method and favorable environmental conditions. Plant Physiol. 115: 317-319.

10. Jakab G., Ton J., Flors V., Zimmerli L., Metraux J.-P., Mauch-Mani B. 2005. Enhancing Arabidopsis salt and drought stress tolerance by chemical priming for its abscisic acid responses. Plant Physiol. 139: 267274.

11. Knee E., Rivero L., Crist D., Grotewold E., Scholl R. 2011. Germplasm and molecular resources. In: Plant genetics and genomics: crops and models, vol 9, Genetics and genomics of the Brassicaceae (eds. Schmidt R, Bancroft I.). New York: Springer, pp 437-467.

12. Kolupaev Yu.E., Karpets Yu.V., Beschasniy S.P., Dmitriev A.P. 2019. Gasotransmitters and their role in adaptive reactions of plant cells. Cytol. Genet. 53 (5): 392-406.

13. Kumar V., Khare T., Sharma M., Wani S.H. 2017. ROS-Induced signaling and gene expression in crops under salinity stress. Reactive oxygen species and antioxidant systems in plants: role and regulation under abiotic stress (eds M.I.R. Khan, Khan N.A.). Singapore: Springer Nature Pte Ltd., pp. 179-184.

14. Liu J.-X., Srivastava R., Che P., Howell S.H. 2007. Salt stress responses in Arabidopsis utilize a signal transduction pathway related to endoplasmic reticulum stress signaling. Plant J. 51: 897-909.

15. Liu J., Zhu J.-K. 1997. Proline accumulation and saltstress-induced gene expression in a salthypersensitive mutant of Arabidopsis'. Plant Physiol. 114: 591-596.

16. Ma L., Zhang H., Sun L., Jiao Y., Zhang G., Miao C., Hao F. 2012. NADPH oxidase AtrbohD and AtrbohF function in ROS-dependent regulation of Na ^- /K ^- homeostasis in Arabidopsis under salt stress. J. Exp. Bot. 63: 305-317.

17. Matysik J., Alia B., Bhalu B., Mohanty P. 2002. Molecular mechanism of quenching of reactive oxygen species by proline under stress in plant. Curr. Sci. 82: 525-532.

18. Panda A.K., Das A.B. 2005. Salt tolerance and salinity effects on plants: a review. Ecotoxicol. Environ. Saf. 60: 324-349.

19. Rivero L., Scholl R., Holomuzki N., Crist D., Grotewold E., Handling J.B. 2014. Arabidopsis plants: growth, preservation of seeds, transformation, and genetic crosses. In: Arabidopsis Protocols, Methods

20. in Molecular Biology, vol. 1062 (eds. SanchezSerrano J.J., Salinas J.). New York: Springer Science - Business Media, pp. 3-25.

21. Santos C.V. 2004. Regulation of chlorophyll biosynthesis and degradation by salt stress in sunflower leaves. Sci. Horticult. 103: 93-99.

22. Scholl R., Rivero-Lepinckas L., Crist D. 1998. Growth of plants and preservation of seeds. In: Methods in Molecular Brology, vol. 82. Arabrdopsrs Protocols (eds Martinez-Zapater J., Sallnas J. N.J.: Humana Press Inc, pp. 1-12.

23. Semchuk N.M., Vasylyk Yu.V., Lushchak Ok.V., Lushchak V.I. 2012. Effect of short-term salt stress on oxidative stress markers and antioxidant enzymes activity in tocopherol-deficient Arabidopsis thaliana plants. Ukr. Biochem. J. 84 (4): 41-48.

24. Tsugane K., Kobayashi K., Niwa Y., Ohba Y., Wada K., Kobayashi H. 1999. A recessive Arabidopsis mutant that grows photoautotrophically under salt stress shows enhanced active oxygen detoxification. Plant Cell. 11: 1195-1206.

25. West G., Inze D., Beemster G.T.S. 2004. Cell cycle modulation in the response of the primary root of Arabidopsis to salt stress. Plant Physiol. 135: 10501058.

26. Yastreb Т.О., Kolupaev Yu.E., Shvidenko N.V., Dmitriev A.P. 2018. Action of methyl jasmonate and salt stress on antioxidant system of Arabidopsis plants defective in jasmonate signaling genes. Ukr. Biochem. J. 90 (5): 50-59.

27. Yokoi S., Quintero F.J., Cubero B., Ruiz M.T., Bressan R.A., Hasegawa P.M., Pardo J.M. 2002. Differential expression and function of Arabidopsis thaliana NH₄ ^- /Na ^- /H ^- antiporters in the salt stress response. Plant J. 30: 529-539.

28. Yu L., Nie J., Cao C., Jin Y., Yan M., Wang F., Liu J., Xiao Y., Liang Y., Zhang W. 2010. Phosphatidic acid mediates salt stress response by regulation of MPK6 in Arabidopsis thaliana. New Phytol. 188: 762-773.

Размещено на Allbest.ru

...