Совместное культивирование морских грибов-микромицетов - перспективный способ получения новых биоактивных вторичных метаболитов

Размещено на http://www.allbest.ru

Совместное культивирование морских грибов-микромицетов перспективный способ получения новых биоактивных вторичных метаболитов

Ш.Ш. Афиятуллов, О.И. Журавлева

Пять новых дикетопиперазиновых алкалоидов семейства нотоамидов, новый дифениловый эфир диорцинол J и новый хроменовый метаболит оксирапентин L были выделены в результате совместного культивирования грибов Aspergillus sulphureus и Isaria felina. Структуры выделенных соединений были установлены на основании данных двумерной ЯМР спектроскопии и масс-спектрометрии высокого разрешения. Абсолютные конфигурации алкалоидов определены на основе вычислений спектров электронного кругового дихроизма (ECD) в рамках нестационарной теории функционала плотности (TD-DFT) и сравнения с эспериментальными спектрами. Исследована цитотоксическая активность выделенных соединений.

Ключевые слова: морские грибы, вторичные метаболиты, пренилированные индольные алкалоиды, оксирапентины, диорцинолы, цитотоксическая активность.

Co-cultivation of marine micromycetes fungi is a promising way of obtaining new bioactive secondary metabolites. Sh.Sh. AFIYATULLOV1, O.I. ZHURAVLEVA1,2 (1G.B. Elyakov Pacific Institute of Bioorganic Chemistry, FEB RAS, Vladivostok; 2Far Eastern Federal University, Vladivostok).

Five new diketopiperazine alkaloids of the notoamide family, the new diphenyl ether diorcinol J and the new chromene metabolite oxyrapentin L were isolated by co-cultivation of Aspergillus sulphureus and Isaria felina fungi. Structures of the isolated compounds were determined based on two-dimensional NMR spectroscopy and high-resolution mass spectrometry. The absolute configurations of alkaloids were established on the basis of calculations of the electron circular dichroism (ECD) spectra in the framework of the non-stationary density functional theory (TD-DFT) and comparison of CD spectra with published data. The cytotoxic activity of the isolated compounds was studied.

Key words: marine fungi, secondary metabolites, prenylated indole alkaloids, oxirapentyns, diorcinols, cytotoxic activity.

Введение

Исследование вторичных метаболитов морских грибов является относительно молодой, но быстро развивающейся областью биоорганической химии, к настоящему времени описано около 3000 новых метаболитов. Этот тренд продолжается, и возникла проблема повторного выделения известных грибных соединений [10]. И наоборот, геномные исследования указывают на то, что многие микробиальные гены кодируют десятки путей биосинтеза вторичных метаболитов, которые не экспрессируются при стандартных условиях культивирования в лаборатории [4, 7, 15].

Например, секвенирование гриба Aspergillus niger, известного продуцента биоактивных метаболитов, показало, что он содержит генные кластеры, кодирующие 17 нерибосомальных пептидсинтаз и 34 поликетидсинтазы [13]. Поэтому значительные усилия исследователей в последнее время были направлены на разработку новых стратегий и подходов для активации «спящих» генных кластеров с целью увеличения химического разнообразия вторичных микробных метаболитов. Изменение условий культивирования (температура, pH, аэрация, время инкубации, оптимизация источников азота), химический мутагенез, стратегия OSMAC (один штамм много соединений) примеры таких стратегий. Еще одним подходом является совместное культивирование, когда одновременное присутствие двух или более микроорганизмов может индуцировать синтез новых соединений. Суть сокультивирования грибов-микромицетов состоит в том, чтобы в определенной степени смоделировать природный микробный комплекс, где микроорганизмы продуцируют биоактивные вторичные метаболиты, необходимые для выживания в конкурентном окружении. Исследования последних лет показывают, что совместное культивирование может приводить к увеличению антибиотической активности в экстрактах, увеличению выходов ранее описанных метаболитов, синтезу аналогов известных соединений, получающихся в результате активации соответствующих путей биосинтеза, и, самое главное, к экспрессии новых путей биосинтеза биоактивных соединений. Так, новый хлорированный бензофеноновый метаболит, песталон (1) (рис. 1), показывающий высокую антибиотическую активность против метициллин-резистентного Staphylococcus aureus и ванкомицин-резистентного Enterococcus faecium, был выделен при совместном культивировании гриба Pestalotia sp. и а-протеобактерии (штамм CNJ-328) [5]. Сокультивирование трехдневной культуры морского гриба Libertella sp. c этой же бактерией привело к стимулированию биосинтеза четырех новых дитерпеноидов либертелленонов A-D (2-5), проявляющих высокую цитотоксичность в отношении клеток человеческой аденокарциномы HCT-116 [12]. Два новых поликетида 6 и 7 с беспрецедентным углеродным скелетом были получены при совместном культивировании морских изолятов грибов Penicillium sp. и Trichoderma sp. [8]. Сокультивирование грибов Phomopsis sp. и Alternaria sp., выделенных из мангровых растений, привело к выделению нового циклического тетрапептида 8 с высокой антифунгальной активностью [9].

Рис. 1 Структуры соединении 1-8

Рис. 2 Структуры соединений 9-12

Во всех приведенных примерах ни один из указанных грибов не продуцировал эти метаболиты при раздельном выращивании в тех же условиях. Кроме того, совместное культивирование морского гриба Emericella sp. и актинобактерии Salinispora arenicola привело к увеличению в 100 раз биосинтеза циклических депсипептидов эмерицелламидов А (9) и В (10) (рис. 2), проявляющих высокую активность в отношении клинических изолятов метициллин-резистентных штаммов Staphylococcus aureus [12]. Эти пептиды продуцировались самим грибом при раздельном культивировании в минорных количествах. Новые аналоги цитотоксических N-формилалкалоидов фумиформамиды 11 и 12 как результат активации латентных биосинтетических путей гриба Aspergillus fumigatus и бактерии Streptomyces peucetius были выделены при их совместной ферментации [26].

Во всех приведенных примерах культивирование микроорганизмов проводили в жидких средах. В то же время имеются лишь несколько работ по совместному культивированию грибов-микромицетов на твердых средах [3, 14]. Для того чтобы исследовать биосинтетический потенциал грибов, растущих в морской среде обитания, мы недавно начали программу скрининга твердофазного совместного культивирования штаммов из Коллекции морских микроорганизмов ТИБОХ ДВО РАН.

1. Результаты и обсуждение

Ранее из этилацетатного экстракта морского изолята гриба Aspergillus sulphureus KMM 4640 было выделено новое декалиновое производное, декумбенон С, который в концентрации 250 нМ эффективно ингибирует формирование и рост колоний клеток человеческой меланомы SK-Mel-5 (неопластическая трансформация клеток) и может рассматриваться как перспективное антиопухолевое средство [25]. Из гриба Isaria felina КММ 4639 выделены десять новых хроменовых производных оксирапентинов B-K, бензофуран акремин S и пирановый поликетид исарикетид A. Показано, что последний обладает цитотоксической активностью в отношении опухолевых клеток HL-60 и THP-1, сопоставимой с активностью цисплатина [16, 23].

Мы предприняли совместное культивирование данных штаммов грибов с целью увеличения выходов ранее выделенных активных соединений или получения новых метаболитов. A. sulphureus культивировали в течение 7 сут на специально модифицированной рисовой среде и инокулировали его I. felina, после чего грибы росли совместно в течение двух недель. Этилацетатный экстракт полученных культур последовательно разделили на колонках с силикагелем, элюируя образующиеся метаболиты последовательно гексаном и системами гексан?этилацетат (ступенчатый градиент, 20 : 1 > 1 : 1).

Из фракции гексан-этилацетат 15 : 1 методами последовательной хроматографии на сефадексе LH-20 и обращенно-фазовой ВЭЖХ были выделены новый диорцинол J (13) и четыре известных диорцинола В-Е (14-17) [1] (рис. 3). Абсолютная конфигурация диорцинола J установлена на основании данных NOESY-спектров и с использованием модифицированного метода Мошера.

Исследованы цитотоксическая активность выделенных соединений, а также их способность усиливать экспрессию белка теплового шока Hsp70 в клетках асцитной карциномы Эрлиха. Инкубирование клеток карциномы Эрлиха с веществами 13-17 в нетоксической концентрации (10 µМ) не приводило к увеличению в клетках содержания белка теплового шока Hsp70. Однако анализ полученных после иммуноокрашивания мембран позволяет предположить, что соединение 13 в этой концентрации понижает уровень Hsp70 в клетках карциномы Эрлиха, что делает его перспективным для дальнейшего изучения в качестве противоопухолевого препарата.

Рис. 3 Структуры соединений 13-17

Рис. 4 Структуры соединений 18-22

Из среднеполярных фракций (гексан-этилацетат, 5 : 1, 1 : 1) методами последовательной хроматографии на сефадексе LH-20, нормальнои обращенно-фазовой ВЭЖХ получили пять новых пренилированных индольных алкалоидов семейства нотоамидов (18-22) (рис. 4) [2].

Молекулярная формула соединения 18 была установлена как C26H31N3O5 на основании данных HRESIMS m/z 466.2341 [M + H]+ и была подтверждена данными 13С ЯМР-спектра. Сигналы 13С ЯМР-спектра 18 оказались очень близки соответствующим сигналам нотоамида D [6], за исключением сигналов атомов С-11 и С-15-С-18 в дикетопиперазиновой части. Разница в молекулярных массах в 16 единиц между 18 и нотоамидом D и HMBC-корреляции H-15a,b/C-16 (?C 37.9), C-17 (?C 90.3) и H-16b/C-14 (?C 44.8), C-15 (?C 20.7), C-16, C-17 и C-18 (?C 171.2) позволили выяснить положение спиртовой функции при атоме C-17. Молекулярная структура и относительная конфигурация 18 были подтверждены рентгеноструктурным анализом, который был выполнен на монокристалле состава (C26H31N3O5)2 · 3H2O, полученном при перекристаллизации из смеси ацетон-вода (рис. 5).

Рис. 5 Кристаллографическая структура соединения 18

Рис. 6 Нормализованные экспериментальные (7) и статистически усредненные (2) ЭКД спектры 18

Абсолютная конфигурация 18 была установлена на основании данных рентгеноструктурного анализа и вычислений спектров электронного кругового дихроизма (ЭКД) в рамках нестационарной теории функционала плотности (TD-DFT). Сравнение статистически усредненного теоретического КД-спектра 18 с соответствующим экспериментальным спектром (рис. 6) показало, что оба они качественно подобны в области ? ? 200 нм, где наблюдались выраженные эффекты Коттона. Таким образом, абсолютная конфигурация 18 была определена как 2S,3R,11S,17R. Соединение 18 было названо17-гидроксинотоамидом D.

Молекулярная формула соединения 19 была установлена как C28H35N3O5 на основании данных HRESIMS m/z 516.2469 [M + Na]+ и была подтверждена данными 13С ЯМРспектра. Спектры 1H и 13C ЯMR 19 близко соответствовали спектрам нотоамидов M [18] и Q [20]. Корреляции, наблюдаемые в COSY-спектре, и HMBC-корреляции H3-31/C-30 (?C 58.8) и H2-30/C-17 (?C 90.4) позволили установить наличие этильной группы при C-17. NOE-корреляции H-11/H2-30, H3-31 в 19 указывали, что дикетопиперазиновое кольцо находится в cis конфигурации. КД-спектр 19 был практически идентичен спектрам нотоамидов M и Q, и, таким образом, его абсолютная конфигурация была установлена как 3S, 11S, 17R. Соединение 19 назвали 17-O-этилнотоамидом M.

Молекулярная формула соединения 20 была установлена как C28H31N3O6 на основании данных HRESIMS m/z 528.2112 [M + Na]+ и была подтверждена данными 13С ЯМР-спектра. 1H и 13C ЯMR-спектральные данные 20 были близки к соответствующим данным для склеротиамида [21], за исключением сигнала атома H-10. Наблюдаемые HMBC-корреляции и разница молекулярных масс в 42 единицы между 20 и склеротиамидом указывали на присутствие ацетоксильной группы при С-19 в 20. NOE корреляции H-21/NH-19, H3-23 и H-10/H-4, H3-24 устанавливали относительную конфигурацию 20. В КД-спектре 20 имелись характерные эффекты Коттона при л202 - 11,12, л225 + 7,96 и л240 - 3,56, которые были близки соответствующим эффектам для нотоамида Н [19]. Таким образом, абсолютная конфигурация 20 была установлена как 3R, 10S, 11R, 17S, 21S. Соединение 20 было названо 10-O-ацетилсклеротиамидом.

Молекулярная формула соединения 21 была установлена как C28H33N3O5 на основании данных HRESIMS m/z 514.2316 [M + Na]+ и была подтверждена данными 13С ЯМР-спектра. Сигналы 13С ЯМР-спектра 21 оказались очень близки соответствующим сигналам для соединения 20, за исключением сигнала атома С-10. Корреляции, наблюдаемые в COSY-спектре, и HMBC-корреляции H3-31/C-30 (?C 67.9) и H2-30/C-10 (?C 80.3) предполагают наличие этилового эфира при С-10 в 21. Относительная конфигурация 21 была определена на основании наблюдаемых NOE-корреляций между H-21 и H3-23, NH-19 и между H-10 и H3-24, H-4. КД-спектр 21 был практически идентичен спектру соединения 20, устанавливая его абсолютную конфигурацию как 3R, 10S, 11R, 17S, 21S. Соединение 21 было названо 10-O-этилсклеротиамидом.

Молекулярная формула соединения 22 была установлена как C28H33N3O4 на основании данных HRESIMS m/z 498.2332 [M + Na]+ и была подтверждена данными 13С ЯМР-спектра. 1H и 13C ЯMR-спектральные данные 22 были близки к таковым для нотоамида F [19], за исключением сигнала C-10. Положение этилового эфира при С-10 определяли так же, как и для соединения 21. В КД-спектре 22 имелись характерные эффекты Коттона при л203 - 16,25, л224 + 16,59 и л247 - 1,77, которые были в хорошем соответствии с эффектами для нотоамида F. Таким образом, абсолютная конфигурация 22 была установлена как 10S, 11R, 17S, 21S. Соединение 22 названо 10-O-этилнотоамидом R.

Мы наблюдали соединения 19 и 21 в исходном этилацетатном экстракте совместной культуры грибов, используя метод ВЭЖХ-MC. 10-O-этиловый эфир нотоамида R (22) не был обнаружен в этом экстракте. Таким образом, 22 может быть не природным метаболитом, а возникшим в процессе выделения.

Кроме новых соединений из этилацетатного экстракта сокультуры грибов были также получены (-)-нотоамид В, нотоамид С, дегидронотоамид С, нотоамид D, нотоамид F, нотоамид Q, 17-эпи-нотоамид Q, нотоамид М и склеротиамид.

Исследовано действие ряда выделенных алкалоидов на формирование колоний клеток 22Rv1 простаты человека. Показано, что алкалоиды 17-О-этилнотоамид М и нотоамид М в концентрации 10 мкМ ингибируют формирование колоний этих клеток на 25 и 55 % соответственно.

Также проведено обратное совместное культивирование этих двух грибов с инокуляцией мицелия гриба A. sulphureus к семидневной культуре I. felina, выращенной на рисовой среде. Из этилацетатного экстракта совместной культуры был получен новый оксирапентин L (23) (рис. 7) совместно с известными оксирапентинами A, B, D-I [17].

Рис. 7 Структура соединения 23

Спектр ESIMS высокого разрешения для соединения 23 содержит пик [M + Na]+ при m/z 351.0969 с характерным для одного атома хлора изотопным расщеплением. Эти данные указывают на молекулярную формулу C16H21ClO5 (рассчитано для C16H21ClNaO5, 351.0970), соответствующую шести эквивалентам двойной связи.

Прямое сравнение спектров 1H и 13C ЯМР-соединения 23 со спектрами известного оксирапентина E [22] выявило ряд сходств. Спектры включают сигналы двух метилов (дC 25.1, 22.1, дH 1.40, 1.25), одного метилена (дC 34.9, дH 2.52, 1.68), одного оксигенированного метина (дC 72.6, дH 3.72) и одного четвертичного sp3-гибридизованного атома углерода, связанного с кислородом (дC 76.1). HMBC-корреляции от H-2 (дH 3.72) к C-3 (дC 34.9) и C-4 (дC 57.8), от H2-3 (дH 2.52, 1.68) к C-1 (дC 76.1), C-2 (дC 72.6), C-4 и C-9 (дC 70.7), а также HMBC кросс-пики от H3-10 (дH 1.25) и H3-11 (дH 1.40) к C-1 и C-2 подтверждают, что пирановое кольцо в соединении 23 идентично таковому в структуре оксирапентинов E и G [23]. Строение цикла было установлено HMBC-корреляциями от H-5 (дH 3.35) к C-4, C-6 (дC 64.9) и C-7 (дC 111.4), от H-6 (дH 4.90) к C-4, C-5 (дC 63.7), C-7 и C-8 (дC 71.0) и от H-9 (дH 4.13) к C-4, C-5, C-7 и C-8. Структура и положение боковой цепи были определены HMBC-корреляциями от H-4' к C-7, C-2' (дC 111.8), C-3' (дC 136.2) и C-5' (дC 20.9), от H3-5' (дH 1.90) к C-2', C-3' и C-4' (дC 116.4), а также от H-6 к C-1' (дC 198.2). Эти данные показывают, что соединение 23 является производным оксирапентина G с метилбутадиенилиденовой боковой цепью. Положение атома хлора при C-2' подтверждается величиной химического сдвига сигнала C-2' в соединении 23, сравнимой с подобной в спектре известного трункатеола A [24].

ROESY-корреляции H-2/H3-10 и H3-11, H-3в/H-5 и H-3б/H-9, а также несомненное биогенетическое родство с известными оксирапентинами G и F [23] позволили предложить абсолютные конфигурации всех хиральных центров соединения 23, как изображено на рис. 7. Следует отметить, что недавно были опубликованы несколько структурно близких оксирапентинам соединений, содержащих алленовую боковую цепь [24]. Тем не менее оксирапентин L является первым и единственным примером природного соединения с хлороалленовым фрагментом. Показано, что оксирапентин L не проявляет цитотоксической активности в отношении опухолевых клеток рака простаты человека 22Rv1, PC-3 и LNCaP и мышиных нетрансформированных спленоцитов и эритроцитов в концентрации до 100 мкМ.

2. Материалы и методы

Оптическое вращение измеряли на поляриметре Perkin Elmer 343 (Германия). Спектры ЯМР 1H и 13С регистрировали в CDCl3 на спектроскопах Bruker Avance-500 (500.13 и 125.77 MГц соответственно) и Bruker Avance III-700 (700.13 и 176.04 MГц соответственно), внутренний стандарт - Ме4Si. Масс-спектры получены на масс-спектрометре Maxis Impact II Q-TOF (Bruker). ЭКД спектры были измерены с помощью Chirascan-Plus CD спектрометра в метаноле. Колоночную хроматографию проводили на сефадексе LH-20 (GE Healthcare, Швеция). Препаративную ВЭЖХ проводили на хроматографе Shimadzu LC-20AT (Япония) на колонках Supelco Discovery C-18 (5 мкм, 4,6 Ч 250 мм), YMC ODSAM (5 мкм, 10 Ч 250 мм), YMC-Pack SIL (5 мкм, 10 Ч 250 мм). Для ТСХ использовали пластинки с закрепленным слоем силикагеля (5-17 мкм, Sorbfil, Россия).

Заключение

Штамм Isaria felina был выделен из образца донных осадков (Южно-Китайское море, побережье Вьетнама, глубина 10 м), штамм Aspergillus sulphureus - из илистого песка восточносахалинского шельфа (Охотское море, глубина 26 м). Штаммы были идентифицированы на основании морфологических данных к.б.н. Н.Н. Киричук (ТИБОХ ДВО РАН), хранятся в Коллекции морских микроорганизмов, ТИБОХ, Владивосток, Россия, с кодами KMM 4640 для A. sulphureus и KMM 4639 для I. felina. Ферментацию проводили при 25 °С в 30 колбах Эрленмейера (500 мл), каждая из которых содержала 20 г риса, 20 мг дрожжевого экстракта, 10 мг KH2PO4 и 40 мл натуральной морской воды.

Таким образом, при совместном твердофазном культивировании морских грибовмикромицетов A. sulphureus и I. felina были получены пять новых алкалоидов семейства нотоамидов, новый оксирапентин L и новый диорцинол J. Ранее эти соединения при раздельном культивировании грибов не выделялись.

культивирование гриб алкалоид дихроизм

Литература

1. Журавлева О.И., Киричук Н.Н., Денисенко В.А., Дмитренок П.С., Юрченко Е.А., Минько Е.М., Афиятуллов Ш.Ш. Новый диорцинол J, полученный при совместном культивировании морских грибов Aspergillus sulphureus и Isaria felina // Химия природ. соединений. 2016. № 2. С. 200-202.

2. Afiyatullov S.S., Zhuravleva O.I., Antonov A.S., Berdyshev D.V., Pivkin M.V., Denisenko V.A., Popov R.S., Gerasimenko A.V., von Amsberg G., Dyshlovoy S.A., Leshchenko E.V., Yurchenko A.N. Prenylated indole alkaloids from co-culture of marine-derived fungi Aspergillus sulphureus and Isaria felina // J. Antibiot. 2018. Vol. 71, N 10. P 846-853.

3. Bertrand S., Schumpp O., Bohni N., Monod M., Gindro K., Wolfender J.-L. De Novo Production of Metabolites by Fungal Co-culture of Trichophyton rubrum and Bionectria ochroleuca // J. Nat. Prod. 2013. Vol. 76. P 1157-1165.

4. Brakhage A.A, Schroeckh V. Fungal secondary metabolites strategies to activate silent gene clusters // Fungal Genet. Biol. 2011. Vol. 48. P. 15-22.

5. Cueto M., Jensen PR., Kauffman C.A., Fenical W., Lobkovsky E., Clardy J. Pestalone, a new antibiotic produced by a marine fungus in response to bacterial challenge // J. Nat. Prod. 2001. Vol. 64. P 1444-1446.

6. Kato H., Yoshida T., Tokue T., Nojiri Y., Hirota H., Ohta T., Williams R.M., Tsukamoto S. Notoamides A-D: Prenylated indole alkaloids isolated from a marine-derived fungus, Aspergillus sp. // Angew. Chem. Int. Ed. 2007. Vol. 46, N 13. P. 2254-2256.

7. Keller N.P, Turner G., Bennett J.W. Fungal secondary metabolism From biochemistry to genomics // Nat. Rev. Microbiol. 2005. Vol. 3. P 937-947.

8. Kossuga M.H., Ferreira A.G., Sette L.D., Berlinck R.G.S. Two polyketides from a co-culture of two marinederived fungal strains // Nat. Prod. Comm. 2013. Vol. 8, N 6. P. 721-724.

9. Li C., Wang J., Luo C., Ding., Cox D.G. A new cyclopeptide with antifungal activity from the co-culture broth of two marine-mangrove fungi // Nat. Prod. Res. 2014. Vol. 28, N 9. P. 616-621.

10. Marmann A., Aly A.H., Lin W.H., Wang B.G., Proksch P. Co-cultivation a powerful emerging tool for enhancing the chemical diversity of microorganisms // Mar. Drugs. 2014. Vol. 12. P. 1043-1065.

11. Oh D.-C., Kauffman C.A., Jensen PR., Fenical W. Induced production of emericellamides A and B from the marine-derived fungus Emericella sp. in competing co-culture // J. Nat. Prod. 2007. Vol. 70. P 515-520.

12. Oh D.-C., Jensen PR., Kauffman C.A., Fenical W. Libertellenones A-D: Induction of cytotoxic diterpenoid biosynthesis by marine microbial competition // Bioorg. Med. Chem. 2005. Vol. 13. P. 5267-5273.

13. Pel H.J. et al. Genome sequencing and analysis of the versatile cell factory Aspergillus niger CBS 513.88 // Nat. Biotechnol. 2007. Vol. 25. P. 221-231.

14. Pettit R.K. Mixed fermentation for natural product drug discovery // Appl. Microbiol. Biotechnol. 2009. Vol. 83, N 1. P 19-25.

15. Schneider P., Misiek M., Hoffmeister D. In vivo and in vitro production options for fungal secondary metabolites // Mol. Pharmacol. 2008. Vol. 5, P. 234-242.

16. Smetanina O.F., Yurchenko A.N., Afiyatullov Sh.Sh., Kalinovsky A.I., Pushilin M.A., Khudyakova Yu.V., Slinkina N.N., Ermakova S.P, Yurchenko E.A. Oxirapentyns B-D produced by a marine sediment-derived fungus Isaria felina (DC.) Fr. // Phytochem. Lett. 2012. Vol. 5. P 165-169.

17. Smetanina O.F., Yurchenko A.N., Ivanets E.V, Kalinovsky A.I., Khudyakova Y.V., Dyshlovoy S.A., Amsberg G., Yurchenko E.A., Afiyatullov Sh.Sh. Unique prostate cancer-toxic polyketides from marine sedimentderived fungus Isaria felina // J. Antibiot. 2017. Vol. 70. P. 856-858.

18. Tsukamoto S., Kawabata T., Kato H., Greshock T.J., Hirota H., Ohta T., Williams R.M. Isolation of antipodal (-)-versicolamide B and notoamides L-N from a marine-derived Aspergillus sp. // Org. Lett. 2009. Vol. 11, N 6. P 1297-1300.

19. Tsukamoto S., Kato H., Samizo M., Nojiri Y., Onuki H., Hirota H., Ohta T. Notoamides F-K, prenylated indole alkaloids isolated from a marine-derived Aspergillus sp. // J. Nat. Prod. 2008. Vol. 71, N 12. P. 2064-2067.

20. Tsukamoto S., Umaoka H., Yoshikawa K., Ikeda T., Hirota H. Notoamide O, a structurally unprecedented prenylated indole alkaloid, and notoamides P-R from a marine-derived fungus, Aspergillus sp. // J. Nat. Prod. 2010. Vol. 73, N 8. P. 1438-1440.

21. Whyte A.C., Gloer J.B., Wicklow D.T., Dowd P.F. Sclerotiamide: A new member of the paraherquamide class with potent antiinsectan activity from the sclerotia of Aspergillus sclerotiorum // J. Nat. Prod. 1996. Vol. 59, N 11. P. 1093-1095.

22. Yurchenko A.N., Smetanina O.F., Khudyakova YV, Kirichuk N.N., Chaikina E.L., Anisimov M.M., Afiyatullov S.S. New oxirapentyn E from marine isolate of the fungus Isaria felina // Chem. Nat. Compd. 2013. Vol. 49, N 5. P. 857-860.

23. Yurchenko A.N., Smetanina O.F., Kalinovsky A.I., Pushilin M.A., Glazunov V.P, Khudyakova Y.V., Kirichuk N.N., Ermakova S.P, Dyshlovoy S.A., Yurchenko E.A., Afiyatullov S.S. Oxirapentyns F-K from the MarineSediment-Derived Fungus Isaria felina KMM 4639 // J. Nat. Prod. 2014. Vol. 77. P. 1321-1328.

24. Zhao Y., Si L., Liu D., Proksch P, Zhou D., Lin W. Truncateols A-N, new isoprenylated cyclohexanols from the sponge-associated fungus Truncatella angustata with anti-H^ virus activities // Tetrahedron. 2015. Vol. 71, N 18. P. 2708-2718.

25. Zhuravleva O.I., Afiyatullov Sh.Sh., Vishchuk O.S., Denisenko V.A., Slinkina N.N., Smetanina O.F. Decumbenone C, a new cytotoxic decaline derivative from the marine fungus Aspergillus sulphureus KMM 4640 // Arch. Pharm. Res. 2012. Vol. 35. P 1757-1762.

26. Zuck K.M., Shipley S., Newman D.J. Induced production of N-formyl alkaloids from Aspergillus fumigatus by co-culture with Streptomyces peucetius // J. Nat. Prod. 2011. Vol. 74. P 1653-1657.

Размещено на Allbest.ru