Токсикологічна характеристика комбінованих протруйників насіння Вітаваксу 200 ФФ, Вітаваксу 200 і Вітатіураму

Размещено на http://www.allbest.ru/

Українська академія аграрних наук

Національний науковий центр

«Інститут експериментальної і клінічної ветеринарної медицини»

УДК 619:615.918:616-08

АВТОРЕФЕРАТ

дисертації на здобуття наукового ступеня доктора ветеринарних наук

Токсикологічна характеристика комбінованих протруйників насіння Вітаваксу 200 ФФ, Вітаваксу 200 і Вітатіураму

16.00.04 -- ветеринарна фармакологія та токсикологія

Жукова Ірина Олексіївна

Харків -- 2010

Дисертацією є рукопис.

Науковий консультант:доктор ветеринарних наук, професор, академік УААН Малинін Олег Олексійович, Національний науковий центр «Інститут експериментальної і клінічної ветеринарної медицини», головний науковий співробітник відділу токсикології, безпеки та якості сільськогосподарської продукції

Офіційні опоненти:

доктор ветеринарних наук, професор, академік УААН Хмельницький Григорій Олександрович, Національний університет біоресурсів і природокористування України, професор кафедри фармакології і токсикології;

доктор ветеринарних наук, професор, член-кореспондент УААН Коцюмбас Ігор Ярославович, Державний науково-дослідний контрольний інститут ветеринарних препаратів та кормових добавок, директор, завідувач відділу фармакології і імунології;

доктор ветеринарних наук, професор, академік УААН Влізло Василь Васильович, Інститут біології тварин УААН, директор

Захист відбудеться 29.04.2010 р. о 9-30 годині на засіданні спеціалізованої вченої ради Д 64.359.01 у Національному науковому центрі «Інститут експериментальної і клінічної ветеринарної медицини» за адресою: 61023, м. Харків, вул. Пушкінська, 83.

З дисертацією можна ознайомитись у бібліотеці Національного наукового центру «Інститут експериментальної і клінічної ветеринарної медицини» за адресою: 61023, м. Харків, вул. Пушкінська, 83.

Автореферат розісланий 15.03. 2010 р.

Вчений секретар спеціалізованої вченої ради, доктор ветеринарних наук, професор В.С. Білокінь

Загальна характеристика роботи

Актуальність теми. У програмі розвитку сільського господарства України особлива увага приділяється застосуванню хімічних засобів боротьби зі шкідниками сільськогосподарських культур. Впровадження в аграрні технології хімічних речовин, до яких відносяться близько 300 пестицидів, є гарантією одержання повноцінної сільськогосподарської продукції, захисту тварин і рослин від хвороб, шкідників, бур'янів та ектопаразитів (Таланов Г. А., 1999; Проданчук Н. Г., Спыну Е. И., 2000; Лісовий М. П., 2002; Малинин О. А, Хмельницкий Г. А., Куцан А. Т., 2002). Однак, застосування пестицидів створює потенційну небезпеку забруднення навколишнього середовища та їх негативного впливу на біосферу, домашніх і сільськогосподарських тварин, а також людину (Трахтенберг И. М., 2000; Башкин В. Н., Касимов Н. С., 2004; Буга С. Ф., 2004).

Законом України «Про ветеринарну медицину» визначено вимоги до ветеринарно-санітарної якості та безпеки продукції тваринного і рослинного походження, охорони навколишнього середовища, прав та обов'язків юридичних і фізичних осіб у сфері забезпечення ветеринарного й епізоотичного благополуччя, здійснення ветеринарно-санітарного контролю.

Для забезпечення виробництва продуктів тваринництва високої сертифікаційної якості велике значення має профілактика токсикозів, а також встановлення нормативів допустимих залишкових кількостей пестицидів і дотримання системи їх моніторингу. Основними критеріями безпеки пестицидів для людей є науково-обґрунтовані інтегральні показники, під час розрахунку яких беруть до уваги всі параметри токсичності: допустима добова доза (ДДД), допустимі залишкові кількості (ДЗК), гранично допустимі концентрації (ГДК) і максимально допустимий рівень (МДР) залишкових кількостей. Ці показники встановлюються експериментально на лабораторних і сільськогосподарських тваринах та узгоджуються на рівні Міністерств аграрної політики і охорони здоров'я України, а також з аналогічними показниками, встановленими ВООЗ і ЄЕС.

Проте, в Україні зазначені показники розроблено не для всіх препаратів, які використовують у рослинництві, у тому числі на кормових культурах. Інтегральні показники, визначені санітарно-гігієнічними дослідженнями, повинні гарантувати відсутність не тільки клінічно вираженого токсикозу, але і запобігати віддаленим ефектам -- бластомогенному, ембріотоксичному, гонадотоксичному, мутагенному. Для регламентації вмісту хімічних речовин у різних об'єктах найбільш перспективним є вивчення їх впливу на фізіологічні процеси неспецифічного характеру та метаболізм клітин. Специфічні показники можна визначати тільки у тому випадку, коли відомі механізм дії агента та характер розвитку інтоксикації. Враховуючи сучасні вимоги до достовірності та чутливості аналізу, можливості його проведення в практичних лабораторіях, ряд методик визначення пестицидів потребують удосконалення. Значні труднощі виникають під час ідентифікації комбінованих пестицидів у біологічних об'єктах. Це особлива група речовин, які складаються з двох або більшої кількості компонентів різної хімічної природи. Створення подібних препаратів обумовлене розвитком резистентності шкідників до пестицидів, які довгий час використовувались у сільському господарстві. Комбінація речовин в одному препараті вимагає особливої уваги до безпечності їх для людини та тварин, що контактують з ними (Chruscielka K. et al., 1999; Проданчук М. Г. та ін., 2000; Горжеєв В. М, 2002; Новожицька Ю. М., 2003; Куценко С. А., 2002).

Актуальним є вивчення впливу пестицидів у малих дозах на процеси метаболізму та ферментні системи лабораторних і сільськогосподарських тварин за хронічної латентної інтоксикації. Вирішення цих питань дозволить з'ясувати ступінь токсичності того чи іншого препарату для тварин різних видів і доцільність їх застосування.

Зв'язок роботи з науковими програмами. Дисертація є частиною державних завдань наукових досліджень Харківської державної зооветеринарної академії, а саме завдання 10 «Провести дослідження по створенню нових хіміко-фармацевтичних засобів, антибіотиків, фітопрепаратів і профілактики токсикозів» (номер державної реєстрації 0197U000763, 1996-2000 рр.); завдання 11 «Розробити методи визначення і засоби профілактики впливу негативних факторів зовнішнього середовища на організм сільськогосподарських тварин з метою одержання екологічно-безпечних продуктів тваринництва» (номер державної реєстрації 0101U001617, 2001-2005 рр.) і завдання 37.07.001 «Вивчити характер змін в організмі тварин під впливом пестицидів, важких металів, пов'язаних із змінами навколишнього середовища, включаючи вивчення токсикокінетики та токсикодинаміки токсикантів» (номер державної реєстрації 0107U003193, 2006-2010 рр.). Здобувач у межах даних тематик особисто провів токсикологічні, гематологічні та біохімічні дослідження крові та тканин різних органів щурів, курей, свиней та великої рогатої худоби з метою встановлення провідних ланок патогенезу впливу комбінованих протруйників насіння вітаваксу 200, вітаваксу 200 ФФ та вітатіураму за умов гострих та хронічних токсикозів.

Мета і завдання досліджень - визначити патогенез зі встановленням провідних ланок дії ряду комбінованих протруйників насіння на організм лабораторних та сільськогосподарських тварин: вуглеводно-енергетичний і білковий обміни, ферментативну активність сироватки крові та тканин різних органів, особливо за умов тривалого надходження в організм малих доз препаратів.

Для досягнення мети були поставлені такі завдання:

· вивчити вплив комбінованих пестицидів вітаваксу 200, вітаваксу 200 ФФ і вітатіураму -- похідних дитіокарбамінової кислоти та оксатиїну на енергетичні процеси і ферментативну активність організму тварин;

· встановити параметри гострої токсичності (ЛД₅₀) вітаваксу 200 та вітаваксу 200 ФФ для щурів і птиці;

· визначити вплив на організм тварин малих концентрацій пестицидів, що містяться в кормах;

· дослідити в гострих і хронічних дослідах ступінь токсичності вітаваксу 200, вітаваксу 200 ФФ і вітатіураму для лабораторних і сільськогосподарських тварин;

· визначити доцільність включення індикаторних біохімічних тестів у комплекс показників нормування рівнів препаратів у кормах для сільськогосподарських тварин.

Об'єкт досліджень. Токсикологічні параметри комбінованих протруйників насіння вітаваксу 200, вітаваксу 200 ФФ, вітатіураму - похідних дитіокарбамінової кислоти та оксатиїну.

Предмет досліджень. Токсикодинаміка вітаваксу 200, вітаваксу 200 ФФ, вітатіураму за гострого та хронічного токсикозу, гематологічні, біохімічні показники, вуглеводно-енергетичний обмін та тканинне дихання.

Методи досліджень. Клінічні, гематологічні, токсикологічні, біохімічні, морфологічні, біометричні та статистичні.

Наукова новизна одержаних результатів. За результатами досліджень вперше науково обґрунтовані, виявлені та узагальнені нові аспекти патогенезу токсичної дії комбінованих протруйників насіння вітаваксу 200, вітаваксу 200 ФФ та вітатіураму на організм щурів, курей, свиней і великої рогатої худоби. Встановлено, що ці пестициди порушують вуглеводно-енергетичний, фосфорний обмін і тканинне дихання. Сформульовані теоретичні основи токсикодинаміки цих препаратів за гострих і хронічних токсикозів лабораторних та сільськогосподарських тварин, що пов'язано з їх впливом на вуглеводно-енергетичний обмін речовин та систему окиснювального фосфорилювання у мітохондріях.

За дослідження крові та тканин лабораторних і сільськогосподарських тварин вперше встановлено, що зазначені комбіновані препарати, в залежності від доз, по-різному впливають на гематологічні показники. Одержано нові дані стосовно характеру гострої і тривалої дії на організм тварин доз пестицидів, які реально можуть зустрічатися в кормах після протруєння зерна. Визначено специфічні та неспецифічні біохімічні показники, які найбільш виражені при дії малих доз пестицидів (зміни під впливом пестицидів активності ферментів біологічного окиснення та інтенсивності окиснювального фосфорилювання в мітохондріях печінки курей і щурів). Викладені наукові положення розкривають нові аспекти патогенезу отруєння тварин вітаваксом 200, вітаваксом 200 ФФ та вітатіурамом і визначають передумови регламентування їх застосування у сільському господарстві на підставі комплексних наукових досліджень енергетичного обміну речовин на субклітинному рівні.

Наукова новизна отриманих результатів підтверджена патентами України на корисну модель № 41847 та № 42485 та рішенням про видачу деклараційного патенту на корисну модель (реєстраційний номер заявки u 200908820 від 25.08.2009).

Практичне значення одержаних результатів. Одержані результати надали можливість поглибити уявлення про патогенетичні механізми токсичної дії комбінованих препаратів вітаваксу 200, вітаваксу 200 ФФ, вітатіураму і їх складових -- тіураму та карбоксину і розробити ефективні методи корекції порушень, що виникають за гострої і хронічної інтоксикацій тварин цими пестицидами. На підставі виконаних експериментальних досліджень дана токсикологічна характеристика й оцінка якості контамінованих пестицидами продуктів рослинництва та тваринництва.

Окремі положення дисертаційної роботи увійшли до методичних рекомендацій «Профілактика токсикозів, забезпечення якості та безпеки продуктів рослинництва і тваринництва при використанні комбінованих протруювачів насіння -- вітаваксу 200, вітаваксу 200 ФФ, віта-класик і вітатіураму» та «Профілактика токсикозів, забезпечення якості та безпеки продуктів рослинництва і тваринництва при використанні тетраметилтіурамдисульфіду (ТМТД, тірам, тіурам)», затверджених Державним департаментом ветеринарної медицини Міністерства аграрної політики України (протокол № 3 від 20.12.2006 р.; термін введення в дію -- 15.01.2007 р.). Результати експериментальних досліджень з вивчення токсикозів, викликаних комбінованими пестицидами, використовуються під час вивчення курсу «Ветеринарна токсикологія» у Полтавській державній аграрній академії та у Сумському НАУ, а також у виробничому процесі сільськогосподарського виробництва для профілактики отруєнь тварин і попередження забруднення довкілля пестицидами.

Особистий внесок здобувача. Автором самостійно проведено пошук і аналіз даних літератури, підбір і формування груп лабораторних тварин, птиці, свиней та великої рогатої худоби, особисто проведено весь комплекс експериментальних досліджень. Аналіз і узагальнення результатів дослідження та формулювання висновків проведено спільно з науковим консультантом. Токсикологічні дослідження виконані здобувачем у ННЦ «Інститут експериментальної і клінічної ветеринарної медицини», біохімічні -- на кафедрі хімії і біохімії, а патоморфологічні -- на кафедрі патологічної анатомії і патологічної фізіології Харківської державної зооветеринарної академії.

Апробація результатів дисертації. Основні положення дисертації доповідались і отримали схвалення на щорічних наукових звітах та засіданнях вченої ради Харківської державної зооветеринарної академії у 1990-2009 рр., а також на міжнародних наукових конференціях: «Общая эпизоотология: иммунологические, экологические и методологические проблемы» (м. Харків, 1995 р.), «Наукові досягнення в галузі ветеринарної медицини» (м. Харків, 1997 р.); «Ветеринарна медицина -- 2002. ІЕКВМ -- 80 років на передовому рубежі ветеринарної науки» (м. Харків, 2002); «Актуальні проблеми ветеринарної медицини в умовах сучасного ведення тваринництва» (м. Феодосія, 2003), симпозіумі «Veterinarstvo i stoиarstvo u proizvodnji zdravstveno bezbedne hrane» (Herceg Novi, 2004 «Ветеринарна медицина -- 2004); Сучасні аспекти розробки, маркетингу і виробництва ветеринарних препаратів» (м. Феодосія, 2004), «Ветеринарна медицина -- 2005. Сучасний стан та актуальні проблеми забезпечення ветеринарного благополуччя тваринництва», присвяченій 90_річчю від дня народження академіка І. М. Гладенка та 100_річчю від дня народження М. Д. Кльосова (м. Ялта, 2005); «Ветеринарне забезпечення свинарства, сучасний стан і шляхи розвитку» (м. Харків, 2006 р.); «Актуальные проблемы ветеринарной патологии и морфологии животных», присвяченій 100_річчю від дня народження проф. А. А. Авророва (м. Вороніж, 2006 р.); присвяченій 100_річчю з дня народження С. І. Смирнова (м. Харків, 2007 р.); конгресі з ветеринарної медицини, присвяченому 85_річчю заснування ННЦ «ІЕКВМ» (м. Харків, 2008 р.); «Новітні досягнення та перспективи ветеринарної медицини» за результатами наукової діяльності вчених факультету ветеринарної медицини ХДЗВА за 2007-2008 навчальні роки (м. Харків, 2008 р.); науково-практичній конференції «Теоретичні та практичні аспекти ветеринарної медицини» (м. Харків, 2008 р.); «Новітні досягнення та перспективи розвитку ветеринарної медицини», присвяченій 125_річному ювілею кафедри гігієни і ветеринарної санітарії та започаткуванню наукової школи зоогігієністів (м. Харків, 2009 р.); «Моніторинг, прогнозування, діагностика та профілактика інфекційних хвороб тварин із використанням сучасних методів епізоотології, молекулярної біології та біотехнології» (м. Феодосія, 2009).

Публікації. Основні результати дисертаційної роботи опубліковано у 30 наукових роботах, з них 20 -- у наукових фахових виданнях (15 одноосібно), що входять до переліку ВАК України, 5 -- у тезах доповідей на конференціях, інформаційний листок, 3 патенти, 2 науково-практичні рекомендації.

Структура та обсяг дисертації. Робота включає вступ, огляд літератури, вибір напрямів досліджень, матеріали і методи, результати досліджень, узагальнення результатів досліджень та їх аналіз, висновки та пропозиції виробництву, список використаних літературних джерел і додатки. Основний зміст роботи викладено на 266 сторінках комп'ютерного тексту, ілюстровано 63 таблицями, 55 рисунками. Список використаних джерел включає 540 найменувань, з яких 164 латиницею.

Матеріали і методи досліджень

Робота виконувалась на кафедрах патологічної анатомії і патологічної фізіології та хімії і біохімії Харківської державної зооветеринарної академії з допомогою фахівців господарств Харківської, Дніпропетровської, Житомирської, Луганської і Донецької областей у 1995-2007 роках. Схема проведення дослідів наведена на рис. 1.

Дослідження були спрямовані на вивчення токсикодинаміки комбінованих протруйників насіння: вітаваксу 200, вітаваксу 200 ФФ і вітатіураму, а також їх основних складових: тетраметилтіурамдисульфіду (ТМТД, тіураму) та вітаваксу (карбоксину, 5,6-дигідро-2-метил-1,4-оксатиїн-3-карбоксианіліду) в організмі лабораторних і сільськогосподарських тварин.

Теоретичним обґрунтуванням проведених досліджень слугували повідомлення вітчизняних і зарубіжних авторів про особливості етіології і патогенезу інтоксикацій, що спричиняються комбінованими протруйниками насіння вітаваксом 200, вітаваксом 200 ФФ та вітатіурамом, а також їх компонентами -- ТМТД і карбоксином. У зв'язку з цим були визначені такі напрямки досліджень:

-- вивчити токсикодинаміку вітаваксу 200, вітаваксу 200 ФФ, вітатіураму та їх складових у гострих і хронічних дослідах на лабораторних і сільськогосподарських тваринах;

-- розробити систему профілактики гострого і хронічного токсикозу тварин та забезпечити високу якість і безпеку продуктів рослинництва і тваринництва при використанні комбінованих протруйників насіння.

Рис 1. Загальна схема проведення дослідів.

У дослідах було використано 260 білих щурів, 358 курей і 170 курячих ембріонів, 17 свиней і 75 голів великої рогатої худоби.

Для експериментів використовували комбіновані протруйники насіння: вітавакс 200 -- у формі 75 % порошку, що змочується (з. п.); вітавакс 200 ФФ у формі 40 % водного концентрату (в. к.); вітатіурам -- у формі 80 % з. п.; а також їх складники: вітавакс (карбоксин) у формі 75 % з. п.; ТМТД -- у формі 40 % водно-суспензійного концентрату (в. с. к.) У гострих дослідах пестициди вводили тваринам перорально у формі водних суспензій або емульсій за допомогою зонда, у підгострих та хронічних -- пестициди задавали тваринам через зонд або з кормом. Препарати дозували за діючою речовиною у мг/кг маси тіла тварини або на 1 кг корму. Тварин періодично зважували, утримання і годівлю піддослідних лабораторних тварин здійснювали у відповідності до загальноприйнятих нормативів (Калашников А. П. и др., 1985) Цифровий матеріал піддавали статистичній обробці, валідації, а інтерпретацію результатів проводили згідно вимогам стандарту ISO_17025 і «Європейської інструкції щодо застосування аналітичних методів та інтерпретації результатів ЕС 657/2002». Тварини контрольних груп пестицидів не одержували. Лабораторні досліди проводили з додержанням принципів гуманного відношення до тварин, а також відповідно до рекомендацій «Токсикологічний контроль нових засобів захисту тварин» (Косенко М. В. та ін., 1997) та міжнародних рекомендацій з проведення медико-біологічних досліджень з використанням тварин (1993).

Гематологічними дослідженнями визначали кількість еритроцитів на КФК_2 за допомогою калібрувальних графіків (Гузенок М. А., 1978); вміст гемоглобіну -- гемоглобінціанідним методом (Кондрахин И. П., 1985), кількість лейкоцитів підраховували у камері Горяєва (Удинцев Г. Н и др., 1968).

Для біохімічних досліджень у піддослідних і контрольних групах використовували не менше, ніж по 5 тварин. Відібрані проби крові стабілізували гепарином і обробляли трихлороцтовою кислотою. Для одержання плазми формені елементи крові відділяли центрифугуванням. Тканини тварин (печінка, нирки, головний мозок, серце, м'язи, тонкий кишечник) відбирали після розтину тварин і з них готували гомогенати. Для цього органи та тканини після вилучення охолоджували протягом 3 хвилин і подрібнювали за допомогою гомогенізатора з використанням спеціальних середовищ.

Сироватку крові та гомогенати органів і тканин тварин піддавали біохімічним дослідженням, які включали: визначення концентрації глюкози за допомогою реакції з ортотолуїдиновим реактивом (Камышников В. С., 2003); піровиноградної кислоти (пірувату) -- модифікованим методом Умбрайта (Самохин В. Т., 1981); молочної кислоти (лактату) -- методом Баркера та Саммерсона (Камышников В. С., 2003); вміст загального білка у сироватці крові -- біуретовим методом (метод Кінгслея-Вейксельбаума); загальний та неорганічний фосфор -- за Фіске-Суббароу (Чечёткин А. В. и др., 1980); загальний та небілковий азот -- за реакцією з реактивом Неслера по Вінклеру (Камышников В. С., 2003); неорганічний фосфор (НФ) -- реакцією відновлення фосфорномолібденової кислоти з утворенням продуктів, які забарвлюються у синій колір (молібденова синь) (Чечёткин А. В. и др., 1980).

У сироватці крові та тканинах тварин визначали: активність лужної фосфатази (ЛФ, КФ 3.1.3.1), амінотрансфераз (аспартатамінотрансфераза, АсАТ, КФ 2.6.1.1 і аланінамінотрансфераза, АлАТ, КФ 2.6.1.2) -- за допомогою наборів ензимних тест-систем «Лужна фосфатаза», «АлАТ_УФ_мікро» і «АсАТ_УФ_мікро» науково-виробничого підприємства «Лахема» (Чехія) і «Філісіт-діагностика» (Україна); активність фруктозодифосфатальдолази (альдолаза) (ФДФ-А, КФ 4.1.2.13) - за Брунксом у модифікації В. І. Товарницького та О. М. Волуйської (1969) і В. О. Ананьєва та В. В. Обуховой (2002); лактатдегідрогенази (ЛДГ, КФ 1.1.1.27) -- способом Савела і Товарека (Камышников В. С., 2002); активність сукцинатдегідрогенази (СДГ, КФ 1.3.5.1) -- методом Ф. Є. Путиліної і М. Д. Єщенко (1969) з деякими модифікаціями (Чечоткін О. В та ін. 1980; Биохимические методы контроля метаболизма в органах и тканях птиц и их витаминной обеспеченности. (Методические рекомендации), 1990), активність цитохром-с-оксидази (ЦТХО, КФ 1.9.3.1) -- методом Р. С. Кривченкової (1977); активність аденозинтрифосфатази (АТФ_аза, КФ 3.6.1.3) -- методом Андерсона та Розенберга (Anderson B., Rosenberg M., 1976); активність фосфорилази (PLP, глікоген (крохмаль)-фосфорилаза, КФ 2.4.1.1) -- за зменшенням неорганічного фосфату (Чечёткин А. В. и др., 1980).

Глікоген визначали за допомогою кольорової реакції з артроновим реактивом (Головацкий И. Д., 1961) за однією з модифікацій Пфлігера або Кахна.

Вітамін А в жовтку курячих яєць визначали колориметрично з використанням трихлористої сурми, каротиноїди -- петролейного ефіру (Чечёткин А. В. и др., 1980).

Дихання мітохондрій гепатоцитів вивчали полярографічним методом за допомогою кисневого платинового електроду типу Кларка і полярографічної установки методом М. Н. Кондрашова з деякими модифікаціями (Махинько В. И., 1980).

Усі робочі середовища готували ex temporo на бідистильованій воді з використанням реактивів виробництва фірм «Sigma», «Merck», «Синбиас», «Реагент» марок «хч» та «чда».

З метою вивчення патогенезу інтоксикації курей ТМТД і вітатіурамом тератогенну та ембріотоксичну дію цих препаратів визначали на курячих ембріонах (КЕ) (Методические указания по изучению эмбриотоксического действия фармакологических веществ и влияние их на репродуктивную функцию, 1988).

Під час морфологічних досліджень трупи загиблих тварин піддавали патологоанатомічному розтину з відбором шматочків органів величиною 0,1-0,3 см³ для гістологічних досліджень, які фіксували в охолодженому формаліні, промивали проточною водою та зневоднювали у спиртах зростаючих концентрацій. Просвітлення зразків здійснювали у ксилолі, а ущільнення -- у парафіні та ксилол-парафіні. Парафінові блоки різали на ротаційному мікротомі. Серії зрізів після депарафінування забарвлювали гематоксилін-еозином (Меркулов Г. А., 1961). Мікроскопічні дослідження проводили за допомогою світлової мікроскопії. Мікрофотографування здійснювали цифровим фотоапаратом на мікроскопі «AXIOSCOP_40».

Результати експериментальних досліджень приведені у відповідність із Міжнародною системою одиниць і оброблені статистично за допомогою комп'ютерної програми «Stat Graphics». Вірогідність різниці середніх значень визначали за критерієм Стьюдента (t_d).

Результати досліджень та їх аналіз

Визначення параметрів гострої токсичності вітаваксу 200 ФФ для щурів. Параметри токсичності вітаваксу 200 ФФ (40 % р. к., 20 % карбоксину та 20 % ТМТД) визначали на білих щурах масою 200_250 г. Препарат вводили у шлунок у дозах 250, 500, 750, 1000, 1500 і 2000 мг/кг маси тварини.

Дослід показав, що за умов введення вітаваксу 200 ФФ у дозі 250 і 500 мг/кг маси щурів клінічні ознаки отруєння були відсутні. Застосування препарату у дозі 750 мг/кг і більше супроводжувалось появою клінічних ознак інтоксикації, які проявлялись різким пригніченням, порушеннями координації рухів, скуйовдженістю шерсті, гіперсалівацією та діареєю. Загибель щурів у групі, що одержувала препарат у дозі 1 000 мг/кг маси, складала 50 %, а в дозі 1 500 і 2 000 мг/кг -- 87,5 і 100 % відповідно.

За ознаками патологоанатомічних змін у щурів встановлено розлад гемодинаміки (розширення і повнокров'я судин, крововиливи, набряки, явища стазу, тромбоутворення) у головному мозку, паренхіматозних органах і шлунково-кишковому тракті. Ці порушення поєднувались із дистрофічними змінами печінки, нирок, серця та вогнищевим некрозом слизової оболонки шлунка. Найбільш виражені зміни після надходження вітаваксу 200 ФФ в організм тварин відмічали на 2_4 доби.

За проведеними розрахунками встановлено, що ЛД₁₆ вітаваксу 200 ФФ складає 689,5 мг/кг, ЛД₅₀ -- 1 088,75 мг/кг, ЛД₈₄ -- 1 488,0 мг/кг и ЛД₁₀₀ -- 1 688,63 мг/кг. Похибка ЛД₅₀ - ± 115,23 мг/кг. З проведених досліджень і математичного опрацювання результатів можна зробити висновок, що вітавакс 200 ФФ згідно з класифікацією можна віднести до малотоксичних препаратів (Гігієнічна класифікація пестицидів за ступенем небезпечності Держ-СанПІН8.88.1.002-98) .

Токсикодинаміка вітаваксу 200 ФФ за експериментального гострого токсикозу білих щурів. Дослідження проводили на 30 дорослих білих щурах масою 180_220 г. Препарат задавали одноразово в дозах 108 і 544 мг/кг маси (0,1 і 0,5 ЛД₅₀, I і II групи).

Гематологічними дослідженнями виявлено незначний еритроцитоз, деяке підвищення вмісту гемоглобіну та лейкопенію, але ці зміни були статистично недостовірними. Концентрація глюкози у сироватці крові піддослідних щурів підвищувалась на 22 % у I групі та на 42 % -- у II; вміст молочної кислоти -- на 16 і 37 %, відповідно; концентрація пірувату, навпаки, зменшувалась на 30 % тільки у щурів II групи. Коефіцієнт лактат/піруват у II групі був зміщений у бік зниження пірувату, що свідчить про стимуляцію вітаваксом 200 ФФ анаеробного окиснення вуглеводів.

Активність ферментів сироватки крові щурів змінювалась, головним чином, у II групі тварин: показники ЛДГ, ЛФ, ФДФ_А, АсАТ і АлАТ підвищувались на 23, 15, 21, 15 і 15 % відповідно, що свідчить про посилення процесів гліколізу під впливом пестициду, а також про його гепато- і нефротоксичність.

У печінці білих щурів I і II груп відмічено невелике підвищення активності ЦТХО на 19 і 10 % відповідно, а також зниження активності ФДФ_А на 19 % у II групі тварин. Це свідчить про зменшення інтенсивності процесів гліколізу і підвищення активності дихального ланцюга на його кінцевій ділянці. У зв'язку з тим, що функціонування ЦТХО пов'язане з утворенням АТФ, підвищення її активності у щурів, які одержували вітавакс 200 ФФ, узгоджується зі стійкістю АТФ_азної активності в печінці цих тварин.

Швидкість поглинання оксигену мітохондріями печінки щурів під впливом одноразових доз вітаваксу 200 ФФ до стимуляції АДФ (V₂) супроводжувалось зниженням споживання кисню у групі щурів, які одержували пестицид у дозі 544 мг/кг маси, на 22 % (p < 0,001) при застосуванні б_кетоглутарату і на 29 % (p < 0,001) -- глутамату з малатом. Стимуляція гепатоцитів АДФ супроводжувалась посиленням споживання кисню мітохондріями (V₃) у I і II групах на 20,0 і 44,7 % (p < 0,001) відповідно за використання б_кетоглутарату. На інших субстратах (глутамат+малат і сукцинат) витрата кисню була менш помітною. Швидкість поглинання кисню після вичерпання АТФ (V₄) активувалась у разі використання в якості субстрату окиснення б_кетоглутарату на 27 % у II групі щурів. При застосуванні глутамату з малатом швидкість поглинання кисню пригнічувалась на 11 % у I групі та на 31 % -- у II, а сукцинату -- на 24 % у II групі та на 34 % -- у III групі тварин у порівнянні з контролем.

Дихальні контролі Ларді (V₃/V₂) і Чанса (V₃/V₄) були досить високими, що дозволяє стверджувати про хороші регуляторні можливості органел і про достатнє спряження реакцій окиснення субстратів як у матриксі, так і в міжмембранному просторі мітохондрій з фосфорилюванням АДФ у дихальному ланцюзі внутрішніх мембран органел. Істотне підвищення у II групі дихального контролю Ларді на 84 % (p < 0,001) за використання б_кетоглутарату можна відзначити як особливість. Дихальні контролі Чанса були також підвищеними: за використання б_кетоглутарату -- на 15 % у I групі, а в II групі -- вони не змінювалися; у разі застосування глутамату з малатом і сукцинату вони, навпаки, підвищувались у II групі на 14 та 58 % (p < 0,001) відповідно.

Швидкість фосфорилювання АДФ (інтенсивність фосфорилювання, ІФ) у II дослідній групі була вищою, ніж у контрольній: за використання глутамату з малатом і сукцинату -- на 35 % (p < 0,001). Невисокі значення ефективності фосфорилювання (ЕФ, АDP/О) вказують на зменшення частки фосфорилюючого окиснення у загальному балансі енергії клітин, яка виробляється в мітохондріях печінки. Слід зазначити, що у II групі щурів ЕФ була самою низькою за окиснення всіх субстратів, що свідчить про посилення фосфорилюючого окиснення субстратів у разі застосування досліджуваного препарату у дозі 0,5 ЛД₅₀. У I групі відмічена відсутність чіткої реакції мітохондрій на АДФ, що вказує на міцність спряження окиснення з фосфорилюванням.

Отже, можна зробити висновок, що вітавакс 200 ФФ у дозі 0,1 ЛД₅₀ для щурів не викликає істотних змін гематологічних і біохімічних показників сироватки крові та тканин тварин. Збільшення дози препарату до 0,5 ЛД₅₀ супроводжується підвищенням концентрації глюкози, лактату й активності ферментів сироватки крові та тканин -- ЛДГ, ЛФ, ФДФ_А, АлАТ, АсАТ і ЦТХО, а також поєднання процесів фосфорилювання й окиснення.

Параметри гострої токсичності вітаваксу 200 для білих щурів. У досліді білим щурам масою 180-230 г вводили у шлунок вітавакс 200 в дозах 250, 500, 750, 1000 і 1500 мг/кг маси тварин.

У разі введення препарату в дозі 500 мг/кг з'являлось легке пригнічення, яке через деякий час зникало і поведінка щурів стабілізувалась. На другу добу одна тварина загинула. При застосуванні його у дозі 750 мг/кг та вище відмічались клінічні ознаки інтоксикації, ідентичні отруєнню вітаваксом 200 ФФ. Загибель щурів у групі, що одержувала препарат у дозі 1000 мг/кг, склала 75 %, а в дозі 1500 мг/кг -- 100 %. Більша кількість тварин гинула у період від 4 год. до 2 діб. За проведеними розрахунками було встановлено, що ЛД₁₆ вітаваксу 200 складає 522,25 мг/кг, ЛД₅₀ - 835,5 мг/кг, ЛД₈₄ - 1148,75 мг/кг і ЛД₁₀₀ - 1305,38 мг/кг маси щурів. Похибка ЛД₅₀ складає ± 90,43 мг/кг. Відповідно до результатів проведених досліджень можна зробити висновок, що вітавакс 200 необхідно віднести до середньотоксичних препаратів.

Токсикодинаміка вітаваксу 200 за гострої інтоксикації білих щурів. Дослід проводили аналогічно схемі, наведеній у попередньому розділі. Піддослідним щурам I і II груп вітавакс 200 уводили у шлунок через зонд у дозах 84 і 418 мг/кг маси тіла (0,1 і 0,5 ЛД₅₀) відповідно.

Встановлено, що у тварин I групи кількість еритроцитів підвищувалась на 11 %, а у щурів II групи (0,5 ЛД₅₀) _ на 20 %. Концентрація гемоглобіну також підвищувалась на 14 і 25 %, відповідно, що свідчить про гіпоксичний вплив вітаваксу 200 на організм тварин. У щурів обох піддослідних груп зменшувалась кількість лейкоцитів на 14 і 19 %, відповідно. Вміст білка і небілкового азоту у щурів II групи достовірно зменшувався на 15 і 24 % відповідно, що є наслідком зниження білоксинтезуючої функції печінки.

Під впливом вітаваксу 200 в сироватці крові піддослідних щурів відмічено збільшення концентрації глюкози на 33-47 % (p < 0,001), а також вмісту лактату в обох групах -- на 18 і 50 % (p < 0,001) відповідно. Концентрація пірувату у щурів II групи знижувалась на 17 %. Коефіцієнт лактат/піруват у цій групі був зміщений у бік лактату. Активність ферментів сироватки крові щурів (табл. 1) була підвищеною як у I, так і у II дослідних групах. Це вказує загалом на активацію процесів гліколізу в організмі щурів.

Показники активності ФДФ_А, ЦТХО і АТФ_ази печінки мали різну спрямованість. Відмічено підвищення активності ЦТХО і ФДФ_А у II групі щурів. АТФ_азна активність у цій групі знижувалась. Це свідчить про посилення процесів гліколізу та підвищення активності на останній ділянці дихального ланцюга.

У тварин, що отримували вітавакс 200 у дозі (0,5 ЛД₅₀) , під впливом препарату відмічено зниження споживання оксигену (V₂) при застосуванні б_кетоглутарату, глутамат+малату і сукцинату на 26, 29 і 14 % відповідно. При стимуляції гепатоцитів АДФ спостерігали посилення споживання кисню мітохондріями (V₃) у I і II групах щурів _ на 18 і 36 %, відповідно, з використанням б_кетоглутарату. За застосування глутамату з малатом і сукцинату витрата кисню знижувалась у II групі на 21 і 12 % відповідно. Швидкість поглинання кисню після вичерпання АТФ (V₄) у разі застосування б_кетоглутарату підвищувалась у II групі щурів _ на 38 %, а при використанні глутамату з малатом і сукцинату _ пригнічувалась на 46 і 62 % відповідно.

Таблиця 1. Вплив вітаваксу 200 на активність ферментів сироватки крові щурів

Примітки:* -- p < 0,05, ** -- p < 0,01, *** -- p < 0,001,

Дихальні контролі Ларді підвищувались у I і II групах за використання б-кетоглютарату, глутамату з малатом і сукцинату на 43 і 82 %, 5 і 16 %, 20 і 30 % відповідно. Дихальні контролі Чанса достовірно збільшувались у II групі щурів на 81 % (p < 0,001) у разі застосування сукцинату. Такі показники свідчать про міцність спряження окиснення і фосфорилювання в мітохондріях печінки.

Інтенсивність фосфорилювання (ІФ) у II групі щурів була вищою контрольної: за використання б_кетоглутарату _ на 17 %, глутамату з малатом _ на 48 % і сукцинату _ на 47 %. Ефективність фосфорилювання (ЕФ, АDP/О) у цій групі щурів була вищою контролю у разі застосування сукцинату і зниженою _ окиснення б_кетоглутарату і глутамату з малатом.

Отже, відмічено, що вітавакс 200 для щурів є більш токсичним, ніж вітавакс 200 ФФ: у дозах 0,1 і 0,5 ЛД₅₀ мг/кг маси щурів препарат викликає еритроцитоз, підвищення вмісту гемоглобіну, глюкози, лактату і активності ферментних систем крові і тканин, а також зменшення концентрації білка, небілкового азоту сироватки крові та активності АТФ_ази печінки.

Вивчення активності ферментів біологічного окиснення в печінці білих щурів під впливом вітаваксу (карбоксину). Піддослідним щурам вітавакс вводили одноразово у шлунок у дозах 0,1 і 0,5 ЛД₅₀ (I і II групи).

Дози карбоксину 43 і 215 мг/кг маси тіла пригнічували активність альдолази в печінці обох піддослідних груп щурів на 35 і 14 % відповідно, що свідчить про зниження інтенсивності гліколізу, а цитохромоксидазна і АТФ_азна активності при цьому достовірно не змінювались, що свідчить про відсутність росту активності дихального ланцюга на його кінцевій ділянці.

При визначенні змін окиснювальної активності мітохондрій печінки щурів встановлено, що у II групі щурів відмічався спад споживання кисню на 23 % при використанні б_кетоглутарату, на 49 % (p < 0,01) _ глутамату з малатом і на 30 % _ сукцинату (V₂). Оксидазна активність гепатоцитів за їх стимуляції АДФ (V₃) характеризувалась посиленим споживанням кисню мітохондріями печінки в цій групі -- на 56 % (p < 0,001) за умов використання б_кетоглутарату і зниження швидкості окиснення у разі застосування глутамату з малатом на 20 % і сукцинату _ на 10 %. Швидкість поглинання кисню після вичерпання АТФ (V₄) у II групі щурів характеризувалась активацією за застосування б_кетоглутарату на 33 %, а глутамату з малатом і сукцинату -- навпаки пригнічувалась на 33 і 34 % (p < 0,01), відповідно, у порівнянні з контролем. Крім того, відмічено підвищення дихальних контролів Ларді і Чанса за використання б-кетоглютарату, глутамату з малатом та сукцинату на 102 % (p < 0,001) і 20 %, 21 і 70 % та 29 і 36 % (p < 0,01), відповідно.

Інтенсивність фосфорилювання (ІФ) у II дослідній групі перевищувала показники контрольної групи щурів: за використання б_кетоглутарату _ на 19 %, глутамату з малатом _ на 35 % і сукцинату _ на 35 % (p < 0,05). Найбільш низькою (на 33 %, p < 0,05) ефективність фосфорилювання (ЕФ) була у разі окиснення глутамату з малатом.

Отже, вітавакс у дозі 0,5 ЛД₅₀ специфічно впливав на швидкість реакцій окиснення субстратів у мітохондріях печінки щурів і знижував ефективність процесів фосфорилюючого окиснення, що дає підставу зробити висновок про те, що пестицид проникає через мембрани в матрикс мітохондрій і змінює активність ферментів тканинного дихання.

Вивчення активності ферментів біологічного окиснення в м'язах білих щурів під впливом вітаваксу. За одноразового введення щурам вітаваксу в дозах 0,1 і 0,5 ЛД₅₀ змін активності ферментів тканинного дихання (ЦТХО), анаеробного окиснення (альдолази) і гідролізу АТФ (АТФ_ази) у тканинах м'язів не спостерігались. Це свідчить про те, що вітавакс у зазначених дозах не впливає на процеси тканинного дихання у м'язах.

Токсикодинаміка вітаваксу 200 для білих щурів у хронічному експерименті. Токсичність препарату вивчали на дорослих білих щурах масою тіла 180_250 г. Тварини трьох піддослідних груп упродовж 30 діб одержували препарат у дозах: I -- 5 мг/кг, II -- 10 мг/кг і III -- 20 мг/кг корму.

Вітавакс 200 в дозах 10 і 20 мг/кг корму через 30 діб викликав збільшення кількості лейкоцитів у II і III групах щурів на 14 і 31 % відповідно, зменшення кількості еритроцитів на 34 % і вмісту гемоглобіну -- на 49 % (p < 0,001) у III групі щурів. У цей період у II і III групах щурів ШОЕ також збільшувалась на 14 і 46 % (p < 0,001) відповідно.

Концентрація загального білка в сироватці крові зменшувалась через 14 діб на 13 % у III групі щурів, а через 30 діб у II і III групах тварин рівень білка був нижчим порівняно з контролем на 14 і 32 % (p < 0,001) відповідно. Аналогічні зміни відмічені в динаміці небілкового азоту: за 30 діб концентрація цього компонента в III групі знизилась на 25 %.

Отже, щоденне (30 діб) згодовування вітаваксу 200 впливало на гематологічні та біохімічні показники крові щурів за доз 10 і 20 мг/кг корму. При цьому значно знижувалась кількість еритроцитів і вміст гемоглобіну, що свідчить про розвиток гіпоксії, і, навпаки, відмічали лейкоцитоз і збільшення ШОЕ, що вказує на процеси запалення в організмі. Одночасно зменшувався вміст загального білка та небілкового азоту, що свідчить про порушення функції печінки. Практично не змінювались показники крові піддослідних щурів у разі одержання препарату в дозі 5 мг/кг. Це свідчить про те, що така доза не має токсичного впливу на організм білих щурів.

Вплив вітаваксу на організм білих щурів у підгострому досліді. У досліді щури (групи I і II) одержували препарат у дозах 0,1 і 0,2 ЛД₅₀ упродовж 10 діб. За період досліду змін у загальному стані організму тварин не відзначали. У щурів II групи відмічені морфологічні зміни у вигляді зернистої дистрофії паренхіматозних органів і вигнищевих некрозів печінки та нирок.

Результати дослідів показали зниження концентрації глюкози в сироватці крові щурів I і II груп на 17 і 37 % відповідно, а концентрація пірувату в II групі знижувалась на 88 % (p < 0,001).

Активність ФДФ_А у II групі щурів також знижувалася на 27 %, а ЛФ у I і II дослідних групах, навпаки, підвищувалась на 18 і 31 % відповідно. Ці зміни свідчать про зниження інтенсивності процесів гліколізу.

У печінці та м'язах щурів I і II груп спостерігали істотне зниження вмісту глікогену на 54 і 28 % та 145 і 47 % (p < 0,001; p < 0,01) відповідно. У серцевому м'язі змін вмісту глікогену не встановлено.

У щурів II групи активність ФДФ_А і ЛФ у печінці знижувалась на 93 і 94 %; у нирках _ на 301 і 108 %, у легенях _ на 65 і 94 %, у головному мозку _ на 27 і 72 % і у кишечнику -- на 446 і 175 % (p < 0,001) відповідно. У тварин I групи достовірних змін активності цих ферментів не встановлено.

Незважаючи на те, що вітавакс має низьку кумуляцію, ефект дії препарату виявлявся ще впродовж 10 діб після припинення його надходження в організм тварин. Зменшення концентрації глюкози в крові узгоджується зі зниженням рівня глікогену в печінці. Однією з можливих причин цього ефекту може бути уповільнення надходження вуглеводів з кишечнику і обміну речовин у печінці, про що свідчить зниження швидкості деяких ферментативних реакцій у стінці дванадцятипалої кишки.

Вивчення впливу тіураму (ТМТД) на організм білих щурів у гострому експерименті. У гострому досліді в організм щурів ТМТД надходив у дозах 0,1 і 0,5 ЛД₅₀ (групи I і II). У тварин II групи відзначали загальне пригнічення та підвищену салівацію, а на розтині відмічали гіперемію внутрішніх органів і петехіальні крововиливи на слизовій оболонці кишечнику.

Результати досліджень показали, що в печінці щурів I і II дослідних груп активність ЦТХО підвищувалась на 31 і 53 %, знижувалась активність АТФ_ази на 19 і 27 % та ФДФ_А -- на 31 і 45 % відповідно.

Дослідженнями сироватки крові встановлено, що у II групі тварин показники активності ЛДГ знижувались, а вміст пірувату й активність ЛФ у порівнянні з контролем, зростали. Коефіцієнт лактат/піруват у цій групі був нижчим від контролю на 60 % і зміщеним у бік пірувату, що свідчить про посилення процесів аеробного окиснення вуглеводів.

Отже, тіурам у дозі 0,5 ЛД₅₀ в організмі щурів активує процеси аеробного окиснення, про що свідчить підвищення активності ЦТХО, зниження АТФ_гідролазної та альдолазної активності у гепатоцитах, збільшення концентрації пірувату та підвищення активності ЛФ у сироватці крові.

Вплив вітатіураму на білих щурів у підгострому досліді. У першому досліді щури отримували препарат в дозі ¹/₄₀ ЛД₅₀, у другому -- ¹/₄ ЛД₅₀.

У крові щурів, які одержували вітатіурам у дозі ¹/₄₀ ЛД₅₀, знижувалась концентрація глюкози на 25 %, а у стінці тонкої кишки збільшувалась активність ФДФ_А та ЛФ на 29 і 13 %, відповідно. У разі введення препарату в дозі ¹/₄ ЛД₅₀ відзначали підвищення вмісту глюкози в крові тварин на 28 %. Вміст глікогену в печінці у порівнянні з контролем зменшувався на 58 % (p < 0,01) і підвищувалась активність ФДФ_А на 51 %. У стінці дванадцятипалої кишки активність ФДФ_А знижувалась на 117 % (p < 0,001), а ЛФ, навпаки, підвищувалась на 33 % (p < 0,05). У нирках ФДФ_А і ЛФ знижувались на 39 і 37 % (p < 0,05) відповідно.

Наведені дані свідчать про те, що вітатіурам у зазначених дозах не викликає клінічних симптомів інтоксикації, проте в органах і тканинах щурів після припинення введення препарату ще протягом 10 діб відмічаються зміни концентрації глюкози в крові та глікогену в печінці, а також активності ферментів.

Визначення параметрів гострої токсичності вітаваксу 200 ФФ та вітаваксу 200 для курей. При встановленні ЛД₅₀ вітаваксу 200 ФФ та вітаваксу 200 для курей препарати вводили курям у шлунково-кишковий тракт за допомогою стравохідного зонда у дозах 500, 1000, 1500, 2000, 2500, 3000 та 500, 1000, 1250, 1500, 1750, 2000 і 2250 мг/кг маси відповідно. Перед введенням пестицидів птицю зважували і дози розраховували індивідуально кожній. Спостереження за піддослідною птицею проводили протягом 14 діб, відмічаючи строки появи клінічних ознак отруєння та загибелі.

Проведений дослід показав, що клінічні ознаки отруєння, такі як пригнічення, порушення координації рухів, ціанозу гребінців та сережок, тьмяності і випадіння пір'я та діареї з виділенням калових мас зеленкуватого кольору і неприємного запаху з'являлись при введенні курям пестицидів у дозі 1000 мг/кг маси тіла і більше. При патологоанатомічному дослідженні тушок птиці відмічено розширення і повнокров'я судин, набряк головного мозку та дистрофічні зміни у печінці, нирках і серці.

За проведеними розрахунками встановлено, що LD₅₀ вітаваксу 200 ФФ для птиці складає 1985,0 мг/кг±220 мг/кг, а вітаваксу 200 - 1518,75±127,7 мг/кг маси курей, тобто ці препарати, згідно класифікації, для птиці є малотоксичними.

Хронічне отруєння курей вітаваксом 200. Тривале надходження в організм птиці вітаваксу 200 в дозах 0,5 і 5,0 мг/кг маси не викликало клінічних ознак токсикозу та патологічних змін внутрішніх органів (табл. 2).

Через 7 діб від початку досліду було встановлено, що згодовування препарату в дозі 0,5 мг/кг маси викликало у печінці значне підвищення активності АТФ-ази та зниження у порівнянні з контролем активності СДГ та ЦТХО. Застосування дози 5,0 мг/кг тіла викликало посилення активності ФДФ-А, АТФ-ази та зниження активності ЦТХО і СДГ. Через 15 діб згодовування препарату у дозі 0,5 мг/кг маси у печінці знижувалась активність ЛДГ, ЦТХО та ЛФ. Доза 5 мг/кг маси підвищувала активність СДГ та АТФ-ази, а також знижувала активність ЦТХО, ЛФ та ЛДГ. Через 45 діб від початку досліду у курей I групи виявлено зниження активності ЛДГ, ЦТХО та ЛФ. У курей II групи підвищувалась інтенсивність реакцій окиснення субстратів під впливом ЛДГ і АТФ-ази та знижувалась активність ЦТХО і ЛФ.

Таблиця 2. Вплив вітаваксу 200 на активність ферментів печінки курей

Примітки:* -- p < 0,001, ** -- p < 0,05, *** -- p < 0,01,

У крові курей через 7 діб від початку досліду відмічено зниження концентрації лактату на 28 % у I групі та на 37 % _ у II, а також у II групі встановлено різке підвищення активності ФДФ-А та ЛФ у 3,8 та 2 рази (p < 0,001) відповідно. У цей період концентрації глюкози, пірувату та активності ЛДГ не змінювались. У сироватці крові курей II групи на 15 добу досліджень підвищувався на 37 % вміст лактату. Установлено різке _ на 104 % (p < 0,001) _ зниження концентрації пірувату, а також зниження активності альдолази в I і II дослідних групах на 21 і 46 % відповідно. Превалювання в обох групах птиці лактату над піруватом свідчить про стимуляцію вітаваксом 200 гліколізу. На 45 добу у сироватці крові курей II групи відмічено зниження концентрації пірувату на 69 % (p < 0,001), а також активності ФДФ-А і ЛФ на 40 та 34 %, відповідно. У I групі птиці встановлено зниження вмісту пірувату на 42 % (p < 0,01) та підвищення активності ЛДГ на 19 %.

Результати досліду свідчать, що за тривалого щоденного згодовування курчатам вітаваксу 200 у дозах 0,5 та 5 мг/кг маси тіла пестицид не викликав клінічного прояву токсикозу, а малі дози вітаваксу 200 істотно не впливають на процес окиснення вуглеводів в організмі птиці. Препарат у підвищеній дозі (5 мг/кг корму), що згодовували птиці з кормом протягом 45 діб, пригнічує або різко активує ферменти біологічного окиснення.

Вивчення впливу вітатіураму на організм курей у підгострому експерименті. У досліді вивчали вплив різних доз вітатіураму на енергетичні процеси в мітохондріях печінки та активність ферментів та реакцій аеробного окиснення субстратів у кістковій тканині курей. Перша група курей (контроль) препарат не одержувала, II і III групам птиці вітатіурам задавали з кормом у дозах 200 і 400 мг/кг маси протягом 10 діб.

Під час досліду встановлено, що у III групі курей у порівнянні з контролем окиснення сукцинату і глутамату з малатом (V₂) відбувалось повільніше (рис. 2). У разі максимального навантаження на дихальний ланцюг мітохондрій у присутності АДФ значної різниці між показниками контрольної і дослідних груп за умови використання б-кетоглутарату, сукцинату та глутамату з малатом (V₃) не виявлено.

Рис. 2. Швидкість окиснення сукцинату і глутамату з малатом (V₂) в мітохондріях печінки курей при отруєнні вітатіурамом (* - p < 0,001, ** - p < 0,01).