Оценка антропогенного загрязнения водоёмов г. Ишима по показателям спонтанного мутирования у Drosophila melanogaster

Сильно влияют на чувствительность клеток к УФ-излучению мутации некоторых генов. В ряде случаев такие гены ответственны за восстановление клеток от лучевых повреждений. Мутации других генов нарушают синтез белка и строение клеточных мембран, тем самым повышая радиочувствительность негенетических компонентов клетки. Мутации, повышающие чувствительность к УФ-излучению, известны и у высших организмов. Так, наследственное заболевание - пигментная ксеродерма обусловлено мутациями генов, контролирующих темновую репарацию.

Собственный мутагенный эффект экстремальных температур не доказан. Однако очень низкие или очень высокие температуры нарушают деление клетки (возникают геномные мутации). Экстремальные температуры усиливают действие других мутагенов, поскольку снижают ферментативную активность репарационных систем.

2.2 Химические мутагены и их влияние на живые клетки

К химическим мутагенам относятся многие химические соединения самого разнообразного строения. Наибольшую мутагенную активность проявляют различные алкилирующие соединения, а также нитрозосоединения, некоторые антибиотики, обладающие противоопухолевой активностью.

Химические мутагены делят на мутагены прямого действия (соединения, реакционная способность которых достаточна для химической модификации ДНК, РНК и некоторых белков), и мутагены непрямого действия (промутагены - вещества, которые сами по себе инертны, но превращаются в организме в мутагены, в основном в результате ферментативного окисления).

Мишенью действия мутагенов в клетке являются ДНК и некоторые белки. Ряд мутагенов вызывают мутации, не связываясь ковалентно с ДНК. В этом случае матричный синтез на ДНК протекает с ошибками. В синтезируемой нити ДНК оказывается на один нуклеотид больше или меньше обычного и возникают мутации.

Существуют мутагены, ингибирующие синтез предшественников ДНК. В результате происходит замедление или даже остановка синтеза ДНК. Мутагенные и канцерогенные свойства химических веществ тесно связаны между собой. Поэтому выявление возможных мутагенов в окружающей среде, испытание на мутагенность продуктов промышленного синтеза (красители, лекарственные средства, пестициды и др.) - важная задача современной генетики.

Установлено, что мутагенной активностью обладает несколько тысяч химических соединений. Однако в отличие от ионизирующего и ультрафиолетового излучений для химических мутагенов характерна специфичность действия, зависящая от природы объекта и стадии развития клетки. При взаимодействии химических мутагенов с компонентами наследственных структур (ДНК и белками) возникают первичные повреждения последних. В дальнейшем эти первичные повреждения ведут к возникновению мутаций.

Химические мутагены:

- окислители и восстановители;

- алкилирующие агенты и пестициды;

- некоторые пищевые добавки;

- продукты переработки нефти и органические растворители;

- лекарственные препараты.

2.2.1 Влияние химических мутагенов на живые клетки

Многие химические соединения, встречающиеся в окружающей среде, обладают способностью взаимодействовать с ДНК или с ее низкомолекулярными предшественниками и вызывать мутации. Некоторые вещества изначально являются реакционноспособными мутагенами, непосредственно соединяющимися с ДНК и изменяющими ее химическую структуру, другие, так называемые промутагены , для превращения в мутагены претерпевают метаболическую активацию под действием ферментативных систем организма.

Главным источником мутаций, возникающих под действием алкилирующих агентов, является алкилирование O-6 в гуанине и O-4 в тимине ДНК. Другими сайтами, алкилирование которых реже приводит к мутациям, могут быть N-3 гуанина, N-1, N-3 и N-7 аденина, N-3 цитозина, а также N-3 и N-4 тимина. При этом спектр мутаций, возникающих под действием любого алкилирующего агента, как правило, специфичен.

Благодаря функционированию репаративных систем клетки к возникновению мутаций приводит лишь небольшая часть алкилирований ДНК. Поэтому частота реакций между алкилирующим агентом и ДНК не связана простой зависимостью с их мутагенной активностью.

Число известных химических веществ, способных вызывать модификации нуклеотидов ДНК по другим механизмам, быстро возрастает с расширением исследований в этой области. Среди таких мутагенов следует упомянуть азотистую кислоту , которая образуется из нитритов (NaNO2 и KNO2) в водных растворах при низких значениях pH. Азотистая кислота дезаминирует гуанин до ксантина, аденин до гипоксантина, а цитозин до урацила. В ДНК спаривание урацила с аденином приводит к транзициям GC->AT, гипоксантин вызывает обратную транзицию AT->GC, ксантин же не спаривается ни с одним из пиримидинов ДНК, и его включение оказывается летальным для клетки.

Мутагенным действием обладают различные органические перекиси. Сама перекись водорода не оказывает мутагенного эффекта, но становится сильным мутагеном в сочетании с формальдегидом или ацетоном, у которых индуцирует образование свободных радикалов. Азид натрия - мощный ингибитор дыхания, также в ряде случаев обладает мутагенным действием, что связывают с накоплением в процессе метаболизма мутагенных перекисей.

Перекиси индуцируют мутации и разрывы хромосом, имитируя мутагенное действие рентгеновских лучей, которые индуцируют образование различных реакционноспособных радикалов. И, наконец, среди химических мутагенов необходимо упомянуть аналоги нуклеозидов и оснований: 5-бромдезоксиуридин и 2-аминопурин , являющиеся сильными мутагенами. Спаривание с аденином 5- бромдезоксиуридина, обычно включающегося в ДНК вместо цитозина, приводит к образованию транзиций GC->AT. Обратные транзиции AT->GC возникают под действием 2-аминопурина.

Красители, обладающие способностью интеркалировать между основаниями ДНК, вызывают мутации со сдвигом рамки считывания. К таким красителям, в частности относятся хорошо известные бромистый этидий и производные акридина.

2.3 Биологические мутагены и их влияние на живые клетки

К биологическим мутагенам относят ДНК- и РНК-содержащие вирусы, некоторые полипептиды и белки, например О-стрептолизин и ряд ферментов рестриктаз, а также препараты некоторых ДНК и определенные плазмиды. Механизмы образования мутаций при действии различных биологических факторов не вполне ясны, однако агенты, содержащие нуклеиновые кислоты, могут вызывать нарушение процессов рекомбинации, что приводит к возникновению мутаций. Действие рестриктаз сводится к «разрезанию» цепей ДНК в месте (локусе) определенной последовательности нуклеотидов, специфичном для каждой рестриктазы. Биологические мутагены: - специфические последовательности ДНК - транспозоны; - некоторые вирусы (вирус кори, краснухи, гриппа); - продукты обмена веществ (продукты окисления липидов); Транспозоны - один из классов мобильных элементов генома которые, встраиваясь в геном, могут вызывать мутации, в том числе и такие значительные как хромосомные перестройки. Они играют важную роль в процессах переноса лекарственной устойчивости среди микроорганизмов, рекомбинации, и обмена генетическим материалом между различными видами как в природе так и в ходе генно-инженерных исследований.

3. Характеристика исследуемых водоёмов

Река Ишим - самый длинный приток Иртыша. Длина реки 2450 км, в т.ч. в Тюменской области - 670 км. Площадь водосбора 177 тыс. км². В пределах Тюменской области р. Ишим течет по Ишимской гривно-лощинной наклонной равнине (В.А. Лезин, 1999).

Пойма чаще всего двусторонняя, высоко расположенная, шириной до 6-7 км, луговая, закустарена или залесена, прорезана старицами. Русло сильно извилистое, шириной 50-80 м, местами 100 м, песчано-илистое, на многих участках зарастает водной растительностью, берега крутые и обрывистые. Глубины на плесах 3-9 м, на перекатах 0,6-1,0 м. Скорость течения на плесах не превышает 0,1-0,2 м/с, на перекатах возрастает до 0,5-1,5 м/с.

Рис. 4. Карта-схема раойна исследования (г. Ишим и Ишимский район)

Питание р. Ишим на тюменском участке преимущественно снеговое. Половодье начинается в среднем 10 апреля. Средняя продолжительность половодья в Ишимском районе около 90 дней. Средняя многолетняя разность уровня воды колеблется в пределах 4-8 м.

Средние месячные температуры воды на тюменском участке колеблются по годам: в мае - от 7,8° до 15,1°, в июне - от 13,5° до 22,6°, в июле - от 18,6° до 24,2°, в августе от 15,4° до 21,8°, в сентябре - от 9,2° до 18,0°, в октябре от 2,2° до 6,6°. Средняя дата перехода температуры воды через 0,2° весной - 23 апреля, осенью - 3 ноября.

Ледостав устанавливается на реке во второй половине октября - второй декаде ноября и продолжается в среднем 168-170 дней. Средняя толщина льда в марте 70-75 см, наибольшая - 100-110 см.

Минерализация воды р. Ишим колеблется от средней до высокой. В половодье в зависимости от водности года она чаще всего изменяется от 250 до 450 мг/л, в летне-осеннюю межень - от 750 до 850 мг/л, а в низкую зимнюю межень возрастает до 1,0-1,3 г/л. По химическому составу вода в половодье гидрокарбонатно-кальциевая. В межень вода либо гидрокарбонатно-хлоридная, либо хлоридная, натриевая.

По степени жесткости речная вода в половодье мягкая или умеренно жесткая, в летне-осеннюю межень становится жесткой, а в зимнюю межень - очень жесткой. Водородный показатель рН обычно колеблется в пределе 7,0-7,8, т.е. вода нейтральная или слабощелочная.

Среднее многолетнее содержание кислорода в воде у г. Ишим составляет 8,7-9,5 мг/л. Зимой содержание кислорода в воде у города сильно снижается - до 4,3- 4,5 мг/л (30-35% нормы насыщения). В безледоставный период содержание кислорода в воде составляет 10-14 мг/л, что временами значительно выше нормы насыщения (летом - до 130-150%).

Химический анализ показал, что по всем учтённым элементам наблюдается повышение концентрации вниз по течению.

Сравнение этих показателей с санитарными нормативами (СанПиН 2.1.4.1074-01, Перечень рыбохозяйственных нормативов) обнаружило, что загрязнение воды по хозяйственно-бытовым показателям наблюдается по аммонию (1,3 - 2,4 ПДК), железу (1,2 ПДК). Аммоний, по-видимому, имеет фекальное происхождение - вдоль реки расположен неблагоустроенный жилой сектор, пойма используется под выпас скота.

Загрязнение воды по рыбохозяйственным показателям наблюдается: по сульфатам и меди (3,0-4,8 ПДК и 1,0-3,5 ПДК), аммонию, фосфатам и железу (1,3-12,1 ПДК; 2,9-5,7 ПДК; 1,5-35,0 ПДК), нитритам (3,1-6,6 ПДК). Содержание сульфатов является фоновым, остальные загрязняющие элементы имеют антропогенное происхождение.

Основные изменения уровня загрязнения воды р. Ишим характеризуются следующим:

- превышение предельно допустимой концентрации (ПДК) во всех створах на протяжении десятилетнего периода отмечается по нефтепродуктам, фенолам, меди, железу, пестицидам (кроме ДДЭ);

- основную роль в повышении концентрации аммонийного и нитратного азота (выше ПДК) играет местный (Ишимского района и города), а не транзитный сток;

- загрязнение воды реки нефтепродуктами, соединениями азотной группы, железа, меди, что связано со спецификой сбросов загрязняющих веществ.

Река Ишим имеет важное хозяйственное значение. Ее воды широко используются для водоснабжения и орошения. Вместе с тем ежегодный сброс сточных вод в реки бассейна Ишима, из которых примерно половина приходится на загрязненные воды, постоянно возрастает.

Озеро Чертовое занимает дно обширной просадочной котловины (1 км²) на надпойменной террасе в восточной части города. Со всех сторон окружено жилой застройкой. Почвы котловины оторфованы, обогащены глинистыми фракциями. Небольшой перепад высот между краем и дном котловины обуславливает высокий уровень стояния грунтовых вод. Испытывая сезонное поднятие, связанное с таянием снега, они подтапливают окружающую территорию.

Небольшой перепад высот между краем и дном котловины обусловливает высокий уровень стояния грунтовых вод. Испытывая сезонное поднятие, связанное с таянием снега, они подтапливают окружающую территорию. В настоящее время в озере Чертовом идут работы, связанные с его благоустройством, в т.ч. дренаж. Водное зеркало разделено на несколько частей, по краям устроены дренажные каналы, направляющие грунтовые воды в озеро, проведено углубление дна. Несмотря на частичный перехват подземного стока, грунтовые воды выходят выше зеркала вод. Береговой грунт даже в наиболее сухой период (сентябрь) имеет ярко выраженные признаки оглавления.

Зимой под ледяным покровом озерные воды имеют температуру около 0С. Весной температура воды повышается до 4-5С, в июле достигает 20С. Начиная с августа, происходит постепенное снижение температуры, которое в октябре достигает наименьших значений и прекращается до схода льда. Активная реакция среды слабощелочная (рН = 7,6-8,2), минерализация воды находится в пределах величин 0,2-1,0 г/л, жесткость воды не превышает 0,2-5,1 мг-экв/л (С.В. Квашнин, 2009).

Химический анализ показал, что на исследованных участках озера Чертовое загрязнение воды по хозяйственно-бытовым показателям не наблюдается. Загрязнение воды по рыбохозяйственным показателям составляет: по сульфатам (3,0 ПДК), нитритам (0,2 ПДК), фосфатам (4,4-5,6 ПДК), железу (1,2-1,3 ПДК), меди (1,5 ПДК). Содержание сульфатов является фоновым, остальные загрязняющие элементы имеют антропогенное происхождение (А.Ю. Левых, 2011).[7]

4. Материалы и методы исследования

4.1 Биология, морфология и разведение дрозофилы

Дрозофила является очень удобным объектом для генетических исследований и чисто учебных целей. Четыре наиболее важные особенности: 1) небольшой срок развития от яйца до взрослой мухи; 2) исключительно высокая плодовитость; 3) богатство наследственных рас или мутаций; 4) малое число хромосом.

Дрозофила впервые была использована в лабораторных опытах Карпентером для разработки некоторых биологических вопросов в самом начале прошлого столетия. В 1910 г. Т.Х. Морганом была обнаружена первая мутационно возникшая наследственная раса (мутант) дрозофилы, а именно белоглазая (white). Начиная с этого времени дрозофилу, усиленно начали изучать при проведении генетического и цитологического анализов ближайшие сотрудники Моргана (Стэртевант, Мёллер и Бриджес).

Ряд теоретических вопросов генетики искусственное получение мутации и природа гена, определение пола и локализация половых факторов в хромосомах, проблемы экспрессии гена, генетика популяции, механизм расо- и видообразования и многие другие проблемы интенсивно изучаются на дрозофиле. Эти и другие исследования имеют важное значение не только в генетике, но и в решении вопросов общей биологии и эволюции видов.

Drosophilamelanogaster, иначе плодовая, или уксусная муха, принадлежит к семейству Drosophicidae из отряда Diptera. Это очень мелкая мушка, величиной около 2 .1 мм, с ярко-красными глазами и серым телом.

Родиной Dr. melanogaster считается Индо-малайская область. В настоящее время она почти космополит и населяет Северную и Южную Америку, Африку, Австралию, Японию и Южную Европу (до Северной Франции). В пределах России Dr. melanogaster обычна на Кавказе. На севере этот вид встречается до 60° северной широты, куда он проникает в летнее время вместе с потоком фруктов и овощей.

Питается дрозофила ферментируемыми фруктами, овощами, древесным соком. В лабораториях мух разводят на питательной среде, составляемой по разным рецептам.

Краткое описание: дрозофила относится к той её расе или форме, которая обитает в природе и поэтому носит название дикой (wildtype), или нормальной (Normal).

В лабораторных условиях нормальной температурой для дрозофилы надо считать 24-25 єС. При температуре несколько превышающей 31 єС она становится бесплодной полностью или частично.

При нормальной температуре цикл развития дрозофилы от яйца до взрослой мухи длится приблизительно 10 суток. Развитие яйца составляет 20 часов, а развитие личинки и куколки 8 суток, то есть по 4 суток соответственно. Таким образом, имеется возможность получать в год 40 поколений дрозофил.

С понижением температуры развитие сильно замедляется. Так, при 10єС личиночный период растягивается до 57 дней, а куколочный - до 13-14 дней: при 20°С сроки соответственно равны 8 и 6,3 дня.

Продолжительность жизни взрослой мухи, то есть с момента вылупления её из куколки, в лабораторных условиях равна 3 - 4 неделям и в значительной мере зависит от условий содержания (температуры, влажности, пищи, плотности населения, наличия в питательной среде бактерий). В специальных опытах дрозофилы жили до 152 дней. Жизнеспособность мутантов в большинстве случаев понижена по сравнению с диким типом, хотя известны мутационные расы, обладающие повышенной по сравнению с нормальными мухами жизнеспособностью.

Самки и самцы дрозофилы несколько отличаются по величине и по ряду других морфологических признаков.

Рис.1. Дрозофила: 1 - самка: 2 - самец.

Самки несколько крупнее самцов (рис. 1). Брюшко у самки более округлое с заострённым концом; у самца оно боле цилиндрическое с притуплённым концом и сильно пигментированными (чёрными) несколькими последними тергитами. Тергитами у насекомых называют скелетные хитиновые пластинки брюшка со спинной стороны. У самки имеется 8 хорошо развитых тергитов, у самца - 6, причём шестой и седьмой тергиты слиты, а восьмой вошел в состав полового аппарата. Стернитами называют такие же хитиновые пластинки с брюшной стороны. У самки их 4, у самца - 3.

К числу вторичнополовых признаков относятся половые гребешки самца, представляющие собой ряд крепких хитиновых щетинок на правом членике лапки передних ног. У самки половые гребешки отсутствуют. [11]

4.2 Питательная среда и ее приготовление. Правила работы с дрозофилой, подготовка и постановка опытов

Главными составными частями среды, на которой разводят дрозофилу в лабораториях, является сахар и дрожжи. Сахар вносят в среду в виде сахарозы, изюма, патоки или сусла. Он является тем субстратом, на котором развиваются дрожжи, которые, в свою очередь, служат основной пищей дрозофилы. Кроме того, дрожжи предохраняют среду от поражения плесенью.

В качестве составного компонента в питательную среду входит также агар-агар, который придаёт среде желеобразную консистенцию.

На дрожжевой среде мухи развиваются значительно быстрее, очень крупные, с прекрасным проявлением всех признаков. Однако, благодаря обилию мух и наличию в среде неблагоприятно действующих на дрозофилу бактерий и грибов, развившиеся на такой среде, мухи живут сравнительно недолго. Поэтому дрожжевую среду рекомендуют применять во всех случаях, за исключением поддержания основных линий.

Приготовленная питательная среда не может сохраняться дольше 3-4 дней, особенно когда она уже разлита в стаканчики, пробирки или флакончики, так как начинает развиваться плесень.

Для предупреждения развития в культурах плесени добавляют пропионовую кислоту или 10% спиртовой раствор нипагина (этилбензойная кислота).

Готовую среду можно хранить в холодильнике, где она может оставаться месяц и больше. При отсутствии прессованных дрожжей для варки среды можно пользоваться сухими дрожжами, произведя перерасчет на прессованные - пекарские дрожжи, содержащие 75% воды.

Рецепт питательной среды (в г)

Приготовление питательной среды.

Ниже приводится способ приготовления питательной среды, по рецепту №5 на 10 пробирок.

Растворяют 5 г агар-агара в 250 мл холодной воды и доводят до кипения.

Добавляют 8 г прессованных дрожжей (в кипящий агар-агар и варят на медленном огне 40 мин.

Добавляют8 г манной крупы и 8 г сахарного песка и варят помешивая еще 15 минут.

Для предохранения приготовленного корма в дальнейшем от заплесневения необходимо добавить 1 мл пропионовой кислоты в корм, остудив его предварительно до 60° и разлить в пробирки примерно на 1 - 1,5 см их высоты. Пробирки закрывают пробкой из натуральной чистой ваты.

Разливать среду следует так, чтобы она не попадала на стенки пробирки, тонкий слой её скоро подсыхает, и отложенные на нём яйца погибают. Во избежание этого рекомендуется разливать среду при помощи воронки, укреплённой на штативе. На горлышко воронки разливают мягкую резиновую трубку с моровским зажимом.

Через 30-40 минут среда застывает в виде довольно плотного желе. После этого её поверхность засевают дрожжами, добавляют 1-2 капли дрожжевого молочка (2-3г обычных дрожжей разводят в 50 мл воды), и среда готова к потреблению.

Правила работы с дрозофилой. Все манипуляции с мухами выполняют под наркозом. В качестве наркотизирующего вещества употребляют серный эфир рrо narcosi. Наркоз мух проводят морилкой (эфиризатором), который представляет собой пробирку с корковой пробкой. Внутри помещается ватный тампончик, смоченный эфиром. Осторожным встряхиванием или постукиванием пальцами о стенки пробирки следует перегнать мух подальше от пробки, затем быстро открыть её (можно накрыть марлей или сеткой) и столь же быстро приставить к отверстию морилки. Как только мухи перестанут двигаться, их нужно тотчас вытряхнуть на чистый лист бумаги. От большей дозы наркоза мухи погибают через 3-5 мин. Характерный признак погибших от эфира мух растопыренные кверху и в сторону крылья и безжизненно вытянутые лапки.

Знакомство с морфологическими особенностями мух удобнее всего производить под слабым увеличением бинокуляра, лупы с увеличением х 4, располагая мух на молочно-белом стекле. Мух можно передвигать при помощи препаровальной иглы тонкой кисточки или перышка. Брать усыпленных мух можно глазным пинцетом за крылышки или ножки (если особи бескрылые).

Если во время просмотра мухи начинают просыпаться от наркоза, их следует накрыть часовым стеклом или половинкой чашки Петри, под которые положен кусочек ваты, смоченный эфиром (1-2 капли).

Подготовка мух и постановка опытов. Для скрещивания необходимо брать заведомо девственных самок не старше 10-12 часов после вылупления. Для этой цели из тех культур, из которых надлежит взять девственных самок, за несколько часов до начала массового вылета мух, следует удалить родительских мух. После этого культуру просматривают через 8-10 часовые интервалы. Вылупляющихся девственных самок изолируют от самцов и используют для соответствующих скрещиваний.

В каждый флакончик с емкостью 20 мл с 5-6 мл питательной среды следует сажать 2-3 самки и 2-3 самцов. Превышение указанной нормы может привести к перенаселению в культуре (crowdingeffect), что влечет за собой значительное измельчение мух и сокращение продолжительности их жизни.

Первые 1,5-2 сутки после вылупления самка дрозофилы не откладывает яиц. В среднем одна самка откладывает 200-300 яиц. Кладка яиц лучше всего происходит на среду, на которой достаточно хорошо проросли дрожжи. Этот оптимум откладки яиц лежит между 24-36 часов, после того как питательная среда была засеяна дрожжами. По мере старения культуры и усиления брожения питательной среды интенсивность откладки яиц падает. Работы с дрозофилой должны фиксироваться в дневнике или книге протоколов опытов (табл. 1). [12]

Таблица 1. Примерная форма дневника практической работы

4.3 Материалы и методы

Для учёта рецессивных летальных мутаций в половой хромосоме дрозофилы применялась методика Мёллер-5. В этой методике линия-анализатор содержала в обеих Х хромосомах по две инверсии, не связанные с летальным действием. Х-хромосомы самки маркированы генами Bar(B) и whiteapricot(wa). Самцы этой линии жизнеспособны.

Среды для выращивания мушек готовили на речной, дистиллированной и воде из озера Чертовое. В качестве контроля использовали среду, приготовленную на дистиллированной воде.

Культуру дрозофил выращивали на средах с речной, дистиллированной и водой из озера Чертовое до четвёртого поколения включительно. В каждом опыте закладывали по два стаканчика со средой, в каждый закладывали по три самки, три самца. По десять самцов четвёртого покления из каждого опыта скрещивали с самками линии- анализатора Мёллер-5. Самцов и самок первого поколения скрещивали между собой, анализировали самцов второго поколения по фенотипическим признакам выживаемости. Для анализа достоверности результатов использовали критерии соответствия ч2 К. Пирсона[2]

Список использованной литературы

1. Абдулаева, Н.М. Чувствительность хромосом эритроцитов рыб семейства карповых к действию токсикантов [Текст]/Н.М.Абдулаева, А.Р.Исаев.//Современные проблемы адаптации и биоразнообразия: труды международной научной конференции, Махачкала, 2006. -С.37-38

2. Боготова З.И., Биттуева М.М., Керефова М.К. Биология, морфология и разведение дрозофилы // Методические указания к практическим занятиям по большому практикуму. Начальник 2009. С. 4-6

3. Боготова З.И., Биттуева М.М., Керефова М.К. Питательная среда и ее приготовление. Правила работы с дрозофилой, подготовка и постановка опытов // Методические указания к практическим занятиям по большому практикуму. Начальник 2009. С. 7-10

4. Вейер. Б. Анализ генетических данных. М..: 1995.-С. 85-91.

5. Джамбетова, Л.М. Влияние нефтезагрязнений на морфологические и цитогенетические характеристики растений[Текст]/Л.М.Джамбетова, Н.В.Реутова, М.Н.Ситников// Экологическая генетика.-М.,-2005.-ТIII.-№4- С. 6-10.

6. Джамбетова,Л.М., Реутова, Н.В.Чувствительность растительных и бактериальных тест-систем при определении мутагенного влияния нефтезагрязнений на окружающую среду[Текст] / Л.М. Джамбетова, Н.В. Руетова // Экологическая генетика. -2006. - Т. III. №1. -С. 22-27.

7. Дубинина. Л.Г. Исследование питьевой воды из различных районов г. Москвы/ Л.Г.Дубинина. Н.П.Дубинин //Генетика 1996.- Т 32.-№9.- С.1225-1228.

8. Исбель, Б.. Наука об окружающей среде Б. Небель Мир. 1993. -С. 307. 328. 329.

9. Левых, А.Ю., О.Е. Токарь, Г.Г. Пузынина, А.С. Красненко, А.В. Ериолаева, Д.О. Шерер, О.С. Козловцева. Современное состояние наземных и водных экосистем[Текст] г. Ишима. - Ишим: ИГПИ им. П.П.Ершова, 2011. -С 14-15; 17-18

10. Лобашев, М.Е. Генетика [Текст] / М.Е. Лобашев. ИЗД-во Ленинградского университета, 1969. -С. 303-306

11. Пузынина Г.Г., Степанова. Н.М. Исследование мутагенной активности питьевой воды г. Ишима [Текст] / Г.Г. Пузынина, Н.М. Степанова / Урбоэкосистемы: проблемы и перспективы развития: Материалы IIмеждународной. Науч.-практ. Конф. - Ишим: Изд-во ИГПИ им. П.П.Ершова, 2007. - С. 54-139.

12. Тарасов, А.В, Абилев, С.К.Велибеков, Р.М. Тарасов, В.А. Увеличение эффективности QSAR-анализа при оценке канцерогенной активности галопроизводных углеводородов // Экологическая генетика. М., 2005. Т.III. №2. -С. 5-14.

Размещено на Allbest.ru