Поведенческие и нейрохимические аспекты взаимодействия антидепрессантов и непредсказуемого хронического умеренного стресса

Рис. 3 Влияние амитриптилина (10 мг/кг) и флуоксетина (20 мг/кг) на содержание ДА (А), ДОФУК (Б), ДОФУК/ДА (В), ГВК (Г), ГВК/ДА (Д), 3-МТ (Е)

в головном мозге мышей в условиях НХУС. x - p < 0.05; хх - p < 0.01 по сравнению с группой без стресса. *; **; *** - p < 0.05, p < 0.01, p < 0.001 по сравнению с НХУС. #; ##; ### - p < 0.05, p < 0.01, p < 0.001 по сравнению с однократным введением

Рис. 4 Влияние амитриптилина (10 мг/кг) и флуоксетина (20 мг/кг) на содержание 5-НТ (А), 5-ОИУК (Б), 5-ОИУК/5-НТ (Б) в головном мозге мышей в условиях НХУС. хх, ххх p < 0.01, p < 0.001 по сравнению с группой без стресса. *; **; *** p < 0.05, p < 0.01, p < 0.001 по сравнению с НХУС. #; ## p < 0.05, p < 0.01 по сравнению с однократным введением

Нейрохимические изменения

Изменения в содержании моноаминов и их метаболитов в мПФК, полосатом теле, гипоталамусе и гиппокампе представлены на рис. 2, 3 и 4. Наиболее значимым было уменьшение 5-НТ (на 31.4%, p < 0.01) и его обмена (на 67.9%, p < 0.001) в гиппокампе; увеличение уровня НА в гипоталамусе (на 33.7%, p < 0.05) и уменьшение соотношения ДОФУК/ДА в гиппокампе (на 49.5%, p < 0.05) у мышей, подвергавшихся НХУС по сравнению с животными контрольной группы. Однократное и хроническое введение изучаемых антидепрессантов в условиях НХУС характеризовалось тенденцией к увеличению уровня 5-НТ и уменьшению его обмена в гиппокампе по сравнению с группой НХУС. Хроническое введение амитриптилина и флуоксетина приводило к увеличению уровня НА в гипоталамусе (на 39.5 и 39.6% соответственно; p < 0.001) и соотношения ДОФУК/ДА в гиппокампе (на 150 и 133% соответственно; p < 0.05) по сравнению с группой НХУС. Хронические введение флуоксетина также сопровождалось увеличением соотношения ДОФУК/ДА в мПФК (на 140%, p < 0.001).

2. ОБСУЖДЕНИЕ

НХУС приводил к усилению депрессивно-подобного поведения, что согласуется с данными других исследований и наблюдается также при субхроническом введении кортикостерона [7, 9, 18]. Вызванные НХУС нейрохимические изменения наблюдали во всех изученных структурах, но для каждой из них был характерен свой профиль. Так, в мПФК регистрировали лишь увеличение уровня 5-HT, в гипоталамусе наблюдали увеличение содержания и НА, и 5-HT, в полосатом теле рост концентраций 5-HT при снижении его обмена. В гиппокампе мышей, подвергнутых НХУС, наблюдали снижение содержания и метаболизма 5-HT, снижение метаболизма ДА, определяемого по обороту ДОФУК, а также увеличение содержания другого метаболита 3-МТ, отражающего снижение функции транспортера дофамина.

Таким образом, наиболее существенные изменения в содержании и метаболизме моноаминов при депрессивно-подобных реакциях мышей наблюдали в гиппокампе. Обращает на себя внимание то, что увеличение уровня 5-НТ регистрировали во всех структурах, кроме гиппокампа, где уровень 5-НТ был снижен, что ранее наблюдали и при хроническом шумовом [19] и иммобилизационном [20] стрессах. В ряде работ отмечено не увеличение уровней 5-НТ после НХУС [21-24], а его уменьшение, включая эксперименты, где плавательный стресс был одним из компонентов процедуры хронического стресса [22-24]. Это противоречие можно объяснить использованием в упомянутых работах мышей с генетическим дефицитом и тем, что плавательный стресс не был последней процедурой перед оценкой содержания уровней моноаминов, в то время как в нашем исследовании мышей декапитировали через 30 мин после «вынужденного плавания». Вместе с тем, однократное и повторное воздействие плавательного стресса приводит к повышению внеклеточных концентраций 5-НТ и 5-ОИУК в различных структурах головного мозга грызунов [25-28], а различные острые стрессоры (электрошок, сдавливание хвоста и т.д.) приводят к увеличению активности 5-НТ в нейронах ядер среднего мозга и повышению уровней 5-НТ в миндалевидном теле, мПФК, ядрах шва, гиппокампе [29]. По-видимому, наблюдаемый нами ответ гиппокампа на плавательный стресс, последний в батарее непредвиденных стрессовых факторов, совпадал с реакцией на хронический стресс и характеризовался истощением 5-НТ. Эти результаты согласуются с данными об увеличении активности МАО-А и истощении 5-НТ после процедуры НХУС, а также с уменьшением 5-ОИУК в спинномозговой жидкости пациентов с депрессией [29].

Эти нейрохимические изменения в серотонинергической системе могут быть связаны с влиянием процедуры хронического стресса на процессы взрослого нейрогенеза в гиппокампе. При изучении взаимодействия нейрогенеза и стресса [30] установили, что процедура НХУС (в течение 14 последовательных дней) приводила к уменьшению числа даблкортин-позитивных клеток в дорсальном и вентральном гиппокампе и увеличению концентрации кортикостерона в плазме крови крыс. Более того, эти изменения коррелировали с усилением тревожных реакций. Показано также уменьшение выживания новообразованных нейронов в гиппокампе и субвентрикулярной зоне после НХУС [31].

5-НТ играет важную роль в поддержании гомеостаза, в то время как его истощение коррелирует с симптоматикой тревожных и депрессивных расстройств. При этом известно, что 5-НТ вносит значительный вклад в регуляцию процессов взрослого нейрогенеза в гиппокампе [32]. Получены доказательства модуляторной роли 5-НТ в процессах нейрогенеза в гиппокампе, основанные на фармакологических манипуляциях с 5-НТ нейронами ядер шва и ингибированием синтеза 5-НТ в ЦНС [33, 34]. Ингибирование синтеза 5-НТ приводило к снижению пролиферации и выживания прогениторных клеток гиппокампа и уменьшению числа даблкортин-позитивных клеток в нейрогенной нише в гиппокампе [34]. Разрушение 5-НТ нейронов в ядрах шва сопровождалось уменьшением числа вновь образованных гранулярных клеток, меченных бромдезоксиуридином, в зубчатой извилине гиппокампа [33]. Наконец, большое количество 5-НТ рецепторов вовлечено в прямую и непрямую регуляцию различных стадий взрослого нейрогенеза в зубчатой извилине гиппокампа [32].

Мы предполагаем существование корреляции между наблюдаемым избирательным уменьшением уровней 5-НТ в гиппокампе и депрессивно-подобным поведением мышей в тесте «вынужденное плавание» при НХУС. Возможно, концентрация 5-НТ в гиппокампе может служить интегративным нейрохимическим маркером интенсивности пролиферативной стадии нейрогенеза при стрессе разной продолжительности.

Нами выявлено повышение уровней НА в гипоталамусе после НХУС. Увеличение концентрации и метаболизма НА отмечали после 14-дневного [21, 35], но не 54-60-дневного НХУС [36, 37]. Мы предполагаем, что увеличение уровней НА в гипоталамусе можно рассматривать как ответ на хронический стресс, и эти изменения могут указывать на активацию адаптивных механизмов, поддерживающих нейрогенез. Увеличение уровней НА после непродолжительной процедуры НХУС (2-4 недели) совпадает по времени с другим процессом, а именно с пролиферацией стволовых клеток во взрослом гиппокампе [38-40]. Известно, что прямая стимуляция Я3-адренорецепторов приводит к росту числа пролиферирующих клеток в гиппокампе [41]. Кроме того, это согласуется с возможным участием гипоталамуса в регуляции процессов нейрогенеза [42, 43]. Таким образом, эти факты могут указывать на взаимосвязь между повышением концентрации НА в гипоталамусе и активацией адаптивных механизмов в ЦНС, которые могут истощаться после длительного (4 недели и более) воздействия стресса.

Обращает на себя внимание то, что НХУС не влиял значимо на концентрации дофамина и его метаболитов ни в одной из анализируемых структур, за исключением многократного увеличения 3-МТ и селективного снижения обмена ДОФУК/ДА в гиппокампе.

Антидепрессивные свойства и амитриптилина, и флуоксетина проявлялись и после однократного, и после хронического введения независимо от стресса, но имели некоторые особенности. Так, восстановление клаймбинга наблюдали при однократном введении амитриптилина, но не флуоксетина. При хроническом применении трициклического антидепрессанта этот эффект усиливался.

Выявлены следующие нейрохимические эффекты антидепрессантов: 1) антагонистические по отношению к НХУС эффекты; 2) усиление изменений, обусловленных НХУС; 3) влияние на параметры, не измененные самой процедурой стресса, и 4) эффекты, наблюдаемые при хроническом, но не однократном введении. Как упоминалось ранее, НХУС снижает соотношение ДОФУК/ДА в гиппокампе более чем в 3 раза по сравнению с нестрессированными животными. Хроническое (но не однократное) введение и амитриптилина, и флуоксетина восстанавливало этот параметр до контрольных значений, применение обоих антидепрессантов приводило к еще большему по сравнению с НХУС увеличению содержания НА в гипоталамусе. Хроническое введение флуоксетина стрессированным мышам повышало также концентрации НА в префронтальной коре, что согласуется с выводами R. Xue и соавт. [44].

Выявлено изменение содержания серотонина во всех изученных структурах под влиянием НХУС, однако однократное или длительное применение антидепрессантов не влияло на содержание серотонина. Вместе с тем, флуоксетин, но не амитриптилин, снижал не измененную НХУС концентрацию метаболита серотонина в гипоталамусе и полосатом теле, обмен серотонина в гипоталамусе, а также усиливал влияние НХУС на обмен серотонина в гиппокампе и полосатом теле, что согласуется со способностью антидепрессанта селективно влиять на переносчик серотонина. Флуоксетин, но не амитриптилин, при однократном, но не хроническом, введении отменял влияние НХУС на содержание метаболита ДА 3-МТ.

Таким образом, поведенческие эффекты, наблюдаемые при однократном и длительном применении антидепрессантов у мышей в условиях НХУС, сопряжены с изменениями в содержании и метаболизме моноаминов. Однако общее свойство флуоксетина и амитриптилина, способность при хроническом введении восстанавливать соотношение ДОФУК/ДА до контрольных значений и потенцировать увеличение содержания НА в гипоталамусе, позволяет именно эти нейрохимические изменения рассматривать в качестве субстрата антидепрессивного эффекта препаратов в тесте «вынужденного плавания».

Известно, что антидепрессанты способны в 2-4 раза увеличивать количество митозов в субгранулярной зоне зубчатой фасции гиппокампа [32, 45]. Аналогичное действие оказывает острый стресс [46], в то время как хронический стресс приводит к уменьшению числа митозов прогениторных клеток [30, 31].

Процедура 28-дневного НХУС статистически значимо снижала соотношение ДОФУК/ДА в гиппокампе и тенденции к аналогичным изменениям в мПФК. Хроническое, но не однократное, введение флуоксетина и амитриптилина сопровождалось увеличением соотношения ДОФУК/ДА в гиппокампе. Таким образом, увеличение соотношения ДОФУК/ДА в гиппокампе сочетается с антидепрессивным эффектом и усилением нейрогенеза, а уменьшение с развитием депрессивно-подобного поведения и снижением нейрогенеза.

Вышеизложенное позволяет рассматривать соотношение ДОФУК/ДА в качестве маркера процессов нейрогенеза в головном мозге взрослых млекопитающих, однако это требует дальнейших исследований. Так, увеличение этого соотношения может указывать на положительную регуляцию пролиферации клеток-предшественников, в то время как уменьшение этого соотношения может, напротив, указывать на подавление процессов нейрогенеза. Различные воздействия, например ингаляционное введение 1-бромпропана или внутрибрюшинное введение пронейротоксина МФТП, приводили к подавлению взрослого нейрогенеза и одновременному уменьшению обмена ДОФУК/ДА у грызунов [47-49].

Интоксикация 1-бромпропаном связана с развитием депрессивно-подобного поведения и нарушением когнитивных функций у крыс [49]. Показано, что 4-недельное воздействие 1-бромпропана приводило к уменьшению количества бромдезоксиуридинпозитивных клеток в зубчатой извилине гиппокампа и уменьшению экспрессии генов и уровня BDNF в гиппокампе крыс. Таким образом, снижение обмена ДА может свидетельствовать о подавлении взрослого нейрогенеза в гиппокампе в условиях субхронического ингаляционного введения этого нейротоксина.

Однократное введение МФТП может приводить к увеличению соотношения ДОФУК/ДА, уровня 5-НТ и уменьшению соотношения 5-НТ/5-ОИУК в гиппокампе у мышей линии C57BL/6 через 90 мин после введения нейротоксина [48]. Ранее показали, что через несколько дней после однократного введения МФТП наблюдается дегенерация дофаминергических нейронов в черной субстанции [50]. Кроме того, количество бромдезоксиуридин-положительных клеток в субвентрикулярной зоне и обонятельных луковицах уменьшается через 2 дня после введения МФТП [47], в то время как в черной субстанции и гиппокампе наблюдалось усиление нейрогенеза через 10, 15 и 21 день после индуцированного МФТП повреждения у мышей [51, 52]. Экспериментальные данные о полном восстановлении двигательной активности мышей на 7 день после однократного введения МФТП [48] указывают на то, что нейротоксические эффекты МФТП, повидимому, сопровождаются регенеративными процессами и изменениями соотношения ДОФУК/ДА. Это может указывать на индукцию нейрогенеза, что напоминает изменения после хронического введения флуоксетина и амитриптилина в нашей работе.

Кроме того, нашу гипотезу о возможной роли обмена ДА в процессах нейрогенеза во взрослом мозге млекопитающих поддерживают опубликованные данные о различиях во влиянии острого и длительного стресса на оборот дофамина в ЦНС. Увеличение соотношения ДОФУК/ДА в мПФК наблюдали через 30 мин после электрошока конечностей крыс [53]. Однодневное воздействие социального стресса также приводило к увеличению соотношения ДОФУК/ДА в мПФК и прилежащем ядре у мышей, но это соотношение снижалось до исходных значений через 10 дней после стресса [54]. Следует также отметить, что 21-дневный пренатальный стресс приводил к уменьшению соотношения ДОФУК/ДА в гиппокампе крыс, в то время как комбинация стресса и флуоксетина способствовала поддержанию этого параметра на исходном уровне [55]. Мы предполагаем, что острый стресс или однократное введение нейротоксина может стимулировать пул стволовых клеток, необходимый для нивелирования последствий воздействия этих факторов. Однако длительное воздействие повреждающих факторов может привести к снижению нейропротекторных механизмов или толерантности. Хроническое введение флуоксетина, амитриптилина или других антидепрессантов может активировать эти механизмы и способствовать преодолению развившейся толерантности.

Следует отметить, что хроническое введение амитриптилина и флуоксетина способствовало еще большему увеличению содержания НА в гипоталамусе по сравнению с НХУС, подчеркивая возможный вклад реакции на стресс в эффективность антидепрессантов. Обнаружено, что нормальный суточный ритм секреции кортикостерона необходим для реализации стимулирующего влияния флуоксетина на нейрогенез в зубчатой извилине гиппокампа взрослых крыс [56]. Более того, флуоксетин не влиял на пролиферацию нервных стволовых клеток в гиппокампе крыс с адреналэктомией, но ежедневное введение кортикостерона приводило к восстановлению нейрогенного эффекта флуоксетина [56]. Амитриптилин, как и флуоксетин, усиливает пролиферацию только в присутствии дексаметазона или кортизола [45]. Таким образом, эти результаты поддерживают гипотезу о том, что хроническое стрессовое воздействие играет важную роль в реализации эффектов длительного введения амитриптилина и флуоксетина.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Антидепрессивный эффект, наблюдаемый после однократного введения флуоксетина и амитриптилина, совпадал во времени с уменьшением обмена 5-НТ в гиппокампе или с тенденцией к подобным изменениям. Однако хронические введение амитриптилина и флуоксетина приводило к повышению уровней НА в гипоталамусе. Похожий эффект наблюдался и после процедуры НХУС, но был более выражен после хронического введения изучаемых антидепрессантов (по сравнению с группой НХУС). Паттерн нейрохимических изменений после хронического и однократного введения амитриптилина и флуоксетина отличался. По-видимому, обратные НХУС изменения в обмене ДА и 5-НТ, наблюдаемые после хронического введения изучаемых антидепрессантов, коррелируют с данными по нейрогенезу у взрослых млекопитающих. Дальнейшие исследования механизмов, лежащих в основе взаимодействия между хроническим стрессом, моноаминергическими системами и нейрогенезом в гиппокампе, могут решить проблему, связанную с индуцированной стрессом терапевтически резистентной депрессией, и способствовать поиску новых молекулярных мишеней антидепрессантов. *

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

1. El-Hage W., Leman S., Camus V., Belzung C. // Front. Pharmacol. 2013. V. 4. № P. 146.

2. Trivedi M.H., Rush A.J., Wisniewski S.R., Nierenberg A.A., Warden D., Ritz L., Norquist G., Howland R.H., Lebowitz B., McGrath P.J., et al. // Am. J. Psychiatry. 2006. V. 163. № 1. P. 28-40.

3. Young E.A., Altemus M., Lopez J.F., Kocsis J.H., Schatzberg A.F., DeBattista C., Zubieta J.K. // Psychoneuroendocrinology. 2004. V. 29. № 9. P. 1198-1204.

4. Levinstein M.R., Samuels B.A. // Front. Behav. Neurosci. 2014. V. 8. P. 208.

5. Willner P. // Psychopharmacology (Berl.). 1997. V. 134. № 4.P. 319-329.

6. Azpiroz A., Fano E., Garmendia L., Arregi A., Cacho R., Beitia G., Brain P.F. // Psychoneuroendocrinology. 1999. V. 24. № 3.P. 345-361.

7. Darwish I.E., Maklad H.M., Diab I.H. // Int. J. Physiol. Pathophysiol. Pharmacol. 2013. V. 5. № 2. P. 128-136.

8. Hill M.N., Hellemans K.G., Verma P., Gorzalka B.B., Weinberg J. // Neurosci. Biobehav. Rev. 2012. V. 36. № 9. P. 2085-2117.

9. Willner P. // Neuropsychobiology. 2005. V. 52. № 2. P. 90-110.

10. Zhu S., Shi R., Wang J., Wang J.F., Li X.M. // Neuroreport. 2014. V. 25. № 14. P. 1151-1155.

11. Papp M., Gruca P., Lason-Tyburkiewicz M., Willner P. // Psychopharmacology (Berl.). 2016. V. 233. № 7. P. 1235-1243.

12. Papp M., Gruca P., Boyer P.A., Mocaer E. // Neuropsychopharmacology. 2003. V. 28. № 4. P. 694-703.

13. Willner P. // Neurobiol. Stress. 2017. V. 6. P. 78-93.

14. Zhao Q., Wu X., Yan S., Xie X., Fan Y., Zhang J., Peng C., You Z. // J. Neuroinflammation. 2016. V. 13. № 1. P. 259.

15. Kudryashov N.V., Kalinina T.S., Voronina T.A. // Neurosci. Behav. Physiol. 2016. V. 46. № 6. P. 601-605.

16. Kudryashov N.V., Kalinina T.S., Shimshirt A.A., Korolev A.O., Volkova A.V., Voronina T.A. // Behav. Pharmacol. 2018.V. 29. № 4. P. 375-378.

17. Rayevsky K.S., Narkevich V.B., Klodt P.M., Kudrin V.S. // Bull. Exp. Biol. Med. 2012. V. 153. № 5. P. 689-693.

18. Johnson S.A., Fournier N.M., Kalynchuk L.E. // Behav. Brain Res. 2006. V. 168. № 2. P. 280-288.

19. Haider S., Naqvi F., Batool Z., Tabassum S., Perveen T., Saleem S., Haleem D.J. // Sci. Pharm. 2012. V. 80. № 4. P. 1001-1011.

20. Torres I.L., Gamaro G.D., Vasconcellos A.P., Silveira R., Dalmaz C. // Neurochem. Res. 2002. V. 27. № 6. P. 519-525.

21. Patterson Z.R., Ducharme R., Anisman H., Abizaid A. // Eur. J. Neurosci. 2010. V. 32. № 4. P. 632-639.

22. Rasheed N., Tyagi E., Ahmad A., Siripurapu K.B., Lahiri S., Shukla R., Palit G. // J. Ethnopharmacol. 2008. V. 117. № 2.P. 257-262.

23. Vancassel S., Leman S., Hanonick L., Denis S., Roger J.,

Nollet M., Bodard S., Kousignian I., Belzung C., Chalon S. // J. Lipid Res. 2008. V. 49. № 2. P. 340-348.

24. Yalcin I., Coubard S., Bodard S., Chalon S., Belzung C. // Psychopharmacol. (Berl.). 2008. V. 200. № 4. P. 497-507.

25. Miura H., Naoi M., Nakahara D., Ohta T., Nagatsu T. // J. Neural. Transm. Gen. Sect. 1993. V. 94. № 3. P. 175-187.

26. Renard C.E., Dailly E., David D.J., Hascoet M., Bourin M. // Fundam. Clin. Pharmacol. 2003. V. 17. № 4. P. 449-455.

27. Fujino K., Yoshitake T., Inoue O., Ibii N., Kehr J., Ishida J., Nohta H., Yamaguchi M. // Neurosci. Lett. 2002. V. 320. № 1-2. P. 91-95.

28. Linthorst A.C., Penalva R.G., Flachskamm C., Holsboer F., Reul J.M. // Eur. J. Neurosci. 2002. V. 16. № 12. P. 2441-2452.

29. Mahar I., Bambico F.R., Mechawar N., Nobrega J.N. // Neurosci. Biobehav. Rev. 2014. V. 38. P. 173-192.

30. de Andrade J.S., Cйspedes I.C., Abrao R.O., Dos Santos T.B., Diniz L., Britto L.R., Spadari-Bratfisch R.C., Ortolani D., Melo-Thomas L., da Silva R.C., et al. // Behav. Brain Res. 2013. V. 250. P. 81-90.

31. Mineur Y.S., Belzung C., Crusio W.E. // Neuroscience. 2007.V. 150. № 2. P. 251-259.

32. Alenina N., Klempin F. // Behav. Brain Res. 2015. V. 277.P. 49-57.

33. Brezun J.M., Daszuta A. // Hippocampus. 2000. V. 10. № 1.P. 37-46.

34. Jha S., Rajendran R., Davda J., Vaidya V.A. // Brain Res. 2006. V. 1075. № 1. P. 48-59.

35. Sudom K., Turrin N.P., Hayley S., Anisman H. // Neuroimmunomodulation. 2004. V. 11. № 5. P. 341-350.

36. Tannenbaum B., Tannenbaum G.S., Sudom K., Anisman H.// Brain Res. 2002. V. 953. № 1-2. P. 82-92.

37. Tannenbaum B., Anisman H. // Biol. Psychiatry. 2003. V. 53. № 4. P. 292-303.

38. Hodge R.D., Kowalczyk T.D., Wolf S.A., Encinas J.M., Rippey C., Enikolopov G., Kempermann G., Hevner R.F. // J. Neurosci. 2008. V. 28. № 14. P. 3707-3717.

39. Kempermann G., Jessberger S., Steiner B., Kronenberg G. // Trends Neurosci. 2004. V. 27. № 8. P. 447-452.

40. Perederiy J.V., Luikart B.W., Washburn E.K., Schnell E., Westbrook G.L. // J. Neurosci. 2013. V. 33. № 11. P. 4754-4767.

41. Jhaveri D.J., Mackay E.W., Hamlin A.S., Marathe S.V., Nandam L.S., Vaidya V.A., Bartlett P.F. // J. Neurosci. 2010.V. 30. № 7. P. 2795-2806.

42. Paul A., Chaker Z., Doetsch F. // Science. 2017. V. 356.№ 6345. P. 1383-1386.

43. Yoo S., Blackshaw S. // Prog. Neurobiol. 2018. V. 170. P. 53-66.

44. Xue R., He X.H., Yuan L., Chen H.X., Zhang L.M., Yong Z.,

Yu G., Fan S.Y., Li Y.F., Zhong B.H., et al. // J. Pharmacol. Sci. 2016. V. 130. № 1. P. 1-7.

45. Anacker C., Zunszain P.A., Cattaneo A., Carvalho L.A., Garabedian M.J., Thuret S., Price J., Pariante C.M. // Mol. Psychiatry. 2011. V. 16. № 7. P. 738-750.

46. Kirby E.D., Muroy S.E., Sun W.G., Covarrubias D., Leong M.J., Barchas L.A., Kaufer D. // Elife. 2013. V. 2. P. e00362.

47. He X.J., Nakayama H. // Neurotoxicology. 2015. V. 50.P. 46-55.

48. Kapitza I.G., Kalinina T.S., Nerobkova L.N., Voronina T.A., Klodt P.M., Narkevich V.B., Kudrin V.S. // Bull. Exp. Biol. Med. 2008. V. 146. № 1. P. 52-55.

49. Zhang L., Nagai T., Yamada K., Ibi D., Ichihara S., Subramanian K., Huang Z., Mohideen S.S., Naito H., Ichihara// Toxicology. 2013. V. 304. P. 76-82.

50. Zhang W., Shin E.J., Wang T., Lee P.H., Pang H., Wie M.B., Kim W.K., Kim S.J., Huang W.H., Wang Y., et al. // FASEB J. 2006. V. 20. № 14. P. 2496-2511.

51. Shan X., Chi L., Bishop M., Luo C., Lien L., Zhang Z., Liu R.// Stem Cells. 2006. V. 24. № 5. P. 1280-1287.

52. Zhao M., Momma S., Delfani K., Carlen M., Cassidy R.M., Johansson C.B., Brismar H., Shupliakov O., Frisen J., Janson A.M. // Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2003. V. 100. № 13. P. 79257930.

53. Robinson T.E., Becker J.B., Young E.A., Akil H., Castaneda E. // Neuropharmacology. 1987. V. 26. № 7A. P. 6679-6691.

54. Tanaka K., Furuyashiki T., Kitaoka S., Senzai Y., Imoto Y., Segi-Nishida E., Deguchi Y., Breyer R.M., Breyer M.D., Narumiya S. // J. Neurosci. 2012. V. 32. № 12. P. 4319-4329.

55. Gemmel M., Rayen I., Lotus T., van Donkelaar E., Steinbusch W., De Lacalle S., Kokras N., Dalla C., Pawluski J.L. // Dev. Psychobiol. 2016. V. 58. № 3. P. 315-327.

56. Huang G.J., Herbert J. // Biol. Psychiatry. 2006. V. 59. № 7. P. 619-624.

Размещено на Allbest.ru