Наркотические вещества растительного происхождения

При исследовании внутренних органов трупов (печень, желудок и т. п.) на наличие алкалоидов и других органических веществ поступают следующим образом: 100 г тщательно измельченного материала заливают 200 мл дистиллированной воды (соотношение объекта и воды 1:2), подкисленной до рН 2,0-2,5 насыщенным водным раствором винной или щавелевой кислоты, и оставляют на 2 часа при периодическом взбалтывании. Водное извлечение сливают с твердых частиц объекта, а последние еще раз настаивают примерно час с водой, подкисленной винной или щавелевой кислотой до рН 2,5. Водную вытяжку процеживают через двойной слой марли.

Объединенные извлечения центрифугируют. Прозрачную жидкость повторно экстрагируют хлороформом из кислого раствора (3-4 раза по 15-20 мл хлороформа), а затем из щелочного (3-4 раза). Подщелачивание до рН 10 производят 25% раствором аммиака, проверяя реакцию среды по универсальному индикатору [9, с. 27].

Алкалоиды, введенные в организм, подвергаются различным превращениям: гидролизу, окислению, восстановлению и т. п.; только немногие алкалоиды выделяются из организма в неизмененном виде. Одним из свойств алкалоидов является способность их вступать во взаимодействие с молекулой белка и образовывать комплексы, не изолируемые или трудно изолируемые водой. Реакция взаимодействия алкалоидов с белками протекает обычно при величине рН, лежащей выше изоэлектрической точки белков (рН 4-5), т. е. в слабокислой области. С повышением возможно и в живом организме (рН крови 7,3-7,5) и в трупе (рН 6,2 и выше). Для того чтобы изолировать алкалоиды из биологического материала, необходимо прежде всего разрушить комплексы алкалоидов с белками. Разрушение этих комплексов происходит в результате изменения рН среды. По данным В. Ф. Крамаренко, оптимальным является рН 2,5- 3,01. Алкалоиды, освобожденные из комплексных соединений с белками при подкислении объекта до рН 2,5-3,0, экстрагируют из водных растворов органическими растворителями. В зависимости от константы диссоциации алкалоиды переходят из солей в свободные основания при различных значениях рН среды. Слабоосновные алкалоиды, например кофеин (К = 4,1 * 10-14), соли которых полностью гидролизуются в водных растворах, экстрагируются из водных растворов органическими растворителями даже из кислой среды. Более сильные основания, например папаверин (К = 8,15-10~9) или наркотин (К= 1,5-10~8), переходят в основания и экстрагируются из слабощелочной среды и, наконец, алкалоиды со сравнительно большой величиной константы диссоциации, например кодеин (К = 9-10TM7), требуют для своего извлечения более сильного подщелачивашш. Степень экстрагирования алкалоидов различными органическими растворителями. [1, с. 31].

3. Химико-токсикологический анализ кокаина

Кокаин (на сленге: кокс, первый, кокос, дорогой, кока, снег, орт, корс, си, орех, чарли, белый) -- один из представителей ряда тропановых алкалоидов, наркотик, производимый из листьев коки (Erythroxylon coca) -- растения, распространённого в Южной Америке.

Встречается в виде белого порошка или пасты. Оказывает эффект анестезии, препятствуя передаче информации от одной нервной клетки другой. Горько-сладкий на вкус, вызывает онемение языка и дёсен при пробе «на язык».

Описание кокаина:

Кокаин-основание при кристаллизации из спирта представляет собой призматические кристаллы. Температура плавления 98°; [б]_d =-71,95° (в водном растворе). Растворимость кокаина по Мюллеру в воде 1:563, этиловом спирте 1 : 8,6, эфире, насыщенном водой, 1 : 2,9, в воде, насыщенной эфиром, 1 : 394, бензоле 1 : 1, в хлороформе 1 : 1, в уксусноэтиловом эфире 1:1.

История кокаина

Кока является самым древним, одним из сильнейших и одним из наиболее опасных стимуляторов природного происхождения.

За три тысячи лет до рождества Христова древние инки в Андах жевали листья коки для ускорения сердцебиения и дыхания, чтобы выжить в горах в условиях разреженного воздуха. Коренные перуанцы жевали листья коки исключительно во время религиозных церемоний.

Это табу было нарушено когда испанские солдаты вторглись в Перу в 1532 году. Работающие на испанских серебряных рудниках индейцы-рабы снабжались листьями коки, что позволяло легче их контролировать и эксплуатировать. Кокаин был впервые синтезирован в 1859 году, но вплоть до 1880 года его действие ещё не было распознано медиками. Психоаналитик Зигмунд Фрейд, который сам принимал кокаин, был первым, кто широко рекламировал кокаин как тонизирующее средство для лечения депрессии и импотенции.

В 1886 году кокаин получил ещё большую популярность, когда Джон Пембертон включил листья коки в качестве составляющей его нового безалкогольного напитка, «Кока-кола». Эйфорическое и возбуждающее воздействие на потребителей способствовали взлёту популярности «Кока-колы» на рубеже столетий. Так кокаин начал двигаться к своей популярности.

Начиная с 1850-х до начала 1900-х годов кокаин и приправленные опиумом эликсиры (магические или медицинские снадобья), тоники и вина широко употреблялись представителями всех социальных слоев. Известные личности, включая Томаса Эдисона и актрису Сару Бернар, рекламировали кокаин, и «чудесное» воздействие тоников и эликсиров из кокаина. Кокаин стал опорой индустрии немого кино, и послания в поддержку кокаина, исходившие в то время из Голливуда, воздействовали на миллионы.

Потребление кокаина в обществе выросло, и угроза, которую таил в себе кокаин, постепенно стала более заметной. К 1905 году стало популярным вдыхать кокаин через нос, и в течение пяти лет больницы и медицинская литература стали сообщать о случаях повреждений носовых тканей, вызванных потреблением кокаина.

Возросшее потребление кокаина сделало заметными проблемы, вызываемые им. А это, в конце концов, привело к требованиям общественности запретить кокаин и его массовое потребление. В 1903 году общественное давление заставило компанию «Кока-кола» перестать использовать коку в безалкогольных напитках. В 1912 году правительство Соединённых Штатов сообщило о том, что кокаин, стал причиной 5 000 смертей, и к 1922 году кокаин был официально запрещён.

Изолирование

Растительный объект 1г сырья заливают 40 мл 90% этанола и нагревают на водяной бане с обратным холодильником, фильтруют и охлаждают. К спиртовому извлечению прибавляют 10 мл 1,5% раствор кислоты лимонной и экстрагируют хлороформом порциями по 20 мл 2 раза. Хлороформное извлечение отбрасывают, к водно-спиртовому остатку прибавляют натрия гидрокарбоната до pH=8,2 и вновь экстрагируют хлороформом двумя порциями по 20 мл. Полученное извлечение исследуют.

Биожидкости

А) к 50 мл мочи добавляют кислоту хлористоводородную до pH=2 и смесь экстрагируют эфиром диэтиловым для удаления кислых и нейтральных соединений. К водной фазе добавляют 25% раствор аммония гидроксида до pH=10 и проводят двухкратную экстракцию смесью хлороформ:изопропанол(3:1);

Б) 5 мл крови экстрагируют 15 мл н-бутилхлорида. Органическую фазу отделяют и смешивают с 10 мл 0,1 М раствор кислоты хлористоводородной. После интенсивного встряхивания в течении 5 минут водную фазу отделяют, добавляют 25% раствор аммония гидроксида до pH=10 и смесь дважды экстрагируют хлороформом по 5 мл.

Методы обнаружения:

1. Предварительные испытания вещественных доказательств:

А) 5-10 мг порошка помещают в пробирку, прибавляют 1 мл 16% раствора кислоты хлористоводородной, 1 мл раствора кобальта роданида и 1 мл хлороформа, пробирку интенсивно встряхивают, органический слой окрашивается в голубой цвет;

Б) к нескольким крупинкам исследуемого вещества или к сухому остатку хлороформного извлечения прибавляют 2 мл концентрированной кислоты серной и 2 мл спирта этилового. Смесь нагревают на водяной бане в течение 5 мин. Появляется характерный запах бензойноэтилового эфира. Этот запах хорошо ощущается, если к полученной жидкости прибавить 5-10-ти кратный объем холодной воды.

В) Биожидкости. Иммунохроматографический тест «ИммуноХром-КОКАИН-Экс-пресс» компании «Прогрессивные Био-медицинские технологии Лтд» позволяет идентифицировать кокаин и/или метаболиты в концентрации 300нг/мл.

2. Реакция с общеалкалоидными реактивами: несколько капель хлороформного извлечения помещают на предметное стекло, хлороформ испаряют. Сухой остаток растворяют в 1 капле 10% раствора кислоты хлористоводородной, добавляют 1 каплю реактива Драгендорфа. В присутствии кокаина образуется осадок буро-коричневого цвета.

3. Микрокристалические реакции:

несколько капель хлороформного извлечения помещают на предметное стекло, хлороформ испаряют. Сухой остаток растворяют в 1 капле 10% раствора кислоты хлористоводородной и вновь выпаривают досуха. К сухому остатку прибавляют 1 каплю 1 % раствора калия перманганата. Через 10-20 мину появляются кристаллы красно-фиолетового цвета, имеющие форму прямоугольных кристаллов и сростков из них.

4. Тонкослойно-хроматографическое исследование: соребент-готовые пластинки «Силуфол», система растворителей: спирт этиловый 96%:25% раствор аммония гидроксида в соотношении: 100:1,5. Величина Rf кокаина составляет-0,71. При исследовании в системе растворителей гексан:хлороформ:триэтиламин(19:9:4) на пластинке силикагель Rf- 0,76. Проявитель реактив Драгендорфа, при обработке пластины реактивом наблюдают розовато-бурые пятна.

5. Спектрофотометрическое исследование: раствор кокаина в 0,1 М кислоте хлористоводородной имеет максимумы абсорбции при длинах волн: 233, 275 нм; раствор бензоилэкгонина (основного метаболита кокаина) 0,1 М растворе хлористоводородной кислоты имеет максимумы абсорбции при длинах волн: 233 и 275 нм.

6. Высокоэффективная жидкостная хроматография: аликвотная часть извлечения (500-1000 мкл) испаряется досуха, остаток растворяется в 100-200 мкл ацетонитрила. 2-10 мкл полученного раствора исследуют на приборе «Милихром 5», колонка обращено-фазная Separon SGX C18 (5мкм). Элюент - фосфатный буфер с pH=6,1 и ацетонитрил в соотношении 60:40. Скорость элюента 100 мкл/мин.

7. Газожидкостная хроматография: капиллярная колонка 10-20 м х 0,2 мм с неподвижной фазой OV-101. Температура испарителя 275°C , детектор - 290 °C, начальная температура колонок - 100 °C, конечная - 280, скорость подъема температуры 10 °C/мин. Исследование проводят с детектором ионизационно-пламенным. Время удерживания кокаин - 10,5 мин, бензилэкгонин - 2,4 мин.

Количественное определение

1. Спектрофотометрия в ультрафиолетовой области, расчет по оптической плотности в максимуме абсорбции при длине волны 233 нм, расчет ведут по калибровочному графику или в сравнении со стандартном образцом.

2. Методом газожидкостной и высокоэффективной хроматографии. Количественное определение кокаина в вещественных доказательствах проводится газохроматографическим методом внутреннего стандарта, в качестве которого используется раствор метилстеарата спирте этиловом, метаноле или хлороформе в концентрации 1 мг/мл.

4. Химико-токсикологический анализ псилоцина и псилоцибина

Внешние признаки сырья

Псилоцибин найден примерно у 25 видов грибов. Они чаще всего относятся к роду Psilocybe, Panaeolus и Ynocybe. В России наиболее часто встречаются 3 вида псилоцибинсодержащих галлюциногенных грибов, Psylocybe semilanceata, ареал которого включает и Ленинградскую область, Ynocyle corydalina (Центральная и Южная Россия) и Panaelolus subbalteatus (Центральная Россия и Средняя Сибирь).

Грибы рода Psylocybe - сапротрофты, поселяются на почве, отмерших ветвях и стеблях растений, многие обитают на заболоченной почве, поэтому они относятся к гелофитным видам. Псилоцибинсодержащие грибы имеют непривлекательного вида плодовые тела, и грибники - любители их обычно не собирают, съедобных грибов в этом роде нет.

Характерным строением обладает гриб, произрастающий в лесах на пастбищах и по окраинам дорог - псилоцибе полуланцетовидная (Psilocybe semilanceata), ареал которого включает и Ленинградскую область. Шляпка у него коническая, потом слабо распростертая с острым, бугром, диаметром 1-5 см, желтовато-зеленоватая, потом темно-коричневая, с отделяющейся в виде слизистых пленок кожей.

При исследовании сырья необходимо:

1) Убедиться, что исследуемые грибы по внешнему виду не представляют собой смесь видов.

2) Сделать описание плодовых тел: размер шляпки (диаметр, высота) и ножки(диаметр, длина), в миллиметрах; цвет шляпки и ножки, следует учитывать, что иногда при излишней влажности или при подмораживании грибов окраска может быть искажена; клейкая шляпка или нет, сдирается ли кожица, желатинозная ли она; цвет пластинок зрелого плодового тела; характер поверхности ножки (гладкая, волокнистая, сухая, клейкая и т. п.).

3) Изучить форму и цвет спор. Изготовление микропрепаратов спор: отделить кусочек пластинки и поместить его на предметное стекло, капнуть на препарат каплю 5% раствора калия гидроксида или воды (если используется свежее плодовое тело), накрыть препарат покровным стеклом.

Состав сырья:

Основным действующим веществом Псилоцибимн (4-фосфорилокси-N,N-диметилтриптамин) -- психоделик, фосфорилированное производное псилоцина,алкалоид из семейства триптаминов. Он содержится в грибах родов Psilocybe и многих других (однако последние обычно содержат также ядовитые вещества).

Впервые выделен в чистом виде в 1958 году Альбертом Хофманн ом. Эффекты псилоцибина сравнимы с непродолжительнымЛСД-трипом с незначительными отличиями (в любительских кругах в действии псилоцибина субъективно отмечается повышенная по сравнению с ЛСД эмоциональность и бомльшая «естественность» ощущений, а также, иногда, «сакральность» полученных переживаний). Действие псилоцибина продолжается приблизительно 4--7 часов.

Псилоцин, образующийся в кишечнике при дефосфорилировании псилоцибина, действует на серотониновые рецепторы 5-HT_2A, в меньшей степени на 5-HT_1A, 5-HT_1D, и 5-HT_2C. При высоких дозировках имеется заметное воздействие на норадреналиновые рецепторы.

Наряду с псилоцибином и псилоцином в галлюциногенных грибах обнаружены, в частности, биосинтетический предшественник псилоцибина - баеоцистин, серотонин, 5-окситриптофан, триптофан, триптамин и ряд других соединений.

Изолирование псилоцина и псилоцибина из сырья:

Пробы грибов высушивают до постоянной массы и гомогенизируют, заливабт 95% этанолом, метанолом или метанолом и насыщенном нитратом калия в соотношении 1:10, либо водно-спиртовой смесью (соотношение спирт-вода 1:1) в течение 1-2 часов при комнатной температуре или в течение 20 минут при кипячении.

Возможна экстракция псилоцибина, псилоцина и баеоцистина из сухих грибов 1-30% раствором кислоты уксусной для последующего выделения этих алкалоидов методом колоночной хроматографии.

Изолирование из биообъектов.

1. 10 мл крови ( плазмы) или мочи экстрагирует дважды при pH=8-9 по 10 мл дихлометана (или хлороформа) или смесью дихлорэтан:дихлорметан(1:1), хлороформ:изопропанол(4:1). Для увеличения степени экстракции алкалоидов целесообразно проводить кислотный гидролиз: 10 мл мочи добавляют 1,5 мл кислоты хлористоводородной концентрированной и кипятят в колбе с обратным холодильником 30 мин. Затем гидролизат охлаждают, добавляют 25% раствор аммония гидроксида до pH=8-9 и экстрагируют указанной смесью органических растворителей.

2. Волосы промываются теплой водой в течение 5 мин, а затем дважды ацетоном в течение 2 мин. После высушивания волосы разрезаются на части длиной 3см и измельчаются в шаровой мельнице до порошкообразного состояния. 30 мг порошка измельченных волос подвергаются гидролитическому расщеплению с последующим проведением твердофазной экстракции гидролизата(pH=8) на колонке Chromobod C18 EC. После элюирования псилоцибина и его структурных аналогов из колонки, элюат испаряют досуха, и остаток подвергают дериватизации и хроматомасс-спектрометрическому исследованию.

3. Внутренние органы: определение индольных алкалоидов во внутренних органах методами, наиболее часто применяемыми в судебно-химических лабораториях, следует считать нецелесообразным в виду очень малых концентраций определяемых веществ.

Методы обнаружения

1. Предварительные испытания Система «Toxi-Lab A»: 5 мл мочи помещают в Токси-тубу А, закрывают навинчивающейся крышкой и осторожно взбалтывают в течении не менее 5 минут. После центрифугирования отбирают пипеткой верхний слой растворителя и переносят в концентратор, куда ранее помещен токси-диск А. Концентратор помещают на нагревательный столик и удаляют органический растворитель. Токси-диск вставляется в хроматографическую пластину, на которую заранее нанесены 26 веществ свидетелей наркотических и сильнодействующих веществ. После хроматографирования в системе растворителей (этилацетат:метанол:деионизированная вода(87:3:1,5) в смеси с рекомендуемым объемом гидроксида аммония), пластину вынимают из хроматографической камеры, сушат и погружает в камеру, содержащую реактив Драгендорфа. Заключение о присутствии псилоцина в исследуемом объекте может быть сделано на основании наличия оранжевого пятна со значением Rf от 0,30 до 0,33. При положительном результате предварительных проб проводят исследование других биообъектов в том числе крови, волос и внутренних органов.

2. Тонкослойно-хроматографическое исследование. Проводится методом одномерной восходящей хроматографии на пластинках «Силуфол UV254» и Merck F254B системах элюентов: н-бутанол-уксусная кислота-вода в соотношении 2:1:1 (система А), метанол 25% раствор гидроксида аммония(система Б) в соотношении 100:1,5. В качестве образца сравнения используют раствор псилоцибина в метаноле с концентрацией 1 мг/мл (фирма Sigma, США). Детекция на пластинках осуществляется реактивом Ван-Урка (100 мл 1% раствора п-диметиламинобензальдегида в 9% этаноле в смеси с 10 мл концентрированной кислотой хлористоводородной и реактивом Эрлиха ( 0,5% раствор п-диметиламинабензальдегида в 1,5 М кислоте хлористоводородной). При этом в зоне хроматографирования исследуемого извлечения наблюдалось сиреневое окрашивание с реактивом Ван-Урка или розовое, переходящее в фиолетовое пятно с реактивом Эрлиха, совпавшее по распоряжению и окрашиванию с пятном образца сравнения - псилоцибином. Значение Rf псилоцибина в системе А - 0,08.

3. Спектрофотометрия. По 0,2 мл извлечения грибов испаряли досуха, остатки растворяли в спирте этиловом 95% и 0,1М растворе кислоты хлористоводородной. Затем снимали спектры поглощения на спектрофотометре в пределах 200-340 нм, кювета 10 мм. УФ-спектр извлечения в этаноле имел максимум поглощения при 270 нм, в 0,1 М растворе кислоты хлористоводородной 267 нм, и в растворе 0,1 М едкого натра - 272 нм. Максимумы поглощения псилоцибина в 0,1 М растворе кислоты хлористоводородной 268 нм, в растворе 0,1 М едкого натра - 269 нм и 282, 292 нм - наблюдается инфлексия.

Максимумы поглощения псилоцина наблюдается в растворе 0,1 М едкого натра - 270 и 293 нм, 0,1 М растворе кислоты хлористоводородной 266 нм и 283, 293 нм - инфлексия.

5. Исследование методом хроматомасс-спектрометрии

Метод хроматомасс-спектрометрии применяют для установления качественного состава анализируемого объекта. Подготовка пробы аналогична пробоподготовке для газовой хроматографии.

Исследование проводят в следующих условиях:

- ионизация электронным ударом (энергия 70 эВ);

- колонка кварцевая капиллярная длиной 12 - 30 м и диаметром 0,2 - 0,3мм с метилсиликоновой стационарной фазой (типа НР-1) либо с метилсиликоновой фазой, содержащей 5% фенильных групп (типа НР-5);

- температура испарителя 250 °С;

- температура интерфейса детектора 280 °С;

- температура колонки меняется от 50 °С до 280 °С со скоростью 10 - 15 °С/мин.;

- время выдержки при конечной температуре 10 мин.;

- газ-носитель - гелий;

- ввод пробы осуществляют с делением потока.

Идентификация выявленных компонентов производится по индексам удерживания и масс-спектрам при сопоставлении со спектрами, приведенными ниже.

6. Исследование методом высокоэффективной жидкостной хроматографии

Метод высокоэффективной жидкостной хроматографии (ВЭЖХ) используют как для качественного выявления псилоцина и псилоцибина в плодовых телах грибов, так и для количественного определения этих алкалоидов (далее - определяемых веществ). При проведении исследований используют вариант обращенно-фазной ВЭЖХ, при котором разделение компонентов анализируемых веществ проводят на колонках, упакованных сорбентами на основе силикагелей, модифицированных химически привитыми фазами "С " 18 или "ODS". Исследование проводят с использованием хроматографических систем для ВЭЖХ, оснащенных либо УФ-детектором с фотодиодной матрицей, либо многоволновым УФ-спектрофотометром. Ниже рассмотрен пример проведения исследования с использованием отечественного жидкостного хроматографа "Милихром-4", оснащенного многоволновым УФ-спектрофотометром. Однако в общем случае данная методика рассчитана на возможность применения хроматографических систем, оснащенных любым из указанных выше детекторов и обеспечивающих параметры хроматографического разделения компонентов анализируемых веществ с аналогичными или превосходящими их характеристиками.

При использовании хроматографа "Милихром-4" анализ проводят в следующих условиях:

- колонка 2 x 100 мм, упакованная обращенно-фазным сорбентом "Сепарон SGX С-18" с

размером частиц 5 мкм (ООО "Медикант", г. Орел), или колонка аналогичного типа;

- подвижная фаза - фосфатный буфер : ацетонитрил в соотношении 90:10 объемных долей;

- режим элюирования изократический, скорость потока 100 мкл/мин.;

- многоволновой режим детектирования УФ-спектрофотометра на пяти длинах волн: 210, 230, 260, 282 и 292 нм;

- объем вводимой пробы анализируемого образца 10 мкл.

Приготовление подвижной фазы для хроматографирования. Основу подвижной фазы составляет фосфатный буфер, для приготовления которого в 1 л дистиллированной воды растворяют 3 г гидроксида калия, 12,0 г 82%-й ортофосфорной кислоты и 3 г диэтиламина (все реактивы - квалификации не ниже "хч"). Буфер должен иметь рН = 3. В случае необходимости значение рН буфера корректируют путем добавления водного раствора гидроксида калия либо ортофосфорной кислоты. Приготовленный буфер фильтруют через мембранный фильтр с размером пор не более 0,5 мкм и сразу же переливают в герметично укупориваемую емкость из темного стекла. Хранят готовый буфер в защищенном от света месте при температуре +(10 +/- 2) °С (например, в бытовом холодильнике).

Подвижную фазу готовят порционно, в количествах, не превышающих двух-трехдневную рабочую потребность, и хранят в защищенном от света месте при комнатной температуре. Для приготовления подвижной фазы фосфатный буфер и ацетонитрил смешивают в указанном выше соотношении непосредственно в рабочей емкости (лучше всего - в плоскодонной конической колбе вместимостью 150 - 200 мл с пришлифованной стеклянной пробкой), интенсивно перемешивая полученную смесь до образования гомогенного раствора. Непосредственно перед применением подвижную фазу дегазируют в рабочей емкости, помещая ее на 20 мин. в заполненную водой ультразвуковую ванну либо продувая в течение того же времени потоком газообразного гелия с расходом 40 - 50 мл/мин. (дегазация с применением гелия является более эффективной). Установление параметров хроматографического разделения определяемых веществ и калибровка детектора хроматографа. С целью установления параметров хроматографического разделения псилоцибина и псилоцина для указанных условий анализа, а также для калибровки детектора хроматографа готовят тестовую модельную смесь определяемых веществ.

Для этого точные навески стандартных образцов псилоцибина и псилоцина массой по 5 мг (с погрешностью 0,1 мг) помещают в мерную колбу вместимостью 100 мл с пришлифованной стеклянной пробкой и доводят до метки подвижной фазой.

Полученную смесь в колбе тщательно перемешивают сначала механическим способом в течение 5 мин., а затем помещая колбу со смесью на 10 мин. в ультразвуковую ванну, заполненную водой с температурой +(14 +/- 2) °С. Полученную таким образом тестовую модельную смесь (с точно известными значениями концентраций псилоцибина и псилоцина 50 мкг/мл) выдерживают до выравнивания ее температуры с температурой рабочей зоны, течение 10 мин. потоком газообразного гелия, а затем сразу же хроматографируют в указанных выше условиях. Срок хранения готовой модельной смеси - не более одних суток в защищенном от света месте при температуре +(10 +/- 2) °С (например, в бытовом холодильнике).

Количественное определение

К 1 мл плазмы крови, помещенному в пробирку с притертой пробкой, добавлялись 2 мл ацетонитрила и 15 мкл свежеперегнанной трифторуксусной кислоты. Смесь экстрагировали в течение 10 мин, а затем содержимое пробирки центрифугировали. Супернатант декантировали в другую с притертой пробкой и добавляли 6 мл метиленхлорида. Повторная экстракция проводилась в течении 10 мин. Смесь центрифугировали и 50 мкл исследовали методом ВЭЖХ в условиях описанных выше. Предел обнаружения псилоцибина 50 нг в 1 мл крови.

Список использованной литературы

1. Карташов В.А., Кнауб В.А., Чернова Л.В. Изолирование азотсодержащих органических оснований из ткани печени // Судеб. - мед. экспертиза. - 1988. № 4. - С.31-33.

2. М. Д. Швайкова. Токсикологическая химия. - Изд. 3-е, испр. - М.: Медицина,1975. 373-376с.

3. Голиков С.Н. Актуальные проблемы современной токсикологии.- М.:2009. С. 68-75.

4. Малая медицинская энциклопедия. -- М.: Медицинская энциклопедия. 1991--96 гг. 2. Первая медицинская помощь. -- М.: Большая Российская Энциклопедия. 2004 г. С. 345-346.

5. Анализ наркотических средств: Руководство по химико-токсикологическому анализу наркотических и других одурманивающих средств Еремин С.К., Изотов Б.Н., Веселовская Н.В. /Под ред. Б.Н.Изотова. М., «Мир», 2003. С. 23-26.

6. Методы химико-токсикологического анализа лекарственных веществ (учебный фильм) /Авт. сценария Андрияко Т.Б., Изотов Б.Н., 2006. С. 56-58.

7. Швайкова М.Д. Токсикологическая химия, 2005. С. 47-51.

8. Журба О. В., Дмитриев М. Я. Лекарственные, ядовитые и вредные растения. - М.: Колос. 2006, 268 с.

9. Быков Г. В. , История токсикологической химии. - М. : Наука, 2008 г. С. 45-52.

Размещено на Allbest.ru