Використання метанолу та ізоаскорбату для підвищення фотопродукування водню chlamydomonas reinhardtii

Размещено на http://www.allbest.ru/

Інститут ботаніки ім. М.Г. Холодного Національної академії наук України

Використання метанолу та ізоаскорбату для підвищення фотопродукування водню chlamydomonas reinhardtii

С. С. Степанов

О. В. Поліщук

О. К. Золотарьова

USING OF PRESERVATIVES (METHANOL, ISOASCORBATE) IN ORDER TO INCREASE THE PHOTOPRODUCTION OF H2 BY CHLAMYDOMONAS REINHARDTII

S. S. Stepanov, O. V. Polishchuk, E. K. Zolotareva

Kholodny Institute of Botany of the National Academy of Sciences of Ukraine (Kyiv, Ukraine)

In order to improve the existing biotechnologies for photo-hydrogen production using live cultures of unicellular green algae, we investigated the effects of organic preservatives such as methanol and sodium isoascorbate on H2 formation by Chlamydomonas reinhardtii mixotrophic culture in a closed system on the TAP-S culture medium. The addition of 50 mM methanol to the culture medium resulted in a faster production of H2 by reducing the duration of the aerobic phase compared to control. The addition of 100 mM isoascorbate under the same conditions resulted in decrease in the duration of the aerobic and productive phases by 1 day, as well as decrease in the amount of H2 accumulated at the end of the experiment. The state of the photosynthetic apparatus of C. reinhardtii was determined by the parameters of PAM-fluorometry at the end of the experiment. In the presence of methanol in the medium, the parameters Fv/Fm, qP, FPSII and Fv'/Fm' did not differ significantly from the control by the end of the experiment. The presence of isoascorbate under the same conditions was accompanied by a decrease in Fv/Fm and Fv'/Fm'.

Key words: Chlamydomonas reinhardtii, photohydrogen production biotechnology, methanol, isoascorbate

ИСПОЛЬЗОВАНИЕ МЕТАНОЛА И ИЗОАСКОРБАТА ДЛЯ УВЕЛИЧЕНИЯ ФОТОПРОДУКЦИИ ВОДОДРОДА CHLAMYDOMONAS REINHARDTII

С. С. Степанов, А. В. Полищук, Е. К. Золотарева

Институт ботаники им. Н. Г. Холодного Национальной академии наук Украины (Киев, Украина)

Для улучшения существующих биотехнологий производства фотоводорода с использованием живых культур одноклеточных зеленых водорослей исследовано влияние органических консервантов, таких как метанол и изоаскорбат натрия, на образование H2 миксотрофной культурой Chlamydomonas reinhardtii в закрытой системе на культуральной среде TAP-S. Добавление 50 мМ метанола в культуральную среду TAP-S вызывало более быстрое накопление H2 за счет сокращения продолжительности аэробной фазы по сравнению с контролем. Добавление 100 мМ изоаскорбата в тех же условиях вызывало уменьшение продолжительности как аэробной, так и продуктивной фаз на 1 день, а также уменьшение процентного содержания Н 2 в конце эксперимента. Состояние фотосинтетического аппарата C. reinhardtii определяли по параметрам PAM-флуориметрии в конце эксперимента. В присутствии метанола в среде параметры Fv/Fm, qP, Фрзи и Fv'/Fm' существенно не отличались от контроля в конце эксперимента. Присутствие изоаскорбата в тех же условиях сопровождалось снижением Fv/Fm и Fv'/ Fm'.

Ключевые слова: Chlamydomonas reinhardtii, производство фотоводорода, биотехнология, метанол, изоаскорбат

З метою поліпшення існуючих біотехнологій отримання фотоводню з використанням живих культур одноклітинних зелених водоростей досліджено особливості впливу органічних консервантів, таких як метанол і ізоаскорбат натрію, на утворення Н2 міксотрофною культурою Chlamydomonas reinhardtii в закритій системі на середовищі культивування TAP-S. Додавання 50 мМ метанолу в середовище культивування пришвидшувало продукування Н2 за рахунок зменшення тривалості аеробної фази порівняно з контролем. Додавання 100 мМ ізоаскорбату за тих самих умов зумовлювало зменшення тривалості аеробної і продуктивної фаз на 1 добу, а також зниження відсоткового вмісту Н2 в кінці досліду.

Ключові слова: Chlamydomonas reinhardtii метанол, ізоаскорбат

Вичерпання запасів традиційних джерел енергії (нафтопродукти, кам'яне вугілля, природний газ) привертає увагу суспільства до використання альтернативних поновлюваних джерел енергії (Ghirardi et al., 2000). Особлива увага приділяється технології отримання біопалива за участю живих організмів (вищі рослини, бактерії, мікроводорості) (Rupprecht et al., 2006). Біопаливо отримується як продукт життєдіяльності (біоетанол, біоводень) або в р е- зультаті переробки організму продуцента (біо- дизель). Особливість отримання біопалива з живих організмів пов'язана з необхідністю створення оптимальних умов росту, що забезпечують найбільший вихід біопалива.

Одним з перспективних енергоносіїв майбутнього є біоводень (Faraloni et al., 2011), який є екологічно безпечним паливом, оскільки його використання не супроводжується виділенням СО2 та інших парникових або токсичних газів. Ряд мікроорганізмів у спеціальних умовах здатні продукувати водень. Серед них ціанобактерії, пурпурні несіркові фототрофні бактерії, клостридії та одноклітинні зелені водорості (Золотарева и др., 2010; Якімова, Біляв- ська, 2010). Деякі зелені мікроводорості, зокрема Chlamydomonas reinhardtii, в умовах аноксії та дефіциту мінерального живлення здатні продукувати водень за участю гідрогеназ. Гідроге- наза зелених мікроводоростей каталізує утворення H2 з протонів з використанням енергії відновленого феридоксину:

За нормальних умов росту за участю Фдвідн відбувається відновлення НАДФ' в елек- трон-транспортному ланцюгу хлоропластів, відновлення нітритів та сульфітів, а також глута- тіону (Y agi et al., 2016). У зв'язку з цим, при відтоці електронів через гідрогеназу і утворенні Н2 пригнічуються процеси росту, а саме синтез амінокислот та запасних вуглеводів. Електрони для відновлення протонів можуть надходити ФСІІ-залежним та/або ФСІІ-незалежним шляхом - через відновлення пулу пластохіну за участю НАД(Ф)Н-пластохінон оксидоредукта- зи. Виділення Н2 при ферментації органічних субстратів у темряві відбувається за рахунок активності піруват-феридоксин оксидоредукта- зи (Jurado-Oller et al., 2015). Однак, не менше 80% водню Chlamydomonas reinhardtii продукує на світлі ФСІІ-залежним шляхом в результаті фотолізу води (Якімова, Білявська, 2010).

Мінеральне голодування за макроелементами, такими як сульфур, нітроген, фосфор чи магній в замкненій системі без доступу повітря індукує стресову реакцію C. reinhardtii, одним з проявів якої є перехід до анаеробного метаболізму та індукція синтезу гідрогенази (HYDA1). Найбільш ефективно синтез Н2 індукується переведенням мікроводоростей на безсіркове середовище (Melis et al., 2010). Недостатність су- льфуру спричиняє припинення росту та порушення у функціонуванні фотосинтетичного апарату, у першу чергу ФСІІ. Це супроводжується зниженням концентрації О2 в середовищі культивування. Коли швидкість утворення О2 в процесі фотолізу води не перевищує швидкості його поглинання в процесі дихання, створюються умови аноксії і відбувається індукція експресії HYDA1. Проміжок часу від переведення на безсіркове середовище до початку утворення Н2 називають аеробною стадією, протягом цього проміжку часу відбувається падіння концентрації О2 в культурі мікроводорос- тей до рівня, за якого індукується синтез гідро- генази (Melis et al., 2010). Протягом аеробної стадії відбувається адаптація метаболізму C. reinhardtii, що в подальшому забезпечує виділення Н2 в наступній анаеробній або продукуючій фазі біотехнології отримання Н2. Завдання біотехнології полягає у створенні умов культивування, що скорочують аеробну та подовжують продукуючу стадію. Скорочення аеробної стадії можна досягти шляхом створенням умов, котрі забезпечують швидке виведення О2 з середовища культивування. Раніше було встановлено, що використання мутантного штаму C. reinhardtii з активним мітохондріаль- ним диханням супроводжується збільшенням виходу Н2 порівняно з штамом дикого типу (Volgusheva et al., 2013). Також при додаванні субстратів дихання глюкози та ацетату відбувається скорочення аеробної фази і підвищується швидкість виділення Н2. Подібний ефект спостерігався при додаванні глюкозооксидази в середовище культивування (Золотарева и др., 2010).

Метою даної роботи було дослідження особливостей впливу метанолу та ізоаскорбату натрію, що використовуються як органічні консерванти, на утворення Н2 міксотрофною культурою Chlamydomonas reinhardtii у закритій системі.

МЕТОДИКА

Об 'єкт та умови росту. Для дослідження використовували одноклітинну зелену мік- роводорість C. reinhardtii з колекції IBASU-B Інституту ботаніки ім. М.Г. Холодного НАН України. Водорість культивували міксотрофно на TAP середовищі при освітленні білими флюоресцентними лампами з щільністю потоку квантів фотосинтетично активної радіації на поверхні колб 100 мкмоль фотонів-м2-с-1 за температури 25°С. При досягненні середини логарифмічної фази росту культуру концентрували шляхом центрифугування при 3000 rpm. Клітини переводили на безсіркове середовище TAP-S та поміщали у закриті реактори без доступу повітря. При переведенні на середовище TAP-S додавали 50 мМ метанолу або 100 мМ ізоаскорбату.

Визначення концентрації клітин. Кількість клітин в 1 мл середовища культивування підраховували в камері Горяєва при 200разовому збільшенні світлового мікроскопа. Проби для аналізу відбирали після ретельного перемішування культури. Клітини в сітці камери фотографували на цифрову фотокамеру. Отримані зображення обробляли за допомогою комп'ютерної програми Abobe photoshop CS.

PAM-флуориметрія. PAM-флуоресценцію хлорофілу а визначали за загальноприйнятою методикою на флуориметрі XE-PAM (Walz, Німеччина). Інтенсивність діючого світла відповідала інтенсивності освітлення при культивуванні водоростей (100 мкмоль фотонів-м2-с-1). Дослідження провод или при кімнатній температурі (25°С). Запис даних у форматі файлів Excel проводили за допомогою мультимера UT-60E (Тайвань),

з'єднаного з комп'ютером. Клітини перед початком експерименту адаптували до темряви протягом 1 хв для окиснення первинного хінонового акцептора комплексів ФСІІ. Згідно з параметрами гасіння флуоресценції вираховували максимальний квантовий вихід (Fv/Fm), фотохімічне гасіння флуоресценції (qP), квантовий вихід електронного транспорту ^PSII), ефективний квантовий вихід (Fv'/Fm') і нефотохімічне гасіння флуоресценції за Штерном-Вольмером (NPQ) (Maxwell, Johnson 2000).

Таблиця 1. Особливості фотопродукування Н2 C. reinhardtii на TAP-S середовищі в закритій системі в контролі та з додаванням метанолу або ізоаскорбату натрію метанол ізоаскорбат органічний консервант

[Table 1. Features of photoproduction of H2 C. reinhardtii on TAP-S medium in a closed system under control and with the addition of methanol or sodium isoascorbate]

Фото установок для отримання Н2 на четверту добу культивування C. reinhardtii з додаванням 50 мМ метанолу, 100 мМ ізоаскорбату та в контролі.

[Photo of installations for obtaining H2 on the fourth day of cultivation of C. reinhardtii with the addition of 50 mM methanol, 100 mM isoascorbate and in control].

Амперметричне визначення О2. Визначення концентрації О2 здійснювали амперметрично за допомогою платинового електрода Кларка в скляній комірці об'ємом 2 мл (Зеленский, 1986). Вимірювання О2 проводили при постійному перемішуванні культури мікроводо- рості на магнітному змішувачі при температурі 25°С.

Визначення водню. Вимірювання концентрації водню проводили після завершення продуктивної фази. Проби для визначення відбирали з реактора герметично в об'ємі 5 мл. Визначення вмісту Н2 здійснювали амперметрично за допомогою платинового електрода Кларка в газовій фазі скляної комірки при температурі 25°С. Вміст Н2 у газовій фазі визначали у відсотках до чистого Н2, який отримували в результаті реакції цинку з хлоридною кислотою в апараті Кіпа.

Статистична обробка результатів. Експерименти проводили в трьох біологічних повтореннях, кількість аналітичних повторень у межах однієї біологічної також не менше ніж трьох. Експериментальні дані (крім попередніх досліджень), що наведені в таблицях, представлені у вигляді середнього арифметичного зі стандартною похибкою.

РЕЗУЛЬТАТИ ТА ОБГОВОРЕННЯ

При додаванні метанолу та ізоаскорбату відбувалося скорочення аеробної фази і такі культури раніше починали продукувати Н2 (табл. 1, рисунок). Однак, присутність ізо- аскорбату в середовищі культивування зумовлювала скорочення також тривалості продуктивної фази виділення Н2 порівняно з контролем без додавання консервантів. Об'єм газової фази в реакторах в кінці досліду був однаковий в контролі та з додаванням 50 мМ метанолу. Відсотковий вміст водню в контролі становив 95 %, з додаванням метанолу - 90%, а ізоаскор- бату - 62%. Вміст СО2 в газовій фазі, що накопичується до кінця досліду, опосередковано характеризує вміст О2 та ступінь реактивації термінальної оксидази мітохондрій. У досліджуваних варіантах відсотковий вміст СО2 був обернено пропорційним відсотковому вмісту Н2 (табл. 1).

Таким чином, додавання метанолу зумовлює скорочення періоду аеробної фази в процесі продукування Н2. Такий вплив на стан культури зелених мікроводоростей досить передбачуваний, оскільки, як активатор дихання рослинних організмів, метанол може зумовлювати зниження концентрації О2 в середовищі культивування. Подібне скорочення тривалості аеробної фази характерне також для мутантного штаму Stm6 C. reinhardtii. Цей штам характеризується відсутністю циклічного електронного транспорту через першу фотосистему, низькою інтенсивністю виділення О2 в процесі фотосинтезу та модифікованим дихальним метаболізмом (Volgusheva et al., 2013). Такі особливості надають можливість Stm6 отримувати в 5 разів більший вихід Н2 при анаеробному культивуванні на TAP-S середовищі без доступу повітря. Раніше ми спостерігали активацію мітохон- дріального дихання C. reinhardtii як за поглинанням О2, так і за виділенням СО2 культурою в темряві, які зростали на 26 та 23 %, відповідно. Також раніше ми встановили, що додавання метанолу підвищує вміст відновлених форм ні- котинамідних коферментів (НАД(Ф)Н2) (Stepanov, Zolotareva 2015). Відновлювальні еквіваленти, утворені в результаті метаболізму метанолу, можуть надходити в електрон - транспортний ланцюг хлоропластів та мітохон- дрій і таким чином активувати дихання та фотосинтез.

Однак, наявність метанолу не супроводжувалася збільшенням виходу Н2 в процесі культивування в закритій системі на TAP-S середовищі порівняно з контролем (табл. 1). Теоретично, відновлювальні еквіваленти, які утворюються при метаболізмі метанолу, мають підвищувати вихід Н2, тому ми плануємо в подальшому дослідити вплив вищих концентрацій метанолу.

Додавання ізоаскорбату викликало зменшення тривалості як аеробної, так і продуктивної фази продукування Н2. Як і у випадку з метанолом, зменшення тривалості аеробної фази можна пояснити швидким зниженням концентрації О2 в середовищі культивування. Зниження тривалості продуктивної фази можна пояснити стресовим впливом, що супроводжується пошкодженням фотосинтетичного апарату або зниженням інтенсивності фотосинтетичного транспортування електронів.

З літературних джерел відомо, що ізоас- корбат натрію збільшує накопичення біомаси С. vulgaris в умовах міксотрофного росту, при цьому знижується концентрація О2 в середовищі культивування. Детально метаболізм ізоас- корбату у мікроводоростей не досліджений, автори статті вважають що ізоаскорбат може ме- таболізуватися подібно до глюкози і використовується як джерело карбону та енергії (Cui et al., 2017). Зниження концентрації О2 в культурі С. vulgaris за присутності ізоаскорбату може бути як пов'язане з прямою його взаємодією з молекулярним киснем, так і бути результатом інтенсифікації клітинного дихання.

Щоб визначити фізіологічний стан фотосинтетичного апарату, ми дослідили параметри гасіння флуоресценції хлорофілу після завершення продукування Н2 C. reinhardtii за наявності метанолу, ізоаскорбату та в контролі.

Встановлено, що при культивуванні без доступу повітря на TAP-S середовищі відбувається пошкодження фотосинтетичного апарату C. reinhardtii, що проявляється у зниженні Fv/Fm, qP, Фpsп та Fv'/Fm'. Для фотопродукування Н2 ключове значення має ступінь пошкодження ФСІІ, а саме наявність її активних реакційних центрів (Volgusheva et al., 2013). Ступінь пошкодження ФСІІ характеризується параметром Fv/Fm в адаптованих до темряви мікроводорос- тей та параметром Fv'/Fm' - в адаптованих до світла. Ефективність функціонування ФСІІ та інтенсивність транспортування електронів в хлоропластах характеризується параметрами qP, Фгеп та NPQ (Maxwell, Johnson 2000). При культивуванні C. reinhardtii з метою отримання Н2 в нашому дослідженні відбувалося зниження всіх параметрів (табл. 2). За наявності метанолу в середовищі культивування параметри кривої індукції флуоресценції не відрізнялися від контролю в процесі продукування Н2 на TAP-S середовищі.

Додавання ізоаскорбату в процесі продукування Н2 супроводжувалося пошкодженням ФС II, що проявлялося у зниженні Fv/Fm та Fv'/Fm' на 42% та 47% відповідно. Однак за наявності ізоаскорбату зростала ефективність функціонування ФСІІ, що проявлялось в підвищенні qP на 80% порівняно з контролем на TAP-S середовищі. Підвищення ефективності функціонування ФС ІІ за дії ізоаскорбату можна пояснити компенсаторною реакцією на зниження кількості реакційних центрів ФС ІІ в результаті її пошкодження. Тому продуктивна фаза отримання Н2 за дії ізоаскорбату закінчувалась швидше і відсотковий вміст Н2 в газовій фазі був меншим ніж в контролі.

Таблиця 2. Параметри гасіння флуоресценції хлорофілу у C. reinhardtii в контролі та після завершення продукування Н2

[Table 2. Parameters of chlorophyll fluorescence quenching in C. reinhardtii in control and after completion of H2 production]

Отже, додавання метанолу в технології отримання Н2 C. reinhardtii супроводжується зниженням тривалості аеробної фази та не впливає на тривалість продуктивної фази. За наявності метанолу на 5% знижується вміст Н2 в газовій фазі, але тривалість аеробної фази скорочується, тому доцільно додавати метанол з метою отримання Н2. Додавання ізоаскорбату натрію в технології отримання Н2 супроводжується зниженням тривалості як аеробної, так і продуктивної стадії. При цьому порівняно з контролем знижується як кінцевий об'єм газової фази, так і відсотковий вміст Н2 . Отже, додавати ізоаскорбат з метою отримання Н2 не доцільно.

ЛІТЕРАТУРА

Зеленский М.И. 1986. Полярографическое определение кислорода в исследованиях по фотосинтезу и дыханию. Ленинград : Наука.

Золотарева О.К., Шнюкова Е.И., Подорванов В. 2010. Микроводоросли как продуценты водорода. Альгология. 2 : 224-249.

Якімова О.В., Білявська Н.О. 2010. Біохімічні та молекулярні аспекти фотопродукування водню. Вісн. Харків. нац. аграрн. ун-ту. Сер. Біологія. 3 (21) : 23-29.

Cui H., Meng F., Li F., Wang Y. 2017. Application of sodium erythorbate to promote the growth of Chlo- rella vulgaris. J. Appl. Phycol. 29 (3) : 1135-1144.

Faraloni C., Ena A., Pintucci C., Torzillo G. 2011. Enhanced hydrogen production by means of sulfur- deprived Chlamydomonas reinhardtii cultures grown in pretreated olive mill wastewater. Fuel and Energy

Abstracts. 36 : 5920-5931.

https://doi.Org/10.1016/j.ijhydene.2011.02.007.

Ghirardi M. L., Zhang L., Lee J. W., Flynn T., Seibert M., Greenbaum E., Melis A. 2000. Microalgae: a green source of renewable H(2). Trends Biotechnol. 18 (12) : 506-511.

Jurado-Oller J. L., Dubini A., Galvan A., Fernandez E., Gonzalez-Ballester D. 2015. Low oxygen levels contribute to improve photohydrogen production in mixotrophic non-stressed Chlamydomonas cultures. Biotechnology for Biofuels. 8 (1) : 1-14.

Maxwell K., Johnson G.N. 2000. Chlorophyll fluorescence - a practical guide. J. Exp. Bot. 51 (345) : 659-668.

Melis A., Zhang L., Forestier M., Ghirardi M. L., Seibert M. 2000. Sustained photobiological hydrogen gas production upon reversible inactivation of oxygen evolution in the green alga Chlamydomonas reinhardtii. Plant Physiol. 122 (1) : 127-136.

Rupprecht J., Hankamer B., Mussgnug J.H., Ananyev G., Dismukes C., Kruse O. 2006. Perspectives and advances of biological H2 production in microorganisms. Appl. Microbiol. Biotechnol. 72 (3) : 442-449.

Stepanov S.S., Zolotareva E.K. 2015. Methanol-induced stimulation of growth, intracellular amino acids, and protein content in Chlamydomonas reinhardtii. J. Appl. Phycol. 27 (4) : 1509-1516.

Volgusheva A., Styring S., Mamedov F. 2013. Increased photosystem II stability promotes H2 production in sulfur-deprived Chlamydomonas reinhardtii. Proc. Natl. Acad. Sci. 110 (18) : 7223-7228.

Yagi T., Yamashita K., Okada N., Isono T., Mo- mose D., Mineki S., Tokunaga E. 2016. Hydrogen photoproduction in green algae Chlamydomonas reinhardtii sustainable over 2 weeks with the original cell culture without supply of fresh cells nor exchange of the whole culture medium. J. Plant Res. 129 (4) : 771-779.

REFERENCES

Zelenskiy M.I. 1986. Polyarograficheskoye opredeleni- ye kisloroda v issledovaniyakh po fotosintezu i dykhaniyu (Polarographic determination of oxygen in research on photosynthesis and respiration). Leningrad : Nauka (In Russian).

Zolotareva E.K., Shnyukova E.I., Podorvanov V.V. 2010. Microalgae as hydrogen producers. Algologia 20 (2) : 224-249. (In Russian).

Yakimova O.V., Bilyavska N.O. 2010. Biochemical and molecular aspects of hydrogen photoproduction. Visn. Hark. nac. agrar. univ., Ser. Biol. 3 (21) : 2329. (In Ukrainian).

Cui H., Meng F., Li F., Wang Y. 2017. Application of sodium erythorbate to promote the growth of Chlo- rella vulgaris. J. Appl. Phycol. 29 (3) : 1135-1144.

Faraloni C., Ena A., Pintucci C., Torzillo G. 2011. Enhanced hydrogen production by means of sulfur- deprived Chlamydomonas reinhardtii cultures grown in pretreated olive mill wastewater. Fuel and Energy Abstracts. 36 : 5920-5931.

https://doi.org/10.1016/j.ijhydene.2011.02.007.

Ghirardi M.L., Zhang L., Lee J.W., Flynn T., Seibert M., Greenbaum E., Melis A. 2000. Microalgae: a green source of renewable H(2). Trends Bio- technol. 18 (12) : 506-511.

Jurado-Oller J. L., Dubini A., Galvan A., Fernandez E., Gonzalez-Ballester D. 2015. Low oxygen levels contribute to improve photohydrogen production in mixotrophic non-stressed Chlamydomonas cultures. Biotechnology for Biofuels. 8 (1) : 1-14.

Maxwell K., Johnson G.N. 2000. Chlorophyll fluorescence - a practical guide. J. Exp. Bot. 51 (345) : 659-668.

Melis A., Zhang L., Forestier M., Ghirardi M.L., Seibert M. 2000. Sustained photobiological hydrogen gas production upon reversible inactivation of oxygen evolution in the green alga Chlamydomonas rein- hardtii. Plant Physiol. 122 (1) : 127-136.

Rupprecht J., Hankamer B., Mussgnug J.H., Ananyev G., Dismukes C., Kruse O. 2006. Perspectives and advances of biological H2 production in microorganisms. Appl. Microbiol. Biotechnol. 72 (3) : 442-449.

Stepanov S.S., Zolotareva E.K. 2015. Methanol-induced stimulation of growth, intracellular amino acids, and protein content in Chlamydomonas reinhardtii. J. Appl. Phycol. 27 (4) : 1509-1516.

Volgusheva A., Styring S., Mamedov F. 2013. Increased photosystem II stability promotes H2 production in sulfur-deprived Chlamydomonas rein- hardtii. Proc. Natl. Acad. Sci. 110 (18) : 7223-7228.

Yagi T., Yamashita K., Okada N., Isono T., Mo- mose D., Mineki S., Tokunaga E. 2016. Hydrogen photoproduction in green algae Chlamydomonas reinhardtii sustainable over 2 weeks with the original cell culture without supply of fresh cells nor exchange of the whole culture medium. J. Plant Res. 129 (4) : 771-779.

Размещено на Allbest.ru/