Епізоотологічні особливості, клінічні ознаки, діагностика та заходи боротьби зі скрепі (огляд літератури)

Діагностика. Як класичну, так і атипову форму скрепі можна діагностувати після смерті шляхом виявлення пріонів у ЦНС. Пріони зазвичай можна знайти в стовбурі мозку тварин з класичною формою скрепі, і діагноз в цих тварин, як правило, підтверджується шляхом взяття проби довгастого мозку. Пріони нечасто накопичуються в цій ділянці у тварин з атиповою/Мо/98 формою скрепі, або можуть бути взагалі відсутні. В окремих тварин за атипової/Мо/98 форми скрепі мали місце значні відкладення пріонів у корі мозочка, корі головного мозку, чорній речовині, таламусі та/або базальних ядрах; однак специфічна картина забарвлення пріонів у різних тварин різна. Відбір проб як з мозочка, так і з довгастого мозку з більшою ймовірністю дозволяє виявляти як випадки класичної, так і атипової скрепі, ніж забір мозкової речовини з інших ділянок мозку (Requena et al., 2016).

Діагноз на класичну форму скрепі можна підтвердити у живих овець шляхом виявлення пріонів у біоптатах з ніктуючої мембрани (тест третьої повіки), мигдаликів піднебіння або лімфоїдної тканини, пов'язаної зі слизовою оболонкою прямої кишки. Іноді інфекційні пріони також виявляють у поверхневих лімфатичних вузлах. Біопсію третьої повіки та слизової оболонки прямої кишки можна проводити без седації, з використанням лише місцевої анестезії та фіксації. Біопсія мигдаликів піднебіння вимагає анестезії й менш практична в польових умовах. У овець і кіз за класичного скрепі пріони іноді можна виявити в периферійних лімфоїдних тканинах до того, як вони з'являться в мозку. В тварин з атиповою скрепі нині за допомогою звичайних діагностичних тестів не можна виявити пріони поза межами ЦНС (Shimada et al., 2005; Vascellari et al., 2007; Garza et al., 2014; Rubenstein et al., 2012).

Таблиця 1

Характеристики класичного й атипового скрепі (включно із хворобою, спричиненою збудником Nor98) (H?rnlimann et al., 2006; Ulvund et al., 2008; Benestad et al., 2008; Wemheuer et al., 2011; Adams, 2018).

Характеристика	Класична форма скрепі	Атипова форма скрепі (включно із збудником Nor98)
Уражаються генотипи овець*	Найбільш сприйнятливі гаплотипи VRQ і ARQ. ARR найбільш стійкий	Nor 98 може виникати в тварин із генотипом ARR. Висока інцидентність атипової форми скрепі реєструється в тварин з генотипом AHQ й низька інцидентність у тварин з генотипом ARQ
Вік початку природного захворювання	У овець від 2 до 5 років, середній вік - 3,5 роки	Середній вік - 6,5 років
Тривалість захворювання	Клінічний перебіг триває від 2 тижнів до 6 місяців (до загибелі), іноді довше	Клінічний перебіг триває від 6 тижнів до 8 місяців
Симптоматика	Зміна поведінки, тремор, свербіж і порушення роботи опорно-рухового апарату	Втрата маси тіла, зміна поведінки (нервовість, збудження), нечасте дрижання, свербіж не спостерігається, порушення роботи опорно-рухового апарату (атаксія, рухи по колу)
Розподіл PrPSc в тканинах за природної інфекції та інфекційність	Інфекційний PrPSc постійно присутній в периферійній лімфоїдній тканині	PrPsc не виявляється за межами центральної нервової системи або в периферійній лімфоїдній тканині. Інфекційність виявлена в лімфоїдній тканині, нервах і м'язах із застосуванням біопроби на трансгенних мишах.
Характер і розподіл уражень в центральній нервовій системі	Ураження в сірій речовині включають вакуолізацію, втрату нейронів й нечасто астроцитоз. Ураження переважають в стовбурі мозку й виявляються в довгастому мозку. Розподіл уражень в інших ділянках мозку варіює в широких межах.	Вакуолізація сірої речовини переважає в молекулярному шарі кори мозочку, а також зустрічається в нижчих базальних гангліях і корі головного мозку. Ураження стовбура мозку незначні, а уражень довгастого мозку не спостерігають.
Походження й розподіл PrPSc в центральній нервовій системі	PrPSc виявляють інтра- і перинейронально, й асоційовані з гліозом і в інших місцях. Відкладання PrPSc постійно присутні в хвостовій частині стовбура мозку, здебільшого в довгастому мозку і дорсальних моторних ядрах блукаючого нерва. Ступінь відкладання PrPSc залежить від прогресування захворювання і кінцево виявляється у всій ЦНС.	PrPSc відсутній в нейронах. PrPSc присутній здебільшого в корі мозочка (особливо в молекулярному шарі), корі головного мозку й базальних гангліях, в трійчастому нерві і в білій речовині всього мозку. Дорсальне рухове ядро блукаючого нерва не містить PrPSc.
Можливість зараження трансгенних мишей	Так	Так

* Належить до варіацій амінокислотних замін у кодонах 136, 154 і 171 гена PRNP овець і гаплотипів, які пов'язані з генетичною стійкістю до класичного скрепі.

Імуноблотинг (вестерн-блот) та імуногістохімія є найбільш специфічними методами для виявлення пріонів (Gonz?lez et al., 2002). Імуноблотинг також дозволяє відрізняти пріони атипової/Мо/98 форми скрепі від класичної. У деяких країнах доступні різні швидкі тести для підтвердження класичної форми скрепі, які грунтуються на імуноферментному аналізі, автоматизованих імуноблотингах або інших методах. Швидкі тести дозволяють перевіряти значну кількість зразків і часто використовуються під час нагляду та тестування тварин для забою. Деякі експрес-тести також можуть виявити атипову форму скрепі; однак їх чутливість різна. В аутолізованому мозку скрепі іноді можна підтвердити шляхом електронної мікроскопії. У позитивних випадках виявляють характерні пріонні фібрили, які називаються фібрилами, що пов'язані зі скрепі; однак цей тест має низьку чутливість і більше не використовується. Гістологічне дослідження мозку може бути корисним у підтвердженні діагнозу (хоча воно, як правило, не використовується як єдиний підтверджувальний тест), але деякі тварини на ранніх стадіях інфекції мають незначні губчасті зміни або зовсім не мають останніх. Комбінація тестів може бути використана для сертифікації стад як негативних зі скрепі (Lezmi, Baron and Bencsik, 2010; Terry et al., 2009).

Високочутливі аналізи, включно із методом ампліфікації'! неправильно згорнутого білку - PMCA (protein misfolding cyclic amplification) та метод індукованої вібрацією конверсії (real time quaking- induced conversion; RT-QuIC) можуть виявити інфікованих тварин раніше, ніж імуноблотинг або імуногістохімія (Saborio et al., 2001; Taema et al., 2012; Thorne et al., 2012; Green and Zanusso, 2018).

Молекулярні методи виявляють мінімальні кількості пріонів за їх здатністю перетворювати PrPc (звичайний клітинний білок) у інфекційний пріон in vitro. Нині вони переважно використовуються в наукових дослідженнях, але можуть застосовуватись для рутинної діагностики скрепі у овець і кіз (Espenes et al., 2006).

Скрепі також можна підтвердити шляхом зараження мишей (біологічна проба); однак інкубаційний період у декілька місяців робить цю методику непрактичною для рутинної діагностики.

Серологія не використовується, оскільки антитіла до пріонів в організмі тварин не виробляються.

Скрепі потрібно диференціювати від губчастоподібної енцефалопатії великої рогатої худоби, пріон якого може інфікувати овець в лабораторних умовах, його не часто виявляли у природно інфікованих кіз. За допомогою звичайних пріонних тестів це завдання виконати неможливо. Губчастоподібну енцефалопатію великої рогатої худоби тяжче диференціювати від деяких рідкісних класичних пріонів скрепі, таких як CH1641. Обмежена кількість аналізів, таких як PMCA, використання певних спеціальних типів імуноблотів, картування епітопів, можуть допомогти диференціювати ці два агенти.

Скрепі також необхідно диференціювати від вісни, лістеріозу (нервова форма), сказу, хвороби Ауєскі, отруєнь фосфорорганічними речовинами, карбонатними, ртутьорганічними сполуками, фосфідом цинку, миш'яком, повареною сіллю, а за наявністю симптомів свербежу - від трихофітії, стрептотрихозу, демадекозу, корости. Диференційна діагностика скрепі й вісни не становить труднощів. Незважаючи на наявність багатьох подібних для обох хвороб клініко-епізоотологічних даних, гістологічно в разі скрепі в головному мозку виявляють альтеративні зміни, в тому числі вакуолізацію нейронів, в той час як для вісни характерні запальні зміни, у вигляді негнійного демієлінізуючого менінгоенцефаліта. Для нервової форми лістеріозу характерні: короткий інкубаційний період, хворіють вівці всіх вікових груп, але ягнята в більш тяжкій формі, реєструють гострий перебіг, гарячку, швидке розповсюдження хвороби в господарстві, виділяють збудників захворювання - лістерій. Гістологічними дослідженнями (іноді навіть візуально) в головному мозку виявляють зміни, характерні для гнійного запалення. В разі сказу виявляють дисемінований негнійний енцефаломієліт, а також тільця Бабеша-Негрі в цитоплазмі нервових клітин. Гострий негнійний менінгоенцефаліт характерний для хвороби Ауєскі. Ця хвороба має короткий інкубаційний період, гострий перебіг зі свербежем у місцях проникнення вірусу й швидку загибель. Хворіють тварини усіх вікових груп. Для отруєнь тварин вищезгаданими речовинами характерні симптоми ураження центральної нервової системи: збудження, яке змінюється пригніченням, клонічні й тонічні судоми, дрижання м'язів, ослаблення рефлексів, звужування або розширення зіниць, атаксія, парез і параліч кінцівок. В цьому разі здебільшого одночасно спостерігають симптоми ураження органів травлення (утруднене ковтання, діарея, нечасто запор і тимпанія), ослаблення серцевої діятельності; за деяких отруєнь - часте сечовиділення. Перебіг отруєнь гострий або підгострий, й вони супроводжуються ураженням центральної нервової системи, хворіють тварини усіх вікових груп, захворювання обмежене в часі, часто виявляють значну кількість тварин у короткий відрізок часу. Гістологічно в головному мозку (часто і в спинному) виявляють розлади гемодинаміки (підвищене кровонаповнення судин, серозно-фібринозний набряк їх стінок, периваскулярні набряки, набряк мозкової речовини), дистрофію нейронів (за деяких отруєнь їх вакуолізацію), загибель нервових клітин з їх розпадом і утворенням клітин-тіней, демієлінізацію мозкової речовини, вогнищеві некрози. В разі трихофітії, стрептотрихозу, демадекозу, корости зміни обмежуються ураженням шкіри, крім того, виділяють відповідних збудників (Rubenstein et al., 2012).

Профілактика і заходи боротьби. Збудник класичного скрепі здебільшого заноситься до благополучних господарств з тваринами-носіями, хоча є й інші шляхи, такі як контакт з зараженим кормом (наприклад, сіном). Ризик занесення скрепі можна знизити, якщо стадо не поповнювати новими тваринами або мінімізувати закупки поголів'я іззовні. Якщо ж все-таки необхідно додати тварин для заміни, вони повинні бути зі стад, негативних за результатами тестування на це захворювання для уникнення будь-якої можливості зараження овець. Молоко та молозиво від потенційно інфікованих овець або кіз не згодовують здоровим тваринам. Підбір генетично стійких овець з метою заміни маток і племінних баранів також може бути корисним для зниження ризику зараження отари. Програми сертифікації можуть допомогти виявити отари, абсолютно вільні від скрепі.

У стадах овець, де є заражені тварини, заходи контролю можуть включати видалення тварин з позитивним тестом на живих тваринах з груп підвищеного ризику зараження і/або генетичною сприйнятливістю до скрепі. Ягнята, заражаються переважно від своїх матерів, тому видалення потомства інфікованих овець допомагає в контролі цього захворювання. Крім того, в деяких країнах вибраковують членів інфікованих когорт тварин, які народились разом з ними протягом першого року життя.

Зниження впливу високих концентрацій пріонів (наприклад, через плаценту) може зменшити інтенсивність передачі збудника в стаді. Під час розведення овець обов'язково використовують баранів із генетичною стійкістю до цього захворювання. У стадах кіз, де генетична стійкість до скрепі вивчена не до кінця, боротися з хворобою складніше. На неблагополучних фермах, особливо в стадах кіз, іноді застосовується повна депопуляція з наступним очищенням і дезінфекцією; однак ліквідація захворювання є проблемною, адже можливі рецидиви хвороби.

Є дослідження, які показують, що можна сформувати стадо овець, вільне від скрепі, використовуючи тварин із інфікованого стада шляхом пересадки ембріонів.

Компоненти офіційних програм з контролю/викорінення скрепі часто включають нагляд (наприклад, під час забою, на фермах і в діагностичних зразках, відправлених до лабораторії), сертифікацію отар/стад, карантин або депопуляцію інфікованих стад, відслідковування інфікованих тварин і підвищення генетичної стійкості овець. Декілька країн досягли оздоровлення від класичного скрепі використовуючи жорсткий контроль імпорту, хоча популяції овець, які утримуються в цих країнах генетично сприйнятливі.

У США, наприклад, головні принципи програми з викорінення скрепі (National Scrapie Eradication Program) грунтуються на селективному розведенні овець зі стійкими до скрепі генотипами та нагляді. Як уже зазначалось, вівці з генотипом ARR/ARR вважаються відносно стійкими, а вівці з генотипом VRQ/VRQ дуже сприйнятливі до збудника класичного скрепі. Остаточна діагностика скрепі у живих тварин може бути складною, і негативні результати передсмертних діагностичних тестів слід інтерпретувати з обережністю та підтверджувати за допомогою серійних тестів. Програма з викорінення скрепі у США була успішною в зниженні поширеності скрепі у овець і кіз у Сполучених Штатах (Cassmann and Greenlee, 2020).

Не існує методів боротьби з атиповою формою скрепі, яка реєструється спорадично й на низькому рівні, і, ймовірно, не розповсюджується легко між тваринами в польових умовах (Greenlee, 2019).

Профілактика скрепі в першу чергу передбачає охорону господарств від занесення збудника, недопущення контакту тварин неблагополучних і благополучних стад, лабораторні дослідження головного мозку у разі забою овець. Найбільш ефективними заходами профілактики є повна заборона імпорту овець і кіз із регіонів та країн, де діагностується хвороба, у вільні від скрепі території. Карантинні заходи, наприклад, щодо заборони імпорту, які були запроваджені Австралією та Новою Зеландією, зумовили ліквідацію хвороби у цих країнах. Потенційно ризиконебезпечною є торгівля продуктами овець і кіз, які можуть бути інфікованими. Забороняють використання мозку у харчових продуктах.

Пасивний та активний нагляд є основою відслідковування скрепі овець і кіз. За пасивного нагляду власники тварин і лікарі ветеринарної медицини повідомляють про виникнення типових симптомів хвороби. Для підтвердження діагнозу проводять посмертні дослідження мозку підозрілих тварин за допомогою гістологічних та імуногістохімічних методів. Активний нагляд передбачає проведення пріон-тесту після забою овець і кіз. Це слід робити у разі забою як підозрілих, ризикованих, так і клінічно здорових овець і кіз незалежно від статусу (Ac?n et al., 2013; Ac?n and Pitarch, 2016).

МЕБ затвердило спеціальну програму з профілактики й боротьби зі скрепі овець і кіз. З 2002 р. у ряді країн Європи почала діяти нова програма заходів з боротьби зі скрепі. Вона передбачає дослідження різних груп тварин (трупи, вимушено забиті, клінічно здорові).

У разі встановлення діагнозу на скрепі овець господарство оголошують неблагополучним і в ньому запроваджують карантинні обмеження.

Клінічно хворих на скрепі овець і кіз (з нервово-паралітичними симптомами) і всіх тварин ураженої лінії (батьків і потомство) незалежно від фізіологічного стану ізолюють і піддають забою в господарстві. Вимушено вбитих хворих, їх батьків і потомство, трупи загиблих від скрепі тварин, абортплоди і посліди спалюють. Тварин, що знаходилися в контакті з хворими, мітять і спостерігають за ними протягом 24 міс. Вивезення таких тварин дозволяється лише на забій. В стадах (отарах), де реєструється висока захворюваність (20% і більше) і летальність від скрепі овець і кіз, а також у нових виявлених вогнищах, раніше благополучних із цього захворювання районах, якщо уражено багато ліній тварин приймається рішення про знищення тварин, що належать цим лініям. Здорових тварин без прояву клінічних ознак вбивають на санітарній бойні м'ясокомбінату.

Гній від хворих тварин спалюють або знезаражують витримуванням в буртах протягом 2 років, в цьому разі верхні шари штабеля (бурта) обробляють 5% розчином гіпохлориту кальцію, хлораміну та іншими хлоровмісними препаратами.

Обслуговуючий персонал і фахівці ветеринарної медицини в неблагополучному зі скрепі господарстві повинні дотримуватись правил безпеки. Догляд за хворими на скрепі тваринами, їх ветеринарні обробки, забій і розтин трупів, а також прибирання приміщень здійснюють в халаті, гумових чоботах, шапочці, фартуху і рукавичках. Після роботи чоботи, рукавички, фартухи та інші речі занурюють на 24 год в 5% розчин гіпохлориту кальцію або хлораміну. Поверхня робочого стола, де проводився розтин хворих тварин, дезінфікується 5% розчином гіпохлориту кальцію і хлораміну. У разі потрапляння інфікованого матеріалу на шкіру це місце обробляють протягом 3-5 хв 3% розчином перекису водню, після чого змивають струменем води з милом і обробляють спиртом.

Карантинні обмеження з неблагополучного зі скрепі овець і кіз господарства знімають через 2 роки після останнього випадку забою або загибелі хворих на скрепі тварин і проведення заключних заходів. Продаж або виведення овець і кіз в інші господарства для міжгосподарського обміну, племінних і виробничих цілей забороняється протягом 2 років після зняття карантинних обмежень.



Висновки

За результатами проведеного аналітичного дослідження сучасних наукових літературних джерел встановлено, що захворюваня овець і кіз на скрепі є широко розповсюдженим в стадах овець і кіз в усьому світі (особливо в країнах Європи та Північної Америки - торгівельних партнерів України). У звязку з цим існує нагальна необхідність проведення активної системи епіднагляду серед овець і кіз з метою виявлення випадків хвороби, що у свою чергу матиме рішуче значення для попередження занесення і розповсюдження хвороби на території України та раннього виявлення джерел збудників цього захворювання.



References

Ac?n, C. and Pitarch, J. L. (2016) `Controlling scrapie and bovine spongiform encephalopathy in goats', The Veterinary record, 178(7), pp. 166-167. doi: 10.1136/vr.i702.

Ac?n, C., Mart?n-Burriel, I., Monle?n, E., Lyahyai, J., Pitarch, J. L., Serrano, C. and Badiola, J.J. (2013) `Prion protein gene variability in Spanish goats. Inference through susceptibility to classical scrapie strains and pathogenic distribution of peripheral PrP(sc.).' PloS one, 8(4), pp. 1-13. doi: 10.1371/journal.pone.0061118.

Acutis, P. L., Martucci, F., D'Angelo, A., Peletto, S., Colussi, S., Maurella, C. and Lombardi, G. (2012) `Resistance to classical scrapie in experimentally challenged goats carrying mutation K222 of the prion protein gene', Veterinary research, 43(1), p. 8. doi: 10.1186/1297-9716-43-8.

Adams, D. B. (2018) `Evolutionary biology and the risk of scrapie disease in sheep', Open veterinary journal, 8(3), pp. 282-294. doi: 10.4314/ovj.v8i3.7.

Alarcon, P., Marco-Jimenez, F., Horigan, V., Ortiz-Pelaez, A., Rajanayagam, B., Dryden, A. and Adkin, A. (2021) `A review of cleaning and disinfection guidelines and recommendations following an outbreak of classical scrapie', Preventive veterinary medicine, 193, pp. 1-9. doi: 10.1016/j.prevetmed.2021.105388.

Andr?oletti, O., Berthon, P., Marc, D., Sarradin, P., Grosclaude, J., van Keulen, L. and Lantier, F. (2000) `Early accumulation of PrP(Sc) in gut-associated lymphoid and nervous tissues of susceptible sheep from a Romanov flock with natural scrapie', The Journal of general virology, 81(12), pp. 3115-3126. doi: 10.1099/0022-1317-81-12-3115.

Andrievskaia, O., Algire, J., Balachandran, A. and Nielsen, K. (2008) `Prion protein in sheep urine', Journal of veterinary diagnostic investigation : official publication of the American Association of Veterinary Laboratory Diagnosticians, 20(2), pp. 141-146. doi: 10.1177/104063870802000201.

Bannach, O., Birkmann, E., Reinartz, E., Jaeger, K. E., Langeveld, J. P., Rohwer, R. G. and Riesner, D. (2012) `Detection of prion protein particles in blood plasma of scrapie infected sheep', PloS one, 7(5), pp. 1-8. doi: 10.1371/journal.pone.0036620.

Beekes, M. and McBride, P. A. (2000) `Early accumulation of pathological PrP in the enteric nervous system and gut-associated lymphoid tissue of hamsters orally infected with scrapie', Neuroscience letters, 278(3), pp. 181184. doi: 10.1016/s0304-3940(99)00934-9.

Benestad, S. L., Arsac, J. N., Goldmann, W. and N?remark, M. (2008) `Atypical/Nor98 scrapie: properties of the agent, genetics, and epidemiology', Veterinary research, 39(4), p. 19. doi: 10.1051/vetres:2007056.

Benestad, S. L., Sarradin, P., Thu, B., Sch?nheit, J., Tranulis, M. A. and Bratberg, B. (2003) `Cases of scrapie with unusual features in Norway and designation of a new type, Nor98', The Veterinary record, 153(7), pp. 202-208. doi: 10.1136/vr.153.7.202.

Brown, P., Will, R. G., Bradley, R., Asher, D. M. and Detwiler, L. (2001) `Bovine spongiform encephalopathy and variant Creutzfeldt-Jakob disease: background, evolution, and current concerns', Emerging Infectious Diseases, 7(1), pp. 6-16. doi: 10.3201/eid0701.010102.

Buschmann, A., Biacabe, A. G., Ziegler, U., Bencsik, A., Madec, J. Y., Erhardt, G. and Groschup, M. H. (2004) `Atypical scrapie cases in Germany and France are identified by discrepant reaction patterns in bSe rapid tests', Journal of virological methods, 117(1), pp. 27-36. doi: 10.1016/j.jviromet.2003.11.017.

Cassard, H., Torres, J. M., Lacroux, C., Douet, J. Y., Benestad, S. L., Lantier, F. and Andr?oletti, O. (2014) `Evidence for zoonotic potential of ovine scrapie prions', Nature communications, 5, pp. 1 - 9. doi: 10.1038/ncomms6821.

Cassmann, E. D. and Greenlee, J. J. (2020) `Pathogenesis, detection, and control of scrapie in sheep', American journal of veterinary research, 81(7), pp. 600-614. doi: 10.2460/ajvr.81.7.600.

Colussi, S., Vaccari, G., Maurella, C., Bona, C., Lorenzetti, R., Troiano, P. and Acutis, P. L. (2008) `Histidine at codon 154 of the prion protein gene is a risk factor for Nor98 scrapie in goats'. The Journal of general virology, 89(12), pp. 3173-3176. doi: 10.1099/vir.0.2008/004150-0.

Comoy, E.E., Mikol, J., Luccantoni-Freire, S., Correia, E., Lescoutra-Etchegaray, N., Durand, V. and Deslys, J.P. (2015) `Transmission of scrapie prions to primate after an extended silent incubation period', Scientific reports, 5, pp. 1-11. doi: 10.1038/srep11573.

Corbi?re, F., Perrin-Chauvineau, C., Lacroux, C., Costes, P., Thomas, M., Br?maud, I. and Andreoletti, O.

`PrP-associated resistance to scrapie in five highly infected goat herds', The Journal of general virology, 94(1), pp. 241-245. doi: 10.1099/vir.0.047225-0.

Curcio, L., Sebastiani, C., Di Lorenzo, P., Lasagna, E. and Biagetti, M. (2016) `Review: A review on classical and atypical scrapie in caprine: Prion protein gene polymorphisms and their role in the disease', Animal, 10(10), pp 1585-1593. doi: 10.1017/S1751731116000653.

Dassanayake, R. P., Schneider, D. A., Truscott, T. C., Young, A. J., Zhuang, D. and O'Rourke, K. I. (2011) `Classical scrapie prions in ovine blood are associated with B lymphocytes and platelet-rich plasma', BMC veterinary research, 7, pp. 1-11. doi: 10.1186/1746-6148-7-75.

Detwiler, L. A. and Baylis, M. (2003) `The epidemiology of scrapie', Revue scientifique et technique (International Office of Epizootics), 22(1), pp. 121-143. doi: 10.20506/rst.22.1.1386.

Donaldson, D. S., Kobayashi, A., Ohno, H., Yagita, H., Williams, I. R. and Mabbott, N. A. (2012) `M celldepletion blocks oral prion disease pathogenesis', Mucosal immunology, 5(2), pp. 216-225. doi: 10.1038/mi.2011.68.

Epstein, V., Pointing S., and Halfacre, S. (2005) `Atypical scrapie in the Falkland Islands', The Veterinary record, 157(21), pp. 667-668. doi: 10.1136/vr.157.21.667-c.

Ersdal, C., Ulvund, M. J., Benestad, S. L. and Tranulis, M. A. (2003) `Accumulation of pathogenic prion protein (PrPSc) in nervous and lymphoid tissues of sheep with subclinical scrapie', Veterinary pathology, 40(2), pp. 164-174. doi: 10.1354/vp.40-2-164.

Ersdal, C., Ulvund, M. J., Espenes, A., Benestad, S. L., Sarradin, P. and Landsverk, T. (2005) `Mapping PrPSc propagation in experimental and natural scrapie in sheep with different PrP genotypes', Veterinary pathology, 42(3), pp. 258-274. doi: 10.1354/vp.42-3-258.

Espenes, A., Press, C. M., Landsverk, T., Tranulis, M. A., Aleksandersen, M., Gunnes, G. and Ulvund, M. J. (2006) `Detection of PrP(Sc) in rectal biopsy and necropsy samples from sheep with experimental scrapie', Journal of comparative pathology, 134(2-3). pp. 115-125. doi. 10.1016/ j.jcpa.2005.08.001.

Fediaevsky, A., Calavas, D., Gasqui, P., Moazami-Goudarzi, K., Laurent, P., Arsac, J. N., Ducrot, C. and Moreno, C. (2010) `Quantitative estimation of genetic risk for atypical scrapie in French sheep and potential consequences of the current breeding programme for resistance to scrapie on the risk of atypical scrapie', Genetics, selection, evolution (GSE), 42(1), p. 1-7. doi: 10.1186/1297-9686-42-14.

Fediaevsky, A., Tongue, S. C., N?remark, M., Calavas, D., Ru, G. and Hopp, P. (2008) `A descriptive study of the prevalence of atypical and classical scrapie in sheep in 20 European countries', BMC veterinary research, 4(19), pp. 1-24. https://doi.org/10.1186/1746-6148-4-19.

Foster, J. D., Goldmann, W. and Hunter, N. (2013) `Evidence in sheep for pre-natal transmission of scrapie to lambs from infected mothers', PloS one, 8(11), pp. 1-13. doi: 10.1371/journal.pone.0079433.

Fragkiadaki, E. G., Vaccari, G., Ekateriniadou, L. V., Agrimi, U., Giadinis, N. D., Chiappini, B. and Nonno, R. (2011) `PRNP genetic variability and molecular typing of natural goat scrapie isolates in a high number of infected flocks', Veterinary research, 42(1), pp. 1-6. doi: 10.1186/1297-9716-42-104.

Garza, M. C., Monz?n, M., Mar?n, B., Badiola, J. J. and Monle?n, E. (2014) `Distribution of peripheral PrP(Sc) in sheep with naturally acquired scrapie', PloS one, 9(5), pp. 1-5. doi: 10.1371/journal.pone.0097768.

Georgsson, G., Adolfsdottir, J. A., Palsdottir, A., Jorundsson, E., Sigurdarson, S. and Thorgeirsdottir, S. (2008) `High incidence of subclinical infection of lymphoid tissues in scrapie-affected sheep flocks', Archives of virology, 153(4), pp. 637-644. doi: 10.1007/s00705-008-0035-8.

Gonz?lez, L., Martin, S., Begara-McGorum, I., Hunter, N., Houston, F., Simmons, M. and Jeffrey, M. (2002) `Effects of agent strain and host genotype on PrP accumulation in the brain of sheep naturally and experimentally affected with scrapie', Journal of comparative pathology, 126(1), pp. 17-29. doi: 10.1053/jcpa.2001.0516.

Gonz?lez, L., Sis?, S., Monle?n, E., Casalone, C., van Keulen, L. J., Balkema-Buschmann, A. and Ac?n, C. (2010) `Variability in disease phenotypes within a single PRNP genotype suggests the existence of multiple natural sheep scrapie strains within Europe', The Journal of general virology, 91(10), pp. 2630-2641. doi: 10.1099/vir.0.022574-0.

Gordon, W. S. (1946) `Advances in veterinary research', Veterinary Record, 1946; 58(47), pp. 516-520.

G?tte, D. R., Benestad, S. L., Laude, H., Zurbriggen, A., Oevermann, A. and Seuberlich, T. (2011) `Atypical scrapie isolates involve a uniform prion species with a complex molecular signature', PloS one, 6(11), pp. 1-10. doi: 10.1371/journal.pone.0027510.

Gough, K. C. and Maddison, B. C. (2010) `Prion transmission: prion excretion and occurrence in the environment', Prion, 4(4), pp. 275-282. doi: 10.4161/pri.4.4.13678.

Gough, K. C., Baker, C. A., Rees, H. C., Terry, L. A., Spiropoulos, J., Thorne, L. and Maddison, B. C. (2012) `The oral secretion of infectious scrapie prions occurs in preclinical sheep with a range of PRNP genotypes', Journal of virology, 86(1), pp. 566-571. doi: 10.1128/JVI.05579-11.

Green, A. and Zanusso, G. (2018) `Prion protein amplification techniques', Handbook of clinical neurology, 153, pp. 357-370. doi: 10.1016/B978-0-444-63945-5.00019-2.

Greenlee J. J. (2019) `Review: Update on Classical and Atypical Scrapie in Sheep and Goats', Veterinary pathology, 56(1), pp. 6-16. doi: 10.1177/0300985818794247.

Greenlee, J. J., Kunkle, R. A., Richt, J. A., Nicholson, E. M. and Hamir, A. N. (2014) `Lack of prion accumulation in lymphoid tissues of PRNP ARQ/ARR sheep intracranially inoculated with the agent of scrapie', PloS one, 9(9), pp. 1-6. doi: 10.1371/journal.pone.0108029.

Greenwood P. (2002). `Federal disease control--scrapie', The Canadian veterinary journal La revue veterinaire canadienne, 43(8), pp. 625-629.

Gr?goire, S., Bergot, A. S., F?raudet, C., Carnaud, C., Aucouturier, P. and Rosset, M. B. (2005) `The murine B cell repertoire is severely selected against endogenous cellular prion protein', Journal of immunology (Baltimore, 1950), 175(10), pp. 6443-6449. doi: 10.4049/jimmunol.175.10.6443.

Hadlow, W. J., Kennedy, R. C. and Race, R. E. (1982) `Natural infection of Suffolk sheep with scrapie virus', The Journal of infectious diseases, 146(5), pp. 657-664. doi: 10.1093/infdis/146.5.657.

Halliez, S., Jaumain, E., Huor, A., Douet, J. Y., Lugan, S., Cassard, H. and Vilette, D. (2014) `White blood cellbased detection of asymptomatic scrapie infection by ex vivo assays', PloS one, 9(8), pp. 1-8. doi.

10.1371/journal.pone.0104287.

H?usermann, C., Schwermer, H., Oevermann, A., Nentwig, A., Zurbriggen, A., Heim, D. and Seuberlich, T. (2010) `Surveillance and simulation of bovine spongiform encephalopathy and scrapie in small ruminants in Switzerland', BMC veterinary research, 6, pp. 1-13. doi. 10.1186/1746-6148-6-20.

Hautaniemi, M., Tapiovaara, H., Korpenfelt, S.L. and Sihvonen, L. (2012) `Genotyping and surveillance for scrapie in Finnish sheep', BMC veterinary research, 8. pp. 1-7. doi: 10.1186/1746-6148-8-122.

H?rnlimann, B., Riesner, D. and Kretschmar, H. (2006) `Prions in Humans and Animals Berlin: De Gruyter. Hull, D.L. 1980. Individuality and selection', Annual Review of Ecology, Evolution, and Systematics, 11, pp. 311-332.

Houston, F., McCutcheon, S., Goldmann, W., Chong, A., Foster, J., Sis?, S. and Hunter, N. (2008) `Prion diseases are efficiently transmitted by blood transfusion in sheep', Blood, 112(12), pp. 4739-4745. doi: 10.1182/blood-2008-04-152520.

Jacobs, J. G., Sauer, M., van Keulen, L. J., Tang, Y., Bossers, A. and Langeveld, J. P. (2011) `Differentiation of ruminant transmissible spongiform encephalopathy isolate types, including bovine spongiform encephalopathy and CH1641 scrapie', The Journal of general virology, 92(1), pp. 222-232. doi: 10.1099/vir.0.026153-0.

Jeffrey, M., Gonz?lez, L., Espenes, A., Press, C. M., Martin, S., Chaplin, M. and McGovern, G. (2006) `Transportation of prion protein across the intestinal mucosa of scrapie-susceptible and scrapie-resistant sheep' The Journal of pathology, 209(1), pp. 4-14. doi: 10.1002/path.1962.

Kanata, E., Humphreys-Panagiotidis, C., Giadinis, N.D., Papaioannou, N., Arsenakis, M. and Sklaviadis, T.

`Perspectives of a scrapie resistance breeding scheme targeting Q211, S146 and K222 caprine PRNP alleles in Greek goats', Veterinary research, 45(1) p. 43. doi: 10.1186/1297-9716-45-43.

Kittelberger, R., Chaplin, M.J., Simmons, M. M., Ramirez-Villaescusa, A., McIntyre, L., MacDiarmid, S. C. and O'Keefe, J. S. (2010) `Atypical scrapie/Nor98 in a sheep from New Zealand', Journal of veterinary diagnostic investigation : official publication of the American Association of Veterinary Laboratory Diagnosticians, Inc, 22(6), pp. 863-875. doi: 10.1177/104063871002200604.

Klein, M. A., Kaeser, P.S., Schwarz, P., Weyd, H., Xenarios, I., Zinkernagel, R. M. and Aguzzi, A. (2001) `Complement facilitates early prion pathogenesis', Nature medicine, 7(4), pp. 488-492. doi: 10.1038/86567.

Konold, T., Hawkins, S. A., Thurston, L. C., Maddison, B. C., Gough, K. C., Duarte, A. and Simmons, H. A.

`Objects in Contact with Classical Scrapie Sheep Act as a Reservoir for Scrapie Transmission', Frontiers in veterinary science, 2, p. 32. doi: 10.3389/fvets.2015.00032

Konold, T., Moore, S. J., Bellworthy, S. J., Terry, L. A., Thorne, L., Ramsay, A. and Simmons, H. A. (2013) `Evidence of effective scrapie transmission via colostrum and milk in sheep', BMC veterinary research, 9, p. 99. doi: 10.1186/1746-6148-9-99.

Konold, T., Thorne, L., Simmons, H. A., Hawkins, S. A., Simmons, M. M. and Gonz?lez, L. (2016) `Evidence of scrapie transmission to sheep via goat milk', BMC veterinary research, 12, p. 208. doi:10.1186/s12917-016-0807-4.

Lacroux, C., Simon, S., Benestad, S. L., Maillet, S., Mathey, J., Lugan, S. and Andr?oletti, O. (2008) `Prions in milk from ewes incubating natural scrapie', PLoS pathogens, 4(12), pp. 1-11. doi: 10.1371/journal.ppat.1000238.

Le Dur, A., B?ringue, V., Andr?oletti, O., Reine, F., La?, T. L., Baron, T. and Laude, H. (2005) `A newly identified type of scrapie agent can naturally infect sheep with resistant PrP genotypes', Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America, 102(44), pp. 16031-16036. doi: 10.1073/pnas.0502296102.

Lezmi, S., Baron, T. G. and Bencsik, A. A. (2010) `Is the presence of abnormal prion protein in the renal glomeruli of feline species presenting with FSE authentic', BMC veterinary research, 6, p. 41. doi: 10.1186/17466148-6-41.

Loiacono, C.M., Thomsen, B.V., Hall, S.M., Kiupel, M., Sutton, D., O'Rourke, K. and Keane, D. (2009). `Nor98 scrapie identified in the United States', Journal of veterinary diagnostic investigation : official publication of the American Association of Veterinary Laboratory Diagnosticians, 21(4), pp. 454-463. doi: 10.1177/104063870902100406.

Mabbott, N. A. and Bruce, M. E. (2002) `Follicular dendritic cells as targets for intervention in transmissible spongiform encephalopathies', Seminars in immunology, 14(4), pp. 285-293. doi: 10.1016/s1044-5323(02)00061-1.

Mabbott, N. A., Bruce, M. E., Botto, M., Walport, M. J. and Pepys, M. B. (2001) `Temporary depletion of complement component C3 or genetic deficiency of C1q significantly delays onset of scrapie', Nature medicine, 7(4) pp. 485-487. doi: 10.1038/86562.

Maestrale, C., Cancedda, M. G., Pintus, D., Masia, M., Nonno, R., Ru, G. and Ligios, C. (2015) `Genetic and Pathological Follow-Up Study of Goats Experimentally and Naturally Exposed to a Sheep Scrapie Isolate', Journal of virology, 89(19), pp. 10044-10052. doi: 10.1128/JVI.01262-15.

McCulloch, L., Brown, K. L., Bradford, B. M., Hopkins, J., Bailey, M., Rajewsky, K., Manson, J. C. and Mabbott,

N. A. (2011) `Follicular dendritic cell-specific prion protein (PrP) expression alone is sufficient to sustain prion infection in the spleen', PLoS pathogens, 7(12), pp. 1-20. doi: 10.1371/journal.ppat.1002402.

Mitchell, G. B., O'Rourke, K. I., Harrington, N. P., Soutyrine, A., Simmons, M. M., Dudas, S. and Balachandran, A. (2010) `Identification of atypical scrapie in Canadian sheep', Journal of veterinary diagnostic investigation : official publication of the American Association of Veterinary Laboratory Diagnosticians, 22(3), pp. 408-411. doi: 10.1177/104063871002200310.

Mohan, J., Brown, K. L., Farquhar, C. F., Bruce, M. E. and Mabbott, N. A. (2004) `Scrapie transmission following exposure through the skin is dependent on follicular dendritic cells in lymphoid tissues', Journal of dermatological science, 35(2), pp. 101-111. doi: 10.1016/j.jdermsci.2004.05.005.

Moore, S. J., Smith, J. D., Greenlee, M. H., Nicholson, E. M., Richt, J. A. and Greenlee, J. J. (2016) `Comparison of Two US Sheep Scrapie Isolates Supports Identification as Separate Strains', Veterinary pathology, 53(6), pp. 1187-1196. doi: 10.1177/0300985816629712.

Onnasch, H., Gunn, H. M., Bradshaw, B. J., Benestad, S. L. and Bassett, H. F. (2004) `Two Irish cases of scrapie resembling Nor98', The Veterinary record, 155(20), pp. 636-637. doi: 10.1136/vr.155.20.636.

Orge, L., Oliveira, A., Machado, C., Lima, C., Ochoa, C., Silva, J. and Simas, J. P. (2010) `Putative emergence of classical scrapie in a background of enzootic atypical scrapie', The Journal of general virology, 91(6), pp. 16461650. doi: 10.1099/vir.0.018879-0.

Pattison, I. H., Hoare, M. N., Jebbett, J. N. and Watson, W. A. (1972) `Spread of scrapie to sheep and goats by oral dosing with foetal membranes from scrapie-affected sheep', The Veterinary record, 90(17), pp. 465-468. doi: 10.1136/vr.90.17.465.

Prinz, M., Huber, G., Macpherson, A. J., Heppner, F. L., Glatzel, M., Eugster, H. P., Wagner, N. and Aguzzi, A. (2003) `Oral prion infection requires normal numbers of Peyer's patches but not of enteric lymphocytes', The American journal of pathology, 162(4), pp. 1103-1111. doi: 10.1016/S0002-9440(10)63907-7.

Requena, J. R., Kristensson, K., Korth, C., Zurzolo, C., Simmons, M., Aguilar-Calvo, P. and Zerr, I. (2016) `The Priority position paper: Protecting Europe's food chain from prions', Prion, 10(3), pp. 165-181. doi: 10.1080/19336896.2016.1175801.

Rubenstein, R., Bulgin, M. S., Chang, B., Sorensen-Melson, S., Petersen, R. B. and LaFauci, G. (2012) `PrP(Sc) detection and infectivity in semen from scrapie-infected sheep', The Journal of general virology, 93(6), pp. 1375-1383. doi: 10.1099/vir.0.038802-0.

Rubenstein, R., Chang, B., Gray, P., Piltch, M., Bulgin, M.S., Sorensen-Melson, S. and Miller, M.W. (2011) `Prion disease detection, PMCA kinetics, and IgG in urine from sheep naturally/experimentally infected with scrapie and deer with preclinical/clinical chronic wasting disease', Journal of virology, 85(17), pp. 9031-9038. doi: 10.1128/JVI.05111-11.

Rutala, W. A. and Weber, D. J. (2010) `Society for Healthcare Epidemiology of America. Guideline for disinfection and sterilization of prion-contaminated medical instruments' Infection control and hospital epidemiology, 31(2), pp. 107-117. doi: 10.1086/650197.

Ryder, S. J., Dexter, G. E., Heasman, L., Warner, R. and Moore, S. J. (2009) `Accumulation and dissemination of prion protein in experimental sheep scrapie in the natural host', BMC veterinary research, 5, p. 9. doi: 10.1186/1746-6148-5-9.

Saborio, G. P., Permanne, B. and Soto, C. (2001) `Sensitive detection of pathological prion protein by cyclic amplification of protein misfolding', Nature, 411(6839), pp. 810-813. doi: 10.1038/35081095.

Salta, E., Panagiotidis, C., Teliousis, K., Petrakis, S., Eleftheriadis, E., Arapoglou, F. and Sklaviadis, T. (2009) `Evaluation of the possible transmission of BSE and scrapie to gilthead sea bream (Sparus aurata)', PloS one, 4(7), pp. 1-13. doi: 10.1371/journal.pone.0006175.

Schmerr, M. J., Jenny, A. L., Bulgin, M. S., Miller, J. M., Hamir, A. N., Cutlip, R. C. and Goodwin, K. R. (1999) `Use of capillary electrophoresis and fluorescent labeled peptides to detect the abnormal prion protein in the blood of animals that are infected with a transmissible spongiform encephalopathy', Journal of chromatography. A, 853(1-2), pp. 207-214. doi: 10.1016/s0021-9673(99)00514-2.

Schneider, D. A., Madsen-Bouterse, S. A., Zhuang, D., Truscott, T. C., Dassanayake, R. P. and O'Rourke, K. I. (2015) `The placenta shed from goats with classical scrapie is infectious to goat kids and lambs', The Journal of general virology, 96(8), pp. 2464-2469. doi: 10.1099/vir.0.000151.

Seuberlich, T., Botteron, C., Benestad, S. L., Br?nisholz, H., Wyss, R., Kihm, U. and Zurbriggen, A. (2007) `Atypical scrapie in a Swiss goat and implications for transmissible spongiform encephalopathy surveillance', Journal of veterinary diagnostic investigation : official publication of the American Association of Veterinary Laboratory Diagnosticians, Inc, 19(1), pp. 1-8. doi: 10.1177/104063870701900102.

Shimada, K., Hayashi, H. K., Ookubo, Y., Iwamaru, Y., Imamura, M., Takata, M. and Yokoyama, T. (2005) `Rapid PrP(Sc) detection in lymphoid tissue and application to scrapie surveillance of fallen stock in Japan: variable PrP(Sc) accumulation in palatal tonsil in natural scrapie', Microbiology and immunology, 49(8), pp. 801-804. doi: 10.1111/j.1348-0421.2005.tb03660.x.

Shmakov, A. N. and Ghosh, S. (2001) `Prion proteins and the gut: une liaison dangereuse?' Gut, 48(4), pp. 443-447. doi: 10.1136/gut.48.4.443.

Sis?, S., Jeffrey, M. and Gonz?lez, L. (2009) `Neuroinvasion in sheep transmissible spongiform encephalopathies: the role of the haematogenous route', Neuropathology and applied neurobiology, 35(3), pp. 232246. doi: 10.1111/j.1365-2990.2008.00978.x.

Sis?, S., Jeffrey, M., Martin, S., Chianini, F., Dagleish, M. P. and Gonz?lez, L. (2010) `Characterization of strains of ovine transmissible spongiform encephalopathy with a short PrPd profiling method', Journal of comparative pathology, 142(4), pp. 300-310. doi: 10.1016/j.jcpa.2009.12.003.

Smith, P. G. and Bradley, R. (2003) `Bovine spongiform encephalopathy (BSE) and its epidemiology', British medical bulletin, 66, pp. 185-198. doi: 10.1093/bmb/66.1.185.

Sofianidis, G., Psychas, V., Billinis, C., Spyrou, V., Argyroudis, S. and Vlemmas, I. (2008) `Atypical PrPsc distribution in goats naturally affected with scrapie', Journal of comparative pathology, 138(2-3), pp. 90-101. doi: 10.1016/j.jcpa.2007.11.006.

Spiropoulos, J., Hawkins, S.A., Simmons, M. M. and Bellworthy, S. J. (2014) `Evidence of in utero transmission of classical scrapie in sheep', Journal of virology, 88(8), pp. 4591-4594. doi: 10.1128/JVI.03264-13.

Tabouret, G., Lacroux, C., Lugan, S., Costes, P., Corbi?re, F., Weisbecker, J. L., Schelcher, F. and Andr?oletti,

O. (2010) `Relevance of oral experimental challenge with classical scrapie in sheep', The Journal of general virology, 91(8), pp. 2139-2144. doi: 10.1099/vir.0.021311-0.

Taema, M. M., Maddison, B.C., Thorne, L., Bishop, K., Owen, J., Hunter, N. and Gough, K. C. (2012) `Differentiating ovine BSE from CH1641 scrapie by serial protein misfolding cyclic amplification', Molecular biotechnology, 51(3), pp. 233-239. doi: 10.1007/s12033-011-9460-0.

Tamg?ney, G., Richt, J. A., Hamir, A. N., Greenlee, J. J., Miller, M. W., Wolfe, L. L. and Prusiner, S. B. (2012) `Salivary prions in sheep and deer', Prion, 6(1), pp. 52-61. doi: 10.4161/pri.6.1.16984.

Terry, L. A., Howells, L., Bishop, K., Baker, C. A., Everest, S., Thorne, L., Maddison, B. C. and Gough, K. C. (2011) `Detection of prions in the faeces of sheep naturally infected with classical scrapie', Veterinary research, 42(1), p. 65. doi: 10.1186/1297-9716-42-65

Terry, L. A., Howells, L., Hawthorn, J., Edwards, J. C., Moore, S. J., Bellworthy, S. J. and Everest, S. J. (2009) `Detection of PrPsc in blood from sheep infected with the scrapie and bovine spongiform encephalopathy agents', Journal of virology, 83(23), pp. 12552-12558. doi: 10.1128/JVI.00311-09.

Thorne, L., Holder, T., Ramsay, A., Edwards, J., Taema, M. M., Windl, O. and Terry, L. A. (2012) `In vitro amplification of ovine prions from scrapie-infected sheep from Great Britain reveals distinct patterns of propagation', BMC veterinary research, 8, pp. 1-10. doi: 10.1186/1746-6148-8-223.

Tranulis, M. A., Osland, A., Bratberg B. and Ulvund, M. J. (1999) `Prion protein gene polymorphisms in sheep with natural scrapie and healthy controls in Norway', The Journal of general virology, 80 (4), pp. 1073-1077. doi: 10.1099/0022-1317-80-4-1073.

Tuo, W., Zhuang, D., Knowles, D. P., Cheevers, W. P., Sy, M. S. and O'Rourke, K. I. (2001) `Prp-c and Prp-Sc at the fetal-maternal interface', The Journal of biological chemistry, 276(21), pp. 18229-18234. doi: 10.1074/jbc.M008887200.

Ulvund, M. J. 2008 `Ovine scrapie disease: do we have to live with it?', Small Rumin. Res, 76, pp. 131-140.

Vascellari, M., Nonno, R., Mutinelli, F., Bigolaro, M., Di Bari, M.A., Melchiotti, E. and Agrimi, U. (2007) `PrPSc in salivary glands of scrapie-affected sheep', Journal of virology, 81(9), pp. 4872-4876. doi: 10.1128/JVI.02148-06.

VerCauteren, K. C., Pilon, J. L., Nash, P. B., Phillips, G. E. and Fischer, J. W. (2012) `Prion remains infectious after passage through digestive system of American crows (Corvus brachyrhynchos)', PloS one, 7(10), pp. 1-4. doi: 10.1371/journal.pone.0045774.

Wadsworth, J. D., Joiner, S., Linehan, J. M., Balkema-Buschmann, A., Spiropoulos, J., Simmons, M. M. and Collinge, J. (2013) `Atypical scrapie prions from sheep and lack of disease in transgenic mice overexpressing human prion protein', Emerging infectious diseases, 19(11), pp. 1731-1739. doi. 10.3201/eid1911.121341.

Webb, P. R., Powell, L., Denyer, M., Marsh, S., Weaver, C., Simmons, M. M. and Spencer, Y. I. (2009) `A retrospective immunohistochemical study reveals atypical scrapie has existed in the United Kingdom since at least 1987', Journal of veterinary diagnostic investigation : official publication of the American Association of Veterinary Laboratory Diagnosticians, 21(6), pp. 826-829. doi: 10.1177/104063870902100609.

Wemheuer, W. M., Benestad, S. L., Wrede, A., Wemheuer, W. E., Brenig, B., Bratberg, B. and Schulz- Schaeffer, W. J. (2011) `PrPSc spreading patterns in the brain of sheep linked to different prion types', Veterinary research, 42(1), pp. 1-14. doi: 10.1186/1297-9716-42-32.

Zabel, M. D. and Avery, A. C. (2015) `Prions--not your immunologist's pathogen', PLoS pathogens, 11(2), pp. e1004624. doi: 10.1371/journal.ppat.1004624.

Размещено на Allbest.ru

...