Размещено на http://www.allbest.ru/

МИНЕСТЕРСТВО ОБРАЗОВАНИЯ И НАУКИ РОССИЙСКОЙ ФЕДЕРАЦИИ

ПЕНЗЕНСКИЙ ГОСУДАРСТВЕННЫЙ УНИВЕРСИТЕТ

Кафедра «Общая биология и биохимия»

Реферат

по дисциплине «Введение в биотехнологию»

на тему: «Стерилизация питательных сред и оборудования»

Выполнил

Акжигитова Карина Ирековна

Руководитель:

Соловьёв Владимир Борисович

Пенза, 2017



Микробы, как любые другие живые организмы свое развитие и рост, обновление строительного материала, обеспечение энергетических процессов осуществляют за счёт постоянного обмена веществ с окружающей его внешней средой, т.е. путём питания и дыхания. Типы питания, дыхания (аэробы и анаэробы), индукцию и активность ферментов, токсинов, пигментов, рост и размножение являются основными физиологическими параметрами, которые учитывают при разработке составов питательных сред и условий культивирования микробов in vitro.

Культивировать микроорганизмы - это значит искусственно создавать условия для их роста и размножения in vitro, взаимосвязанных, но не обязательно сопряжённых процесса. Для культивирования in vitro необходимы субстраты, которые микроорганизмы могут использовать в качестве питательных веществ для своего роста и размножения. Такие питательные субстраты - плотные или жидкие - называют культуральными или питательными средами. Для обеспечения правильного протекания процесса питательную среду необходимо предварительно обработать (стерилизовать). В данном реферате рассмотрены общее понятия питательная среда, тип питательных сред и способы и аппарты для их стерилизации.

В соответствии с требованиями международных стандартов при поставке стерильной продукции дополнительное микробиологическое загрязнение медицинских изделий от любых источников должно быть сведено к минимуму всеми доступными средствами. Даже при производстве изделий в стандартных условиях в соответствии с системой качества на них до стерилизации могут в малых количествах находиться микроорганизмы. Такие изделия нестерильны. Цель процесса стерилизации и стерилизантов состоит в том, чтобы уничтожить микробиологические контаминанты и, таким образом, преобразовать нестерильные изделия в стерильные.

Само слово стерилизация (от лат. sterilis - бесплодный) - полное освобождение различных веществ и предметов от живых микроорганизмов. Понятие стерилизации обозначает уничтожение всех способных к размножению микробов. Особенно важно, что при стерилизации уничтожаются также споры. Поэтому однозначным требованием является следующее: все медицинские инструменты и предметы ухода за пациентом, проникающие в стерильные в норме ткани, сосуды, или контактирующие с кровью и инъекционными растворами, считаются "критическими" предметами. К ним, например, относятся: хирургические инструменты, мочевые и сосудистые катетеры, иглы. Критические инструменты представляют высокий риск инфицирования в случае их микробной контаминации. Таким образом, предметы медицинского назначения этой категории должны быть подвергнуты стерилизации.

Большим преимуществом стерилизации, помимо ее действенности, является возможность ее автоматизированного проведения, а также сравнительно непродолжительное время процесса. Однако, следует учитывать, что все методы стерилизации требуют предварительной подготовки изделий, предназначенных для стерилизации (отмывки, сушки и упаковки), а также их транспортировки к стерилизатору.

В данной работе можно выделить ряд задач:

- рассмотреть общие требования к стерилизантам и стерилизации в медицине и фармации;

-определить основные нормативные документы, регламентирующие использование стерилизантов;

-выявить особенности и роль стерилизантов в медицине и фармации;

-рассмотреть значимость стерилизантов и стерилизации медицинских инструментов.

Стерилизация -- это полное уничтожение микроорганизмов и их спор. [1]

Медицинские изделия, проникающие при манипуляциях в стерильные в норме ткани организма пациента, контактирующие с кровью и инъекционными препаратами, относят к так называемым "критическим", представляющим высокий риск инфицирования пациента в случае микробной контаминации этих изделий. С учетом имеющихся данных о вспышках инфекций, связанных с неадекватной обработкой изделий, применяемых в хирургической практике, важная роль отводится стерилизации изделий, в частности, хирургическим инструментам.

Питательные среды и их классификация

Питательная среда - вещество или смесь веществ, применяемая для культивирования макро- и микроорганизмов. Существует множество стандартных биологических питательных сред.

Требования, предъявляемые к средам

- быть питательными, то есть содержать в легко усвояемом виде все вещества, необходимые для удовлетворения пищевых и энергетических потребностей. При культивировании ряда микроорганизмов в среды вносят факторы роста - витамины, некоторые аминокислоты, которые клетка не может синтезировать.

- иметь оптимальную концентрацию водородных ионов - pH, так как только при оптимальной реакции среды, влияющей на проницаемость оболочки, микроорганизмы могут усваивать питательные вещества.

Чтобы во время роста микроорганизмов кислые или щелочные продукты их жизнедеятельности не изменили pH, средым должны обладать буферностью, то есть содержать вещества, нейтрализующие продукты обмена.

- быть изотоничными для микробной клетки; то есть осмотическое давление в среде должно быть таким же, как внутри клетки. Для большинства микроорганизмов оптимальная среда, соответствующая 0,5 % раствору натрия хлорида.

- быть стерильными, так как посторонние микробы препятствуют росту изучаемого микроба, определению его свойств и изменяют свойства среды.

- плотные средым должны быть влажными и иметь оптимальную для микроорганизмов консистенцию.

- обладать определённым окислительно -- восстановительным потенциалом, то есть соотношением веществ, отдающих и принимающих электроны, выражаемым индексом RH2. Например, анаэробы размножаются при RH2, не выше 5, а аэробы - при RH2 не ниже 10.

- быть по возможности унифицированным, то есть содержать постоянное количество отдельных ингредиентов.

Желательно, чтобы средым были прозрачными - удобнее следить за ростом культур, легче заметить загрязнение среды посторонними микроорганизмами. аппарат стерилизация питательная среда

Классификация

- По исходным компонентам:

- натуральные среды - готовят из продуктов животного и растительного происхождения(мясо, костная и рыбная мука, кормовые дрожжи, сгустки крови и др.)

- синтетические среды - готовят из определённых химически чистых органических и неорганических соединений, взятых в точно указанных концентрациях и растворённых в дважды дистиллированной воде.

- По консистенции (степени плотности):

- жидкие

- полужидкие

- плотные

Плотные и полужидкие среды готовят из жидких, к которым прибавляют агар-агар или желатин. Кроме того, в качестве плотных сред применяют свёрнутую сыворотку крови, свёрнутые яйца, картофель, среды с силикагелем. Некоторые микроорганизмы используют желатин как питательное вещество -- при их росте среда разжижается.

- По составу:

- простые: мясопептонный бульон(МПБ), мясопептонный агар (МПА), , питательный желатин,

- сложные - готовят прибавляя к простым средам кровь, сыворотку, углеводы и другие вещества.

- По назначению:

- основные - служат для культивирования большинства патогенных микробов. МПБ, МПА, бульон и агар Хоттингера, пептонная вода.

- специальные - служат для выделения и выращивания микроорганизмов, не растущих на простых средах.

- селективные (избирательные) - служат для выделения определённого вида микробов, росту которых они благоприятствуют, задерживая или подавляя рост сопутствующих микроорганизмов. Среды становятся селлективными при добавлении к ним определённых антибиотиков, солей, изменения pH. Жидкие элективные среды называют средаминакопления.

- дифференциально-диагностические - позволяют отличить один вид микробов от другого по ферментативной активности.

- консервирующие - предназначены для первичного посева и транспортировки исследуемого материала. [2]

Приготовление сред

Посуда для приготовления сред

Посуда для приготовления сред не должна содержать посторонних веществ, например щелочей, выделяемых некоторыми сортами стекла, или окислов железа, которые могут попасть в среду при варке её в ржавых кастрюлях. Лучше пользоваться стеклянной, эмалированной или алюминиевой посудой.

Сырьё

Исходным сырьём для приготовления большинства сред служат продукты животного и растительного происхождения, а также готовые полуфабрикаты.

Этапы приготовления

1. варка: среды варят на открытом огне, водяной бане, автоклаве или варочных котлах.

2. установление pH: ориентировочно производят с помощью индикаторной бумаги, для точного определения пользуются потенциометром или компаратором. При стерилизации pH снижается на 0,2, поэтому сначала готовят более щелочной раствор.

3. осветление производят, если при варке среды мутнеют или темнеют. Для этого используют белок куриного яйца или сыворотку крови.

4. фильтрация жидких и расплавленных желатиновых сред производят через влажный бумажный или матерчатый фильтры. Фильтрация агаровых сред затруднена - они быстро застывают. Обычно их фильтруют через ватно-марлевый фильтр.

5. разливают среды не более чем на ? емкости, так как при стерилизации могут намокнуть пробки и среды утратят стерильность.

6. стерилизация: режим стерилизации зависит от состава среды и указан в её рецепте.

7. контроль

- для контроля стерильности среды ставят на 2 суток в термостат, после чего их просматривают.

- химический контроль окончательно устанавливает pH, содержание общего и амминого азота, пептона, хлоридов.

- для биологического контроля несколько образцов среды засевают специально подобранными культурами, и по их росту судят о питательных свойствах среды. [4]

Стерилизация питательных сред и аппаратура

Автоклавирование питательных сред для выращивания культур тканей проводят после их разлива в пробирки или колбы под давлением 0.7-0.8 атм. при температуре 115-120оС в течение 15 - 30 минут, в зависимости от объема среды. Если в результате стерилизации среда помутнела, следовательно, неправильно выбран режим стерилизации.

При выделении микроорганизмов и сохранении чистых культур необходимо, чтобы среда не содержала никаких посторонних микробов, что достигается обеспложиванием или стерилизацией. Стерилизуют как среды, так и материалы, инструменты, аппараты, которыми пользуются при работе.

Стерилизация бывает:

- физическая

- химическая

Физическая стерилизация подразделяется на термическую и холодную. Термическая стерилизация - стерилизация под действием высоких температур, вызывающих денатурацию клеточных белков, разрушающих осмотический барьер клеток, нарушающих равновесие ферментативных реакций, что приводит к гибели клетки. Термическая стерилизация осуществляется различными способами:

1. Прокаливание в пламене горелки. Так стерилизуют бактериальные петли, иглы, кончики пинцетов, горлышки колб и пробирок, ватные пробки (кратковременно)

2. Кипячение. Производят в стерилизаторе. Стерилизуют шприцы, ножницы, скальпели, пинцеты, резиновые перчатки и резиновые пробки.

3. Стерилизация сухим жаром. Осуществляется в сушильных шкафах горячим воздухом чаще всего стерилизуют стеклянную посуду.

4. Стерилизация влажным жаром (текучим паром). Производится в аппарате Коха или в автоклаве при открытом выпускном кране. Таким образом, стерилизуют питательные среды, свойства которых изменяются при температурах выше 100С. Обработку материала текучим паром используют для проведения дробной стерилизации (тиндализации) - трехкратной обработки питательной среды влажным жаром в течение одного часа при температуре 70 - 80?С интервалами 24 ч., во время которых поддерживается температура, благоприятная для прорастания спор. Проросшие из спор вегетативные клетки быстро погибают при очередном нагревании.

5. Стерилизация влажным жаром под давлением (автоклавирование).

Наиболее надежный и чаще всего применяемый способ стерилизации питательных сред. Основан на нагревании материала насыщенным водяным паром при давлении выше атмосферного. Время стерилизации 10 - 45 мин.

6. Неполная стерилизация (пастеризация). Широко применяется для частичной стерилизации легко портящихся пищевых продуктов (молоко, соки, сиропы). В почвенной микробиологии пастеризуют суспензии почв, чтобы освободить их от вегетативных клеток, но сохранить споры бактерий. Методы холодной стерилизации применяют в тех случаях, когда среды выдерживают нагревание. [5]

Холодная стерилизация включает в себя:

1. Фильтрацию, которая заключается в пропускании жидкостей через специальные фильтры, имеющие мелкопористые перегородки и поэтому задерживающие клетки микроорганизмов. Причем здесь имеет место не только механическая задержка, но и адсорбция микроорганизмов на стенках, ограничивающих поры, вследствие того, что большинство микроорганизмов в водных суспензиях несет на своей поверхности отрицательный заряд, а фильтры изготавливаются из положительно заряженных материалов. Диаметр пор определяет область применения фильтров (фильтрующее и стерилизующее действие). Используют следующие типы фильтров:

- Мембранные фильтры

- Фильтры Зейтца (диски из смеси асбеста с целлюлозой). С увеличением содержания целлюлозы пористость фильтра возрастает.

- Мелкопористые стеклянные фильтры

- Фарфоровые фильтры в виде полых свечей из каолина с примесью кварцевого песка из инфузорной земли.

Фильтр, представляющий собой диск, закрепляется в специальном держателе (стеклянном, металлическом), который вставляется в приемник фильтрата (колба Бунзена). Свечи вставляют непосредственно в резиновую пробку приемника. Перед употреблением фильтры, их держатели и приемник фильтрата должны быть простерилизованы. Обычно фильтрование ускоряется путем создания на фильтре перепада давления, достигаемого либо приложением повышенного давления к находящейся над фильтром жидкости, либо откачиванием воздуха с помощью вакуумного насоса, присоединенного к приемнику фильтрата. Мембранные и асбестовые фильтры рассчитаны на одноразовое использование. Свечи после специальной обработки можно использовать повторно.

2. Стерилизацию облучением, основанную на летальном эффекте, которое оказывают на клетки микроорганизмов ультрафиолетовые, рентгеновские лучи и нейтроны. В лабораторных условиях обычно используют ультрафиолетовые лучи, источником которых являются специальные бактерицидные лампы. Излучателем в них служит электрическая дуга, возникающая в парах ртути низкого давления и испускающая линейчатый спектр в ультрафиолетовой области с длиной волны 260 нм. Бактерицидные лампы используют для частичной стерилизации открытых поверхностей и воздуха. Применение ультрафиолета ограничено из-за его малой проникающей способности. Вегетативные формы бактерий более чувствительны к УФ-облучению, чем споры.

3. Стерилизацию ультразвуком, создаваемым в жидкостях при помощи вибрирующих никелевых или кварцевых дисков. Разрушение клеток при ультразвуковом воздействии обусловлено возникновением вторичных явлений - кавитации. В результате действия звуковой волны высокой частоты образуются разрывы в жидкости, которые затем образуют пузырьки. При их захлопывании идет сильная гидравлическая волна, достигающая 10 атм., что приводит к механическому разрушению клеток. Бактерицидный эффект ультразвука снижается, если подавляется кавитация (разрыв жидкости), что происходит при дегазации, погружении объекта в гель или другую вязкую среду. Бактерицидный эффект ультразвука напротив усиливается при насыщении озвучиваемой эмульсии углекислотой, азотом, кислородом, воздухом, так как это усиливает кавитацию. К ультразвуку чувствительны все микроорганизмы, в том числе и споровые. Но по степени чувствительности они значительно отличаются. Химическая стерилизация представляет собой удаление или разрушение микроорганизмов, находящихся на неживых объектах или поверхностях, с помощью химических агентов, получивших название дезинфицирующих веществ. В качестве дезинфицирующих агентов применят галогены и их производные, фенольные соединения, спирты, микробоцидные газы. Для консервации питательных сред, вакцин и сывороток используют хлороформ, толуол, эфир, формалин и др.

В настоящее время доминирует термический метод стерилизации питательных сред. Холодная стерилизация применяется для термолабильных компонентов. Эти среды не должны содержать нерастворимых веществ. Наиболее часто применяемая принципиальная схема стерилизации включает подогрев среды острым паром с последующим ее выдерживанием при нужной температуре и охлаждением. [3]

Время стерилизации среды регулируют путем изменения длины труб или количества пластинчатых теплообменников, температуру - подачей пара на подогрев. Для сред, содержащих термолабильные компоненты, необходимое время выдержки составляет иногда 18-20 мин при сравнительно низкой температуре, что трудно реализовать в проточных выдерживателях. Например, при производстве кормового лизина в этом случае применяются многокорпусные объемные выдерживатели с перемешиванием при передаче среды последовательно из корпуса в корпус.

Контрольно-измерительная и управляющая аппаратура линии стерилизации размещена на отдельном пульте управления или на общем пульте цеха ферментации.

Посевные питательные среды рекомендуется стерилизовать, а иногда приготавливать непосредственно в посевных ферментаторах. Последнее упрощает аппаратуру и уменьшает вероятность получения нестерильной культуры.

Стерилизация питательной среды для периодического процесса главной ферментации решается по-разному. Непрерывная стерилизация вне аппарата обеспечивает экономию тепла и минимум термической экспозиции питательных компонентов, хотя технически сложно осуществима и связана с повышенной вероятностью нестерильных операций, особенно на средах с нерастворимыми компонентами. Второй вариант - подача среды, нагретой до температуры стерилизации, в рабочие ферментаторы с последующей ее выдержкой и охлаждением в аппарате - более простой и надежный в отношении гарантий стерильности. Расход тепловой энергии и вероятность ухудшения свойств среды в результате длительного термического воздействия в этом случае возрастают.

При синтезе вторичных продуктов нередко необходимы более концентрированные среды для подпитки. Их стерилизация в принципе не отличается от таковой для основных сред. Однако обычно верхний предел допустимого содержания в них сухих веществ все же определяется техническими параметрами линии стерилизации, а температура стерилизации и время выдержки - составом среды, Линии стерилизации сред для непрерывных процессов не отличаются от таковых для периодических.

В настоящее время стерильные сыпучие питательные среды реально используются при производстве ферментов/

Анализ методов стерилизации и используемых при этом стерилизантов

Самым распространенным в мире способом стерилизации является паровая стерилизация. Данный метод высокоэффективен, экономичен и приемлем для большинства медицинских изделий. По данным статистики, 75% общего объема госпитальной стерилизации в мире приходится на паровой метод.

В России все еще широко используется воздушная, или сухожаровая, стерилизация. В развитых странах высокая энергопотребляемость, отсутствие надежных методов упаковки и высокая температура воздействия свели применение данного метода к единичным случаям. [6]

Оба метода используют рабочую температуру рабочего цикла от 121° до 180°С, что вызывает термическое повреждение термочувствительных материалов (пластики, оптика, электронные блоки). Поэтому, в связи с развитием современных медицинских технологий и широким внедрением в практику здравоохранения высокоточных инструментов и сложного дорогостоящего оборудования, возникла необходимость в щадящих низкотемпературных методах стерилизации.

В мировой практике встречаются 3 основных метода низкотемпературной стерилизации: газовый этиленоксидный, газовый формальдегидный и плазменный.

Формальдегид нашел широкое применение в качестве стерилизанта высокого уровня с использованием специальных камер. Для стерилизации же он не является самым удачным выбором. Низкая проникающая способность формальдегида приводит к тому, что данный метод требует применения рабочей температуры в пределах 65 - 80°С, и многие специалисты вообще не считают этот метод низкотемпературным. Для формальдегида имеются существенные ограничения в отношении стерилизации полых изделий, изделий с отверстиями и каналами. Весьма существенно, что для формальдегида не разработано нейтрализаторов и полного мониторинга процесса стерилизации.

Таблица 1 -Преимущества и недостатки различных методов стерилизации

Метод	Преимущества	Недостатки
Паровая стерилизация	Наиболее распространенный метод стерилизации в стационарах. Безопасен для окружающей среды и персонала. Короткая экспозиция. Не обладает токсичностью. Низкая стоимость. Не требует аэрации.	Качество стерилизации может быть нарушено при неполном удалении воздуха, повышенной влажности материалов и плохом качестве пара. Могут повреждаться изделия, чувствительные к действию температуры и влажности.
Воздушная стерилизация	Низкие коррозийные свойства. Глубокое проникновение в материал. Безопасен для окружающей среды. Не требует аэрации.	Длительная экспозиция. Очень высокая энергопотребляемость. Могут повреждаться термочувствительные изделия.
Стерилизация окисью этилена	Проникновение в упаковочные материалы и пластиковые пакеты. Можно использовать для стерилизации большинства медицинских изделий. Прост в обращении и контроле.	Требуется время для аэрации. Маленький размер стерилизационной камеры. Окись этилена токсична, является вероятным канцерогеном, легко воспламеняется.
Стерилизация плазмой перекиси водорода	Низкотемпературный режим. Не требует аэрации. Безопасен для окружающей среды и персонала. Конечные продукты нетоксичны. Прост в обращении, работе и контроле.	Нельзя стерилизовать бумажные изделия, белье и растворы. Маленький размер стерилизационной камеры. Нельзя стерилизовать изделия с длинными или узкими внутренними каналами. Требуется синтетическая упаковка.
Стерилизация парами раствора формальдегида	Пожаро- и взрывобезопасен. Можно использовать для стерилизации большинства медицинских изделий.	Необходимость отмывания поверхности от остатков формальдегида. Обладает токсичностью и аллергенностью. Длительная экспозиция. Длительная процедура удаления формальдегида после стерилизации.

Стерилизация паром под давлением является наиболее универсальным методом. Она реализуется с помощью специального устройства -- парового стерилизатора. стерилизация питательный медицинский инструмент

Выбор режима стерилизации определяется видом материала.

Воздушный метод стерилизации используется в случае, если обработке подвергаются изделия или материалы, которые нельзя стерилизовать паром, например, масла, порошки, а также изделия, выполненные из коррозирующих металлов, стекла и термостойких пластиков. Весь цикл работы стерилизатора включает время на разогрев стерилизатора, время на стерилизацию аппарата и обычно составляет 2-4 часа в зависимости от объема стерилизационной камеры и количества стерилизуемых изделий.

В воздушные стерилизаторы разрешается укладывать только чистые и сухие изделия, причем последние либо помещаются в металлические контейнеры, либо упаковываются в пакеты из крафт-бумаги.

Швы на бумажных пакетах заклеивают клеем, состоящим из 10%-го поливинилового спирта или 5%-го крахмала. В упаковке из бумаги время хранения стерильных изделий составляет не более 3-х суток. Изделия, простерилизованные без упаковки, должны быть использованы непосредственно после стерилизации. [6]

Контроль за проведением стерилизации предусматривает проведение контроля режимов стерилизации и контроль стерильности изделия. Наиболее достоверно оценить эффективность работы стерилизатора позволяет бактериологический метод. Химические методы стерилизации в лабораторной практике используются крайне редко, т. к. стерилизация растворами в условиях лаборатории нетехнологична. Простерилизованное изделие необходимо отмывать от стерилизанта большими объемами стерильной воды в асептических условиях, а сроки хранения стерильных изделий, перенесенных после обработки в заранее простерилизованные емкости, невелики (не более 3 суток).

Одним из наиболее распространенных методов стерилизации является паровой метод, который еще называют автоклавированием. Чтобы автоклавирование происходило надлежащим образом, необходимо строго соблюдать правила подготовки биксов и их правильной загрузки. Внутреннюю поверхность бикса предварительно обрабатывают раствором спирта, после чего на дне располагают простыню, чтобы была возможность ее концами накрыть содержимое бикса.

После этого в бикс закладывают инструменты, предварительно завернутые в полотенце или пленку. После того, как бикс загружен, внутри дополнительно размещают пять индикаторов для дополнительного непрямого контроля стерильности. Затем на крышку бикса помещают бирку, которая свидетельствует о виде материала и лечебном отделении, для которого производится стерилизация инструментов. Наконец, крышку бикса герметично закрывают и, если используют бикс старого образца, необходимо еще и сдвинуть металлическую ленту-пояс. [7]

Это позволяет открыть окна на его стенках, которые после завершения стерилизации нужно закрывать. После завершения стерилизации, на бирке, которая крепится к крышке бикса, медсестра, которая проводила стерилизацию, должна поставить дату проведения стерилизации и подпись. Разные типы биксов могут обеспечить успешное автоклавирование для разных типов материалов.

Следующим методом стерилизации является воздушный. Данный метод предусматривает использование крафт-пакетов, которые затем укладывают в сухожаровой шкаф. Для начала в крафт-пакеты закладывают инструменты, которые предварительно прошли дезинфекцию и предстерилизационную очистку. После всех этих процедур крафт-пакет нужно заклеить по верхней кромке, другой вариант - зафиксировать скрепками. Как и в предыдущем методе, на крафт-пакетах указывают содержимое, а также медсестра ставит дату процедуры и подпись. Все изделия, которые необходимо простерилизовать, нужно разложить на металлической сетке. Для непрямого контроля также раскладывают пять индикаторов, 4 из которых помещают по углам, а пятый укладывают в центре сетки.

Химический метод стерилизации необходимо осуществлять в стерильных условиях. Чтобы осуществлять химическую стерилизацию, помещение, где она проводится, обязательно должно быть оснащено вытяжным шкафом. Также в этом помещении обязательно должен быть установлен бактерицидный облучатель. Предъявляются определенные требования также и к защитной одежде медсестры. Она должна проводить стерилизацию в стерильной спецодежде, перчатках и, что не менее важно, в респираторе. [8]

Перейдем непосредственно к описанию химического метода стерилизации. Прежде всего, в специальную емкость, в которой расположен стерилизант, погружают изделия медицинского назначения, которые нуждаются в стерилизации. Они должны предварительно пройти дезинфекционную обработку и предстерилизационную очистку. Затем крышку емкости плотно закрывают, а в журнале отмечают время начала стерилизации. После того, как процедура стерилизации завершается, все медицинские изделия извлекают из химического раствора с применением стерильных пинцетов. Затем все медицинские изделия перекладывают в другую стерильную емкость, в которой располагается стерильная вода. Их всех промывают, просушивают и перекладывают в бикс со стерильной пеленкой. Время, когда завершилась стерилизация медицинских инструментов, также необходимо занести в журнал.

Современные методы стерилизации

К современным методам стерилизации по праву можно отнести гласперленовый метод предназначен для быстрой стерилизации небольших цельнометаллических инструментов, не имеющих полостей, каналов и замковых частей. Метод крайне прост - инструмент погружается в среду мелких стеклянных шариков, нагретых до температуры 190 - 2900 С (таким образом, чтобы над рабочей поверхностью инструмента оставался слой шариков не менее 10 мм) на 20 - 180 секунд, в зависимости от размера и массы инструмента.

Этот метод используется, в основном, стоматологами для экспресс-стерилизации мелких инструментов - боров, пульпоэкстракторов, корневых игл, алмазных головок и др., а также рабочих частей более крупных - зондов, гладилок, экскаваторов, шпателей и т.д. Так же можно стерилизовать акупунктурные иглы. [7]

Преимущества метода - короткое время стерилизации и отсутствие расходных материалов.

Для термолабильных медицинских изделий (эндоскопы и принадлежности к ним, диализаторы, катетеры и т.п.) наиболее приемлемым является метод газовой стерилизации. Для этого используются химические соединения, обладающие безусловным спороцидным действием: окись этилена, бромистый метил, смесь окиси этилена и бромистого метила (смесь ОБ) и формальдегид. Несмотря на то, что окись этилена является токсическим веществом (при однократном воздействии проявляет себя как малоопасное вещество 4-го класса опасности, при постоянном воздействии - как вещество 2-го класса опасности), она чрезвычайно популярна в качестве стерилизующего агента. Однако, ее токсичность вынуждает проводить дегазацию стерильных изделий (с дожиганием выделяющейся окиси этилена - она весьма горюча).

Газовая стерилизация - метод значительно более сложный, чем традиционные методы стерилизации паром и горячим воздухом. При этом необходимо на строго определенном уровне поддерживать температуру, влажность, концентрацию стерилизующего газа, давление и экспозицию.

Самым известным этиленоксидным стерилизатором является установка "Комбимат" . Стерилизация проводится при температуре 42 - 550 С за 60 - 90 минут. Результат практического использования показывает значительное превосходство этиленоксидного метода стерилизации над альтернативными в универсальности, экономичности, ремонтопригодности и технической обеспеченности.

Стерилизация термолабильных изделий формальдегидом стоит на втором месте после этиленоксида. Оптимальный диапазон температуры при формальдегидной стерилизации должен быть 60 - 800 С, давление - от 0,25 до 0,475 бар, при концентрации формальдегида от 8 до 15 мг/л.

Так называемая плазменная стерилизация, действующим стерилизантом которой являются пары перекиси водорода в сочетании с низкотемпературной плазмой, представляющей собой продукты распада пероксида водорода (гидроксильные группы ОН, ООН), образующиеся под воздействием электромагнитного излучения с выделением видимого и ультрафиолетового излучения, в настоящее время находится в стадии становления и, возможно, со временем получит определенное распространение в учреждениях здравоохранения. Пероксид водорода и плазма не обладают такими проникающими способностями, как этиленоксид, но имеют большое преимущество - распадается на нетоксичные продукты - воду и кислород, не оказывая вредного воздействия на окружающую среду.

Стерилизация проводится при температуре 46 - 500 С за 54 - 72 минуты. На сегодняшний день отсутствуют общепризнанные международные стандарты для данного метода. Имеются определенные ограничения в отношении стерилизации материалов, содержащих целлюлозу и каучук.

Высокая стоимость оборудования и расходных материалов сужает спектр применения данного метода стерилизации. Кроме того, стерилизация полых многоканальных изделий требует применения дополнительных расходных приспособлений, еще более увеличивающих стоимость цикла стерилизации.

Один из самых высоких потенциалов окисления имеет озон. Именно поэтому он уже давно привлекает внимание специалистов, занимающихся проблемами стерилизации. В течение многих лет озон используется для обеззараживания питьевой воды и воздуха, и лишь только недавно он был предложен для стерилизации в медицине. Стерилизация производится озоно-воздушной смесью, продуцируемой генератором озона из атмосферного воздуха. Однако, окислительная способность озона и ограничивает его спектр применения. При контакте с ним могут повреждаться изделия из стали, меди, резины и др. Кроме того, озон токсичен, а имеющиеся сегодня аппараты не позволяют обезопасить персонал от контакта с ним. Немаловажным обстоятельством является то, что повторяемость метода до сих пор под вопросом. Для контролирования процесса существуют только индикаторы первого класса (свидетели процесса).[9]

Стерилизантом при радиационной стерилизации является проникающее гамма- или бета-излучение. Наиболее широко используется гамма-излучающий изотоп кобальта-60, реже изотоп цезия-137, в связи с его низким уровнем энергии и излучения. Бета-излучающие изотопы используются вообще крайне редко, так как бета-излучение обладает гораздо меньшей проникающей способностью.

Эффективность радиационной стерилизации зависит от общей дозы излучения и не зависит от времени. Средняя летальная доза для микроорганизмов всегда одинакова, проводится ли облучение при низкой интенсивности в течение длительного промежутка времени или недолго при высокой интенсивности излучения. Доза 25 кГр (2,5 Мрад) надежно гарантирует уничтожение высокорезистентных споровых форм микроорганизмов.

Радиационная стерилизация обладает рядом технологических преимуществ: высокая степень инактивации микроорганизмов, возможность стерилизации больших партий материалов, автоматизация процесса, возможность стерилизации материалов в любой герметичной упаковке (кроме радионепрозрачной). Немаловажным обстоятельством является то, что температура стерилизуемых изделий в ходе стерилизации не повышается.



Заключение

Подводя итоги, следует отметить следующее. Уничтожение микроорганизмов физическими и химическими методами, которые используются при стерилизации медицинских изделий, подчиняется экспоненциальному закону. Это означает, что неизбежно имеется конечная вероятность того, что микроорганизм может выживать независимо от степени проведенной обработки. Для конкретной обработки вероятность выживания определена количеством и типами микроорганизмов и условиями их существования до и во время обработки. Следовательно, стерильность любого изделия в ряду изделий, подвергнутых стерилизации, может выражаться только в терминах вероятности существования нестерильного изделия. В качестве стерилизантов используют насыщенный высокотемпературный водяной пар (стерилизация паром), сухой горячий воздух (стерилизация жаром), химические вещества (стерилизация химическая), газ (стерилизация газовая), реже используют ионизирующие излучения (лучевая стерилизация), фильтрование через мелкопористые фильтры (механическая стерилизация), многократное прогревание жидкостей на водяной бане при 100 0С (дробная стерилизация) или 56С (тиндализация).



Список использованной литературы

1. ГОСТ Р ИСО 11135-2000 (Введен постановлением госстандарта РФ ОТ 27.10.2000 №279-СТ) "Валидация и текущий контроль стерилизации оксидом этилена.

2. Абрамова И.М. Пути оптимизации способов и средств предстерилизационной очистки, стерилизации и методов их контроля // Актуальные проблемы дезинфектологии в профилактике инфекционных и паразитарных заболеваний. Материалы Всероссийской научной конференции, посвященной 100-летию со дня рождения В.И.Вашкова / Под ред. М.Г.Шандалы. - М: ИТАР-ТАСС, 2002. -С. 31-37.

3. Методические рекомендации по организации централизованных стерилизационных в лечебно-профилактических учреждениях. Утверждены Минздравом СССР 21.12.1989 г., №15-6/8.- М., 1989. -322 с.

4. Основы инфекционного контроля: Практическое руководство/ Американский международный союз здравоохранения. Пер. с англ., 2-е изд. - М.: Альпина Паблишер, 2003. - 478 с.

5. Рамкова Н.В. Разработка условий стерилизации изделий медицинского назначения. Дезинфекция и стерилизация. Перспективы развития. Материалы Всесоюзной научной конференции. Волгоград, 1983.-С. 109-110.

6. Рубан Г.И. Совершенствование стерилизационного дела в медицинских учреждениях: Автореф. дисс. канд. мед. наук., М., 1983.-182 с.

7. Руководство по инфекционному контролю в стационаре. Пер.с англ. / Под ред. Р.Венцеля, Т.Бревера, Ж-П.Бутцлера. - Смоленск: МАКМАХ, 2003. - 272с.

8. Шандала М.Г. Дезинфектология как научная специальность // Дезинфекционное дело.- 2004. - № 4. - С. 25-27.

9. 1. М.С. Поляк, В.И. Сухаревич, М.Э. Сухаревич «Питательные среды для медицинской микробиологии»

Размещено на Allbest.ru

...