Новый биорезорбируемый антимикробный хирургический шовный материал: результаты экспериментального изучения, оценка возможностей применения в клинике

Заготовленные отрезки нитей помещали в фосфатно-буферный раствор с рН 7,4±0,2. Температуру раствора поддерживали на уровне 37°С Время экспозиции нитей составляло 3, 9, 14 и 21 сутки. После извлечения из раствора все образцы нитей подверглись растяжению до разрыва на универсальной испытательной разрывной машине фирмы INSTRON модели 1122.

Ниже приведено схематичное изображение разрывного элемента универсальной разрывной машины «INSTRON» (рис. 3)

Рис. 3. Схематичное изображение разрывной машины «INSTRON»

Отрезки нитей заправляли в зажимы разрывной машины таким образом, чтобы узел располагался на равном расстоянии от зажимов. Расстояние между зажимами разрывной машины устанавливали равным 200 ± 1 мм. Скорость перемещения подвижного зажима разрывной машины составляла 100 ± 10 мм/мин.

Определялись разрывная нагрузка и удлинение нити при разрыве в простом узле. Под разрывной нагрузкой понимали максимальное усилие в ньютонах (Н), выдерживаемое шовным материалом с завязанным на нем простым узлом, при растяжении его до разрыва, а под удлинением нити при разрыве в простом узле - отношение приращения длины шовного материала с завязанным на нем простым узлом в момент разрыва к зажимной длине, выраженное в процентах.

За фактическое значение определяемых показателей принимали среднеарифметическое не менее десяти измерений.

По величине разрывной нагрузки испытуемой нити в каждый из сроков опыта определяли сохраненный процент прочности исходя из величины разрывной нагрузки до погружения нити в фосфатно-буферный раствор.

2.2.2 ИЗУЧЕНИЕ СОСТОЯНИЯ ГИГРОСКОПИЧНОСТИ (КАПИЛЛЯРНОСТИ) НОВОЙ НИТИ

Определение капиллярности исследуемых нитей проводили специальным прибором (рис. 4), рекомендуемым ГОСТ 29104.11-91[44].

Исследовались три серии шовного материала: 1 серия - полигликолидная нить без оболочки (ПГН) (7 образцов нитей); 2 серия - ПГН с сангвиритрином (7 образцов нитей); 3 серия - ПГН с доксициклином (7 образцов нитей).

Перед исследованием в лабораторных условиях опытные образцы нитей выдерживались в развернутом виде при постоянных климатических показателях (относительная влажность воздуха 65±2%; температура воздуха 20±2°С) не менее 24 часов (в соответствии с ГОСТ 10681-75) [42].

Определение капиллярности исследуемых нитей проводили специальным прибором (рис. 4.)

Рис.4. Схема прибора для определения капиллярности:

1 - сосуд;

2 - краситель;

3 - пластина - держатель нитей;

- нить;

5 - узел нити;

6- стеклянная трубка.

Указанный прибор представляет собой сосуд с помещёнными в него стеклянными трубками. При определении капиллярности используют краситель - 0,5 водный раствор эозина БА.

Пробы для испытаний готовят следующим образом. От каждого отобранного образца хирургической нити отрезают пробы по длине образца 200-250 мм каждая. Количество проб не менее 3. В сосуд наливают раствор эозина БА высотой 1см. Сосуд закрывают крышкой. Подготовленные образцы нитей заправляют в стеклянные трубки. Стеклянные трубки с нитями через отверстия в крышке сосуда вводят в раствор эозина таким образом, чтобы концы испытуемых шовных материалов находились в этом растворе. Нити выдерживают в последнем до момента прекращения подъема по ним красителя.

После этого нити вынимают из стеклянных трубок и дают им обсохнуть. Для определения величины капиллярности нити срезают и измеряют длину их окрашенного участка. Количественно капиллярность оценивают высотой (в мм), на которую поднимается по нити краситель. За окончательный результат испытания принимают среднее арифметическое показателей всех лабораторных проб.

2.3 ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫЕ ИССЛЕДОВАНИЯ «in vivo»

2.3.1 УСЛОВИЯ ПРОВЕДЕНИЯ ЭКСПЕРИМЕНТА

Экспериментальная часть работы выполнена на базе экспериментальной лаборатории ТГМА. Осуществлены исследования на 170 самцах белых крыс средней массой 145±3,5 грамма. Всего проведен 221 опыт. Крысы содержались виварии ТГМА в условиях одинакового температурного и светового режима в металлических клетках по 5 особей в каждой. Животные имели свободный доступ к пище и воде, в качестве подстилки использовались древесные опилки, которые регулярно заменялись на чистые.

Опыты проводились в операционной экспериментальной лаборатории Тверской государственной медицинской академии. В качестве анестезиологического пособия пользовались общепринятой методикой ингаляционного наркоза эфиром: животное помещали под прозрачный стеклянный колпак, где находился кусочек ваты, обильно смоченный эфиром. После достижения хирургической стадии наркоза, животное вынимали и укладывали на операционном столике в нужном положении, при необходимости фиксировали.

Выведение животных из опыта осуществлялось с помощью передозировки эфирного наркоза.

2.3.2 МЕТОДИКА ФОРМИРОВАНИЯ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНЫХ РАН

За день до нанесения повреждения готовили область операционного поля: на спинной стороне тела тщательно выбривали участок шерсти, превышающий планируемые размеры раны. Непосредственно перед нанесением раны кожа обрабатывалась 70% раствором спирта. Раны наносились однотипным способом.

Предварительно подготовленный трафарет (в виде линейки длиной 5 см), смоченный в растворе йодоната, прикладывали к коже параллельно позвоночнику с определенной стороны (как правило, слева). По полученному отпечатку остроконечными ножницами формировали линейную рану длиной 5 см на глубину кожи и подкожной клетчатки.

Края раны соединяли с помощью исследуемых нитей непрерывным внутрикожным швом.

В послеоперационном периоде каждая крыса содержалась в отдельной клетке с целью облегчения возможности дальнейшего регулярного наблюдения за ней.

2.3.3 МАКРОСКОПИЧЕСКИЕ ИССЛЕДОВАНИЯ

Макроскопическому исследованию подвергались все оперированные животные. При проведении различных методов исследования наблюдение осуществляли в течение первых суток (через 6, 12 и 24 часа), на третьи и на пятые сутки.

В течение всего исследования контролировали следующие параметры:

общий вид раны;

наличие признаков воспаления: гиперемированные края, отечность краев, присутствие отделяемого (его характер);

срок появления сформированного струпа на поверхности раны;

появление осложнений: расхождение и некроз краев раны, лигатурные свищи;

поведение животных: самостоятельное и при их пальпаторном осмотре;

изменение аппетита крыс в послеоперационном периоде;

причины гибели животных в послеоперационном периоде.

2.3.4 МЕТОДИКА ЦИТОЛОГИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЙ

Исследование выполнено на 60 самцах белых крыс.

В зависимости от типа используемого шовного материала во время операции выделено 3 опытные серии животных (по 20 особей в каждой): 1 серия - ПГН (контроль); 2 серия - ПГН с сангвиритрином; 3 серия - ПГН с доксициклином.

Цитологическая картина раневого экссудата изучалась путем взятия мазков-отпечатков с поверхности раны по методу М.П. Покровской и М.С. Макарова [94,126]. С одной раны на одно обезжиренное предметное стекло брали последовательно 3 мазка-отпечатка через 6, 12 и 24 часа. Полученные отпечатки окрашивали по Романовскому. В отпечатках производился подсчет клеточных элементов (нейтрофилы, макрофаги) в 10 полях зрения с последующим суммированием, и определялся диаметр их ядер с помощью окуляр-микрометра.

Все предметные стекла изучали под световым микроскопом при увеличении объектива х40, х90.

2.3.5 МЕТОДИКА МОРФОЛОГИЧЕСКИХ ИССЛЕДОВАНИЙ

Использовались те же крысы (60 особей), что и при проведении цитологических исследований с выделением аналогичных серий животных.

Исследование зоны послеоперационной раны кожи проводилось через 3, 5 и 7 суток после нанесения повреждения. Биоптаты иссекались по границе с неповрежденной кожей на расстоянии примерно 1 см в ту и другую сторону от линии соединения краев раны. Толщина каждого биоптата составляла около 0,85 мм. Микропрепараты изготавливали путем ''ручной проводки''. Биоптаты фиксировали в 10 % водном растворе формалина в течение 16 часов. Далее проводили обезвоживание материалов по спиртам восходящей концентрации и ксилолам, затем заливали в парафин. Из парафиновых блоков готовили срезы толщиной 6-7 мкм и окрашивали их гематоксилин-эозином.

На гистологических препаратах под световым микроскопом с помощью окуляр-микрометра измеряли отдельные структуры регенерата, подсчитывали их количество в поле зрения. Микрофотосъемку и микроморфометрию структур проводили с использованием системы цифровой микроскопии на базе Olympus C5060z.

2.3.6 ИССЛЕДОВАНИЕ ИСХОДНОГО СОСТОЯНИЯ АНТИМИКРОБНОЙ АКТИВНОСТИ НОВОГО ШОВНОГО МАТЕРИАЛА И ДИНАМИКИ ПОСЛЕДНЕЙ В УСЛОВИЯХ ИМПЛАНТАЦИИ

Исследование проведено на 36 крысах. В зависимости от типа используемого шовного материала выделены те же серии животных, что и при предыдущих опытах: 1 серия - ПГН (12 крыс); 2 серия - ПГН с сангвиритрином (12 крыс); 3 серия - ПГН с доксициклином (12 крыс).

Имплантация нитей в ткани осуществлялась следующим образом. После предварительной подготовки участка кожи на спине (см. выше) наносилась линейная рана длиной около 1 см перпендикулярно позвоночнику. Через эту рану с помощью кровеостанавливающего зажима формировали канал и вводили в него нить длиной 12 см. Рану зашивали инертным в биологическом отношении шовным материалом. На 1-е, 3-е, 5-е и 7-е сутки швы снимали, извлекали исследуемую нить и помещали ее между слоями салфетки смоченной физиологическим раствором. В таком виде образцы нити, не позднее чем через 1 час после извлечения, доставляли в лабораторию для бактериологического исследования. Антимикробное действие нитей оценивалось по стандартной методике. В качестве тест культур использовались штаммы Staphylococcus aureus 906, Escherichia coli K12, Bacillus subtilis L2. Непосредственно перед исследованием каждую извлеченную нить разрезали на 6 отрезков длиной по 2 см. Отрезки такой же длины использовались для определения исходной антибактериальной активности нитей.

Отрезки нитей помещали на засеянную тест-культурами плотную питательную среду (5% агар) в стерильных чашках Петри. Затем посевы инкубировали в термостате ТС-80-«КЗМА» при температуре 370 С в течение 24 часов. О состоянии антимикробной активности нити судили по величине (в мм) зоны задержки роста микрофлоры вокруг образца на уровне его середины.

Оценка результатов исследования нитей осуществлялась до имплантации (исходная антибактериальная активность) и на 1-е, 3-е, 5-е и 7-е сутки после нее. При проведении микробиологической части исследований мы пользовались консультациями заведующей бактериологической лабораторией Тверской областной клинической больницы врача-бактериолога высшей категории С.И. Сергеевой.

2.3.7 ИЗУЧЕНИЕ ДЕФОРМАЦИОННО-ПРОЧНОСТНЫХ СВОЙСТВ РУБЦА НА МЕСТЕ ЗАЖИВАЮЩЕЙ РАНЫ

Исследование проведено на 38 самцах белых крыс. В зависимости от типа используемого шовного материала во время операции выделено 3 опытные серии: 1 серия - ПГН (12 животных); 2 серия - ПГН с сангвиритрином (13 животных); 3 серия - ПГН с доксициклином (13 животных).

Под эфирным наркозом в области спины перпендикулярно позвоночнику наносили линейную рану длиной 3 см, затем края раны ушивали внутрикожным непрерывным швом одним из исследуемых образцов шовного материала. На 7-е сутки подопытных животных забивали и в зоне раны иссекали кожный лоскут строго определенного размера длиной не менее 120 мм (по 60 мм с каждой стороны от рубца), шириной 20 мм, толщина препарата в среднем составляла 0,85 мм. Такие характеристики были необходимы для фиксации в зажимах прибора. Послеоперационный рубец размещался параллельно горизонтальной поверхности прибора.

Исследование выполнялось на универсальном испытательном аппарате фирмы «INSTRON» модели 1122. Образцы подвергались растяжению на разрыв со скоростью 50 мм/мин. Шкала нагрузки постоянно соответствовала 2 кг. Регистрировали силу, необходимую для разрыва кожного рубца, т.е. разрывную нагрузку, а затем вычисляли разрывное напряжение (отношение разрывной нагрузки к площади сечения лоскута) и относительное удлинение препарата при его разрыве (отношение приращения длины препарата в момент разрыва к его длине, в % )

2.3.8 ИЗУЧЕНИЕ СКОРОСТИ БИОДЕСТРУКЦИИ НОВОГО ШОВНОГО МАТЕРИАЛА ПРИ ИМПЛАНТАЦИИ ЕГО В ТКАНИ ЖИВОГО ОРГАНИЗМА

Проведен эксперимент на 36 крысах. В соответствии с использованием того или иного типа шовного материала во время операции выделено 3 опытные серии животных (по 12 животных в каждой серии): 1 серия - полигликолидная нить (ПГН); 2 серия - поликапроамидная нить (ПКАН); 3 серия - полигликолидная нить с доксициклином (ПГН с доксициклином).

Из литературы известны методики непосредственной имплантации отрезка шовного материала в мягкие ткани животных и аналогичная методика, отличающаяся тем, что имплантируемый материал предварительно помещается в диффузионную камеру. Располагающийся в ней материал не имеет непосредственного контакта с окружающими тканями, что препятствует образованию вокруг имплантата фиброзной капсулы, затрудняющей извлечение его для исследования [145].

В наших опытах мы применяли вторую методику. Использовалась диффузионная камера собственного изготовления, представляющая собой тонкостенную перфорированную силиконовую трубку с запаянным одним концом длиной 3 см наружным диаметром 0,4 см, внутренним диаметром 3,7 мм; общая площадь перфораций составляла около 40% от площади наружной поверхности трубки, а диаметр перфорационных отверстий - 0,5-0,7 мм.

В камеру помещался один отрезок шовного материала длиной 5 см. Перед имплантацией отрезок взвешивался на аналитических весах.

После подготовки операционного поля под эфирным наркозом вдоль позвоночника на расстоянии около 2-3 см от него с одной стороны наносилась линейная рана длиной 1,5 см, браншами зажима формировался карман в подкожной клетчатке. В этот карман помещалась диффузионная камера с предварительно взвешенным образцом нити (рис. 5). Края раны ушивались инертным шовным материалом.

Рис. 5. Методика имплантации диффузионной камеры: помещение ее в подкожно-жировую клетчатку

Сроки имплантации шовного материала всех трех серий были одинаковыми и составляли 14, 30 и 60 суток. По истечении положенных сроков образцы нитей извлекали из диффузионных камер, отмывали в органических растворах, высушивали при температуре 370С, взвешивали на аналитических весах и сравнивали вес нити с исходными его показателями. Отдельные экземпляры образцов нитей исследовали под микроскопом и фотографировали.

Статистическая оценка значимости различий показателей в исследуемых группах осуществлялась путем вычисления средних показателей (М), среднего квадратического отклонения (у) и средней ошибки средней арифметической (m). Определялись t-критерий и средняя ошибка разности показателей m. Разница считалась значимой при р0,05. В качестве инструмента статистических вычислений применялись пакет программ Statistica 6.1, а также программы пакета OpenOffice®.

ГЛАВА 3.РЕЗУЛЬТАТЫ ЭКСПЕРИМЕНТА «in vitro»

3.1 ДИНАМИКА ПРОЧНОСТИ И УДЛИНЕНИЯ НОВОГО ШОВНОГО МАТЕРИАЛА В УЗЛЕ ПРИ РАЗРЫВЕ

При изучении физико-механических свойств исследуемых нитей мы пришли к необходимости оценки динамики прочности последних (характеризующейся разрывной нагрузкой и относительным удлинением в узле) при экспозиции в модельном (фосфатно-буферном) растворе с рН 7,4±0,2 при температуре 37°С, имитирующем окружающую эти нити среду в условиях имплантации их в ткани живого организма. Как уже указывалось выше, изучались две серии шовного материала: 1 серия - полигликолидная нить (ПГН); 2 серия - ПГН с доксициклином.

Нити исследовались на разрывной машине фирмы «INSTRON» модели 1122.

Результаты определения показателей разрывной разгрузки в узле исходных образцов нитей и после экспозиции этих образцов в фосфатно-буферном растворе в течение 3, 9, 14 и 21 суток представлены в таблице 1.

Таблица 1

Разрывная нагрузка исследуемых нитей в узле до и после экспозиции их в буферном растворе

Сроки наблюдения, сутки	ПГН	ПГН с доксициклином
	Разрывная нагрузка, Н	Сохраненный процент %	Разрывная нагрузка, Н	Сохраненный процент %
0 суток	30,5±1,5	-	30,5±1,5	-
3 суток	25,4±4,4	83,28±1,14	23,0±3,6	87,79±1,17
9 суток	21,4±3,0*	70,16±1,12*	17,9±1,2*	68,32±1,09*
14 суток	15,2±2,9*	49,83±0,77*	12,4±1,4*	47,32±0,52*
21 сутки	4,7±2,8*	15,41±0,71*	2,5±0,16*	9,54±0,89*

*- р0,05 по сравнению с начальным показателем

В хирургической практике биорезорбируемые шовные материалы по срокам рассасывания принято делить на 3 группы: быстро рассасывающиеся, со средними сроками рассасывания и медленно рассасывающиеся. В настоящее время при выполнении операций находят применение все эти нити. Важно, чтобы они сохраняли свою прочность в течение времени, достаточного для того, чтобы на месте шва сформировался надежный рубец. На это обычно требуется 7-10 суток. Из представленных в таблице 1 данных прежде всего следует, что исходная разрывная нагрузка для нитей «ПГН» и «ПГН с доксициклином» соответствует требованиям ГОСТ Р 53005-2008 [45].

Многие из применяющихся сейчас быстро рассасывающихся шовных материалов полностью теряют свою прочность к 14 суткам после операции -показатель разрывной нагрузки у них доходит до 0 [62]. Анализируя представленные в таблице 1 данные, можно отметить, что с увеличением времени пребывания обоих видов нитей в буферном растворе наблюдается постепенное равномерное уменьшение их прочности. К 14 суткам экспозиции разрывная нагрузка сравниваемых нитей в узле снижается более чем вдвое по сравнению с исходными цифрами, но до 0 не доходит. Степень снижения примерно одинакова для обеих нитей.

В более поздние сроки снижение прочности происходит быстрее у нитей серии «ПГН с доксициклином» в сравнении с серией «ПГН» В опытах продолжительностью 21 сутки нити первой из этих серий сохраняют 15,41±0,71% прочности, а второй - только 9,54±0,89% (р0,05).

Данные, полученные в процессе исследования показателей удлинения при разрыве в узле исследуемых нитей перед помещением их в буферный раствор и после пребывания их в течение различного времени в этом растворе, отражены в таблице 2.

Таблица 2

Разрывное удлинение исследуемых нитей в узле до и после экспозиции их в буферном растворе

Сроки	ПГН	ПГН с доксициклином
	Разрывное удлинение, %
0 суток	18,1±0,97	15,4±1,10
3 суток	17,5±0,92	14,7±0,76
9 суток	14,9±0,85*	11,9±1,03*
14 суток	10,9±1,14*	8,9±1,05*
21 сутки	4,3±0,69*	2,5±0,93*

*- р0,05 по сравнению с начальным показателем

Показатель удлинения при разрыве шовного материала ГОСТом Р 53005-2008 [45] не нормируется. Величина данного показателя определяется назначением шовного материала и устанавливается при постановке его на производство. Тем не менее, в указанном ГОСТе имеется рекомендация, согласно которой значения разрывного удлинения хирургического шовного материала в простом узле не должны превышать 40%.

Цифровые данные, представленные в таблице 2, свидетельствуют о том, что исходные показатели удлинения для обоих видов нити представляют величины, гораздо меньшие 40%, а с течением времени пребывания нитей в фосфатно-буферном растворе отмечается снижение этих показателей. В серии «ПГН с доксициклином» это снижение происходит быстрее. Так спустя 21 сутки после начала эксперимента удлинение в этой серии составило 2,5±0,93, а в серии «ПГН» 4,3±0,69.

Таким образом, обе исследованные нами новые разновидности биорезорбируемых антимикробных нитей по параметрам разрывной нагрузки и удлинения в узле находятся в рамках требований ГОСТ Р 53005-2008 [45]. С учетом достаточно быстрой потери этими нитями своей прочности при экспозиции в буферном растворе, они могут быть отнесены к быстро рассасывающимся шовным материалам, которые, как известно, имеют свою нишу использования в хирургии и применяются в клинической практике.

3.2 ГИГРОСКОПИЧЕСКИЕ СВОЙСТВА (КАПИЛЛЯРНОСТЬ) НОВОГО ШОВНОГО МАТЕРИАЛА

Для определения капиллярности изучаемых нитей во время проведения опыта наблюдали за изменением высоты капиллярного подъема жидкости (в мм).

Исследовались три серии шовного материала с условными названиями: 1 - контроль - полигликолидная нить без оболочки (ПГН); 2 серия - ПГН с сангвиритрином; 3 серия - ПГН с доксициклином.

Выполненные исследования показали результаты, приведенные в таблице 3.

Таблица 3

Результаты определения капиллярности полигликолидных нитей

№п\п	Вид шовного материала	Высота подъема красителя, мм
1	ПГН	60±14,88
2	ПГН с сангвиритрином	32±11,43*
3	ПГН с доксициклином	38±6,58

*- р0,05 по сравнению с контролем

Известно, что высокие показатели капиллярности шовного материала нежелательны, так как могут стать причиной распространения инфекционного начала по каналам, получаемым в результате прокола тканей иглой с заправленной в нее нитью [23, 38, 56, 58].

Как видно из таблицы 3, максимальной величиной подъема красителя обладала полигликолидная нить без оболочки (ПГН). Данный показатель составил 60±14,88 мм. Разновидности нитей, импрегнированных антибактериальными препаратами, имели приблизительно в два раза меньшее численное значение показателя капиллярности: в серии «ПГН с доксициклином» - 38±6,58 мм, а в серии «ПГН с сангвиритрином» - 32±11,43 мм. В последнем случае разница была статистически значимой (р0,05).

Надо полагать, что снижение капиллярности у новых шовных материалов обусловлено тем, что сополиамид образует на их поверхности пленку, покрывающую также поверхность элементарных нитей и проникающую в межволоконное пространство. Кроме того в межволоконном пространстве происходит кристаллизация лекарственных препаратов. Все это приближает модифицированные нити к монофиламентным. Введение в их состав антибактериальных средств еще в большей степени увеличивает возможности нового шовного материала в предупреждении инфекции области хирургического вмешательства.

Таким образом, установлено, что снабжение полигликолидной нити сополиамидной оболочкой и антибактериальными препаратами заметно снижает показатель капиллярного эффекта. Это положительно характеризует разрабатываемый биорезорбируемый шовный материал.

Инертные в биологическом отношении полигликолидные нити в настоящее время разрешены к использованию в хирургии. Поэтому имеются основания предположить, что разрабатываемые нами разновидности шовных материалов, сочетая антибактериальную активность с низкими показателями капиллярности, смогут найти достаточно широкое применение в клинической практике.

ГЛАВА 4. РЕЗУЛЬТАТЫ ЭКСПЕРИМЕНТА «in vivo»

4.1 РЕПАРАТИВНЫЕ ПРОЦЕССЫ В ОБЛАСТИ ЗАЖИВАЮЩЕЙ ЭКСПЕРИМЕНТАЛЬНОЙ РАНЫ, ПО ДАННЫМ МАКРОСКОПИЧЕСКОГО, ЦИТОЛОГИЧЕСКОГО И ГИСТОЛОГИЧЕСКОГО ИССЛЕДОВАНИЙ

Воспалительная реакция тканей в зоне зашитых ран была слабо выражена, ни в одной из серии животных такого осложнения как некроз краев раны не отмечено, в единичных случаях при иссечении рубца наблюдалось выделение серозного, реже гнойного отделяемого.

За время проведения эксперимента в раннем послеоперационном периоде (в течение первых суток после вмешательства) погибли 2 крысы по причине дефектов анестезиологического пособия: одна из серии «ПГН», другая из серии «ПГН с доксициклином». Остальные животные наркоз и ранний послеоперационный период перенесли стандартно.

На протяжении первых суток крысы вели себя спокойно, через некоторое время после выхода из наркоза охотно принимали пищу. По истечении 6 часов после операции полностью восстанавливалась их мобильная активность. Лишь при взятии отпечатков с поверхности послеоперационной раны животные вели себя беспокойно, уклонялись от предметного стекла. Через трое суток крысы вели себя менее активно, чем в первые сутки, в движении было заметно щажение области нанесенного дефекта. Аппетит не изменялся, пищу животные принимали охотно.

Визуально при макроскопическом исследовании животных всех трех серий в первые сутки наблюдения существенных отличий в течении раневого процесса не отмечалось. Спустя 6 и 12 часов после операции рана представляла собой линейный дефект кожи, имелись небольшой отек краев, скудное количество серозного отделяемого. Спустя сутки после ушивания ран, края их полностью смыкались, раневой дефект был покрыт серозным, а в некоторых случаях серозно-геморрагическим струпом. При использовании нитей, содержащих сангвиритрин или доксициклин, отмечалось раннее смыкание краев раны с появлением на ее поверхности плотно прикрепленного струпа, препятствующего получению мазков-отпечатков для цитологического исследования.

На третьи сутки после операции отличия во внешнем виде ран в сравниваемых сериях животных были слабо выражены. Отмечалась умеренная гиперемия краев раны, окружающие ткани на расстоянии около 0,5 см от раны были отечны и инфильтрированы, отделяемого практически не наблюдалось (рис. 6).

Рис. 6. Внешний вид раны, зашитой: А - ПГН; Б - ПГН с сангвиритрином;

В - ПГН с доксициклином через 3 суток после операции.

На пятые-седьмые сутки у отдельных животных наметились существенные отличия в течении послеоперационного периода. Эти крысы были неактивны, лежали на здоровом боку, принимали пищу в меньшем количестве в сравнении с другими животными. Как правило, именно у них выявлялись наиболее выраженные воспалительные изменения тканей в области раны.

В контрольной серии (ПГН) у большей части животных признаки раневого воспаления оказались более выраженными, чем в предыдущий срок наблюдения. У трех животных увеличился отек, усилилась гиперемия кожи; в области раны под кожей были обнаружены полости, при ревизии которых получен жидкий гнойный экссудат в умеренном количестве (рис. 7 А).

В серии «ПГН с сангвиритрином» лишь у одного животного отмечались симптомы раневого воспаления (отек и гиперемия краев раны, наличие полости с жидким гнойным отделяемым). У остальных крыс этой серии отек распространялся до 0,2-0,3 см от краев раны, которые плотно смыкались между собой; струп начинал отторгаться, под ним обнаруживалась новообразованная эпителиальная ткань; раневого отделяемого не наблюдалось (рис 7 Б).

В этот же период наблюдения у животных, раны которых ушивались полигликолидными нитями с доксициклином, слабая болезненность при пальпации, гиперемия кожи вокруг раны выявлялись лишь в редких случаях. Флюктуирующих полостей не встречалось. Раны остальных животных указанной серии не имели явных признаков воспаления (рис. 7 В).

На протяжении всего периода наблюдений у крыс ни в одной из серий не наблюдалось таких осложнений как расхождение краев раны, лигатурные свищи, некроз краев раны.

А

Б В

Рис. 7. Внешний вид раны, зашитой: А - ПГН; Б - ПГН с сангвиритрином; В - ПГН с доксициклином через 5 суток после операции.

Таким образом, отмечена положительная динамика течения раневого процесса у всех животных. Наименее выраженная клиническая картина воспаления была выявлена у крыс серий «ПГН с сангвиритрином» и «ПГН с доксициклином».

Обнаруженная при макроскопическом анализе тенденция нашла подтверждение при исследовании ранней фазы репаративного процесса (воспалительной реакции) с помощью цитологического метода. Он широко используется и является весьма эффективным при изучении различных средств, применяющихся для лечения ран, в том числе в условиях эксперимента.

Изучение мазков-отпечатков с поверхности раны дало возможность выявить у животных всех экспериментальных серий количественный и качественный состав клеточных элементов раневого экссудата. Динамическое наблюдение цитологической картины позволяет оценить скорость заживления, прогнозировать его течение, своевременно распознавать возникающие осложнения и корригировать проводимое лечение.

В цитограммах животных контрольной серии (ПГН) через 6 часов после операции наблюдалась характерная реакция выселения клеточных элементов, среди которых преобладали нейтрофильные лейкоциты, их количество составило 124,63±6,4 в 10 полях зрения (табл.4). Нейтрофилы имели четкие контуры и хорошо сегментированное ядро, состоящее из 3-6 фрагментов. Клетки в поле зрения располагались неравномерно, группами. Обнаруживались единичные лимфоциты с большим округлым ядром и узким ободком цитоплазмы, макрофаги не определялись (рис. 8А).

АБ В

Рис.8. Клетки раневого экссудата через 6 часов после нанесения повреждения: А - контрольная серия (ПГН); Б - вторая серия (ПГН с сангвиритрином); В - третья серия (ПГН с доксициклином). х1100. Окраска по Романовскому-Гимзе.

Уже в этот срок исследования выявлялись отличия цитологического состава экссудата животных двух других серий в сравнении с контролем.

В отпечатках с поверхности ран животных второй серии (ПГН с сангвиритрином) количество нейтрофильных лейкоцитов составило 136,25±4,8 а в контроле оно было ощутимо меньшим - 124,63±6,4 (табл. 4), хотя выявленное различие и не оказалось значимым (р0,05). Клетки, как правило, формировали отдельные скопления, четкая сегментация ядер отсутствовала, что может свидетельствовать о наличии в них дегенеративных изменений. В этот период отмечено появление макрофагов (11,9±3,14 в 10 полях зрения), имеющих в цитоплазме большое количество пищеварительных вакуолей (рис. 8 Б).

В третьей серии (ПГН с доксициклином) в цитограммах животных количество нейтрофильных лейкоцитов составляло 168,5±10,11 в 10 полях зрения и было значимо больше значений в контрольной серии (р0,05) того же срока наблюдения (табл. 4). Ядра нейтрофилов были увеличены в диаметре и утрачивали четкую сегментацию. Макрофаги функционально характеризовались высокой фагоцитарной активностью, в их цитоплазме определялись пищеварительные вакуоли с микробными телами на разных стадиях переваривания (рис. 8 В).

В следующий срок исследования, через 12 часов после нанесения травмы, выявились некоторые качественные и количественные цитологические отличия у животных во всех трех сериях по сравнению с предыдущим сроком наблюдения.

В цитограммах животных контрольной серии (ПГН) количество выселившихся нейтрофильных лейкоцитов значительно возросло и составило 256,38±7,12 в 10 полях зрения (табл. 4). В отпечатках нейтрофилы располагались достаточно равномерно. Диаметр их ядер имел бьльшие значения (11,91±0,7 мкм) по сравнению с предыдущим сроком наблюдения у крыс той же серии. Наблюдалось явление физиологической дегенерации нейтрофилов (рис. 9А), выражающееся в гомогенизации, фрагментации и пикнозе их ядер. Отмечалась типичная реакция фазы воспаления раневого процесса - появление относительно небольших (диаметр 13,0±0,1 мкм) отдельно расположенных макрофагов. Клетки обнаруживали активную фагоцитарную деятельность, микроорганизмы в их пищеварительных вакуолях имели нечеткие контуры.



Рис.9. Микроскопическая картина цитограмм животных через 12 часов после травмы: А - контрольная серия (ПГН); Б - вторая серия (ПГН с сангвиритрином); В - третья серия (ПГН с доксициклином). Окраска по Романовскому-Гимзе. х1100.

В реакции выселения клеток у животных второй (ПГН с сангвиритрином) и третьей (ПГН с доксициклином) серий в тот же период наблюдения выявлены отличия по сравнению с контролем. Наблюдалось нарастание миграции клеточных элементов, которые располагались большими скоплениями. В цитограммах крыс этих серий обнаруживался активный диапедез клеток крови, что проявлялось количественным превалированием нейтрофилов по сравнению с аналогичным сроком контрольной серии (271,7±6,9 и 332,4±7,8 против 256,38±7,1 в 10 полях зрения соответственно). Количество нейтрофильных лейкоцитов в цитограммах животных третьей (ПГН с доксициклином) серии было значимо больше (р0,05) в сравнении с контрольной серией данного срока наблюдения (табл. 4)

Подавляющее большинство клеток было увеличено в размерах, их структура характеризовалась нарушением ядерной сегментации, в результате ядро становилось рыхлым, гомогенным. В этот период проявлялась выраженная функциональная активность макрофагов, заключающаяся в увеличении их количества в экссудате по сравнению с контрольной серией (рис. 9Б и 9В). Диаметр ядер макрофагов был увеличен почти в два раза по сравнению с предыдущим сроком наблюдения у животных этой же серии (табл. 4).

Через 24 часа после операции получить мазки-отпечатки удалось только у животных контрольной серии (ПГН), поскольку к этому сроку поверхность ран у крыс других серий была покрыта плотным струпом. В цитограммах животных контрольной серии количество нейтрофилов сократилось по сравнению с предшествующим сроком и составило 73,1±8,07 в 10 полях зрения (табл. 4). Макрофагальная реакция еще более усиливалась: размеры ядер макрофагов имели бьльшие значения (15,19±0,5 мкм) по сравнению с предыдущим сроком наблюдения; возрастало количество вакуолей и фагоцитированных частиц в их цитоплазме (рис.10).

Рис. 10. Крупные макрофаги с множественными пищеварительными вакуолями в цитоплазме крыс контрольной серии через 24 часа после нанесения повреждения. Окраска по Романовскому-Гимзе. х 1100.

Таким образом, ушивание ран биорезорбируемыми нитями, импрегнированными антибактериальными препаратами, привело к раннему выселению клеточных элементов из кровеносного русла, появлению макрофагов и повышению их функциональной активности, что свидетельствует об ускоренном течении фазы воспаления. Причем, наиболее отчетливо эти явления выражены у животных третьей серии (ПГН с доксициклином).

Таблица 4

Количество и диаметр клеток раневого экссудата (в 10 полях зрения) в послеоперационном периоде (M±m)

Серия

6 часов

12 часов

24 часа

нейтрофилы

макрофаги

нейтрофилы

макрофаги

нейтрофилы

макрофаги

количество

Ш, мкм

количество

Ш Ш, мкм

количество

Ш, мкм

количество

Ш, мкм

количество

Ш, мкм

коли чество

Ш, мкм

ПГН (контроль)

124,63± 6,40

10,42 ± 0,4

0

0

256,38± 7,12

10,91± 0,6

9,0± 1,97

13,0± 0,1

73,1± 8,07

12,05± 0,1

11,45± 2,11

15,19± 0,4

ПГН с сангвирит-рином

136,25± 4,76

11,0± 0,7

11,9± 3,14

13,29± 0,3

271,7 ± 6,93

12,08± 0,1

24,75** ± 7,23

25,24* ± 0,4

0

0

0

0

ПГН с доксицик-лином

168,5*± 10,11

11,64± 0,9

13,05± 2,60

13,44± 0,2

332,4* ± 7,85

12,54 ± 0,9

25,3** ± 4,80

26,92*± 0,4

0

0

0

0

Примечание: *- р 0,05 (по сравнению с контролем)

**- р 0,01 (по сравнению с контролем)

Размещено на http://www.allbest.ru//

Течение следующей фазы процесса заживления ран в зависимости от используемых нитей изучалось с помощью микроскопического анализа гистологических срезов биоптатов тканей области ран.

На микропрепаратах ран, зашитых интактным биорезорбируемым шовным материалом (серия «ПГН»), на третьи сутки после нанесения дефекта еще обнаруживались массивный струп, лейкоцитарная инфильтрация тканей области повреждения (рис. 11). Под рыхлым струпом располагался массивный лейкоцитарный вал, в основном состоящий из нейтрофильных гранулоцитов. Область повреждения была выполнена тканью, обильно инфильтрированной форменными элементами крови (рис. 12).

Рис. 11. Область повреждения у животного контрольной серии через

3 суток после операции. Гематоксилин-эозин. х 100.

Рис. 12. Лейкоцитарная инфильтрация регенерирующих тканей через

3 суток после операции. Контрольная серия. Гематоксилин-эозин. х 280.

Эпителиальный регенерат в центре дефекта был гипертрофирован; толщина его в центре раны составляла 67,7±7,53 мкм, а протяженность - 598±12,48 мкм. Базальная мембрана в отдельных участках формировала выросты в подлежащую ткань.

Менее выраженные проявления воспалительной реакции в этот срок наблюдались у животных серий «ПГН с сангвиритрином» и «ПГН с доксициклином». Струп у животных этих серий более плотно прилегал к поверхности раневого канала, который был заполнен экссудатом (рис. 13А, Б). Под струпом наблюдался рост новообразованного эпителия, толщина которого составляла соответственно 75,75±6,29 и 82,1±4,33 мкм (табл. 5). Базальная мембрана была неровной, формировала выросты в подлежащую ткань с образованием единичных дериватов дермы в виде волосяных фолликулов и сальных желез.

А

Б

Рис.13. Регенерирующие ткани раны. 3 суток после операции: А - вторая серия (ПГН с сангвиритрином); Б - третья серия (ПГН с доксициклином). Гематоксилин-эозин. х 70.

Таблица 5

Биометрические показатели раны через 3 суток после операции (M±m)

Показатель Серия	Толщина струпа, мкм	Эпителиальный регенерат	Кол-во дериватов (в п/зр)
		Толщина, мкм	Протяженность, мкм
ПГН (контроль)	331,05±20,47	67,7±7,53	598,0± 12,48	5,7±1,21
ПГН c сангвиритрином	231,55*±18,95	75,75±6,29	560,1*± 11,40	7,35 ±1,38
ПГН с доксициклином	211,2*±17,25	82,1±4,33	571,15 ± 10,64	9,35 ±1,38

Примечание: * - р 0,05 (по сравнению с контролем)

Через 5 суток после нанесения ран у крыс всех экспериментальных серий при анализе микропрепаратов отмечено снижение высоты лейкоцитарного вала по сравнению с предыдущим сроком наблюдения. Одновременно с этим наблюдалась активная пролиферация эпителиального пласта, состоящего из 3-4 рядов клеток (рис. 14). У крыс серии «ПГН с доксициклином» протяженность его была наибольшей и составила 622,85±11,75 мкм, причем базальная мембрана эпителиального регенерата образовывала выросты в толщу дермы с формированием из них фолликулов и сальных желез.

А Б

В

Рис. 14. Область повреждения через 5 суток после операции: А - контрольная серия (ПГН); Б - вторая серия (ПГН с сангвиритрином); В - третья серия (ПГН с доксициклином). Гематоксилин-эозин. х 70.

Седьмые сутки послеоперационного периода характеризовались формированием новообразованной соединительной ткани. Струп, покрывающий область бывшего повреждения кожи крыс, на препаратах либо отсутствовал, либо определялся в виде небольших фрагментов. На микропрепаратах животных контрольной серии (ПГН) новообразованный эпителий был еще утолщен (52±8,94 мкм), протяженность его поверхности составляла 647,75±26,53 мкм, что превышало показатели предыдущего срока наблюдения в этой же серии (табл. 6). Очертания базальной мембраны были относительно ровными, образование коротких выростов в подлежащую ткань наблюдалось только на периферии регенерата (рис. 15 А).

Исследование гистологических препаратов биоптатов регенерирующих тканей животных второй и третьей серий выявило следующие отличия. Новообразованный эпителий был утолщен (табл. 6). Базальная мембрана эпителия формировала немногочисленные выросты в толщу дермы, в центре регенерата дериваты дермы не обнаруживались (рис. 15 Б).

При анализе микропрепаратов новообразованных тканей крыс серии «ПГН с доксициклином» было выявлено более интенсивное по сравнению с другими сериями течение формообразовательных процессов (рис. 15 В). Новообразованный многослойный эпителий на большинстве препаратов полностью покрывал раневой канал, его толщина составляла 67,5±12,64 мкм. Коллагеновые волокна в толще дермы уплотнялись, располагались параллельно друг другу, реже образовывали пучки. Соединительная ткань имела более зрелый вид, приближаясь по структуре к фиброзной. Область повреждения приобретала признаки строения неповрежденной кожи с характерными многочисленными выростами в подлежащую ткань базальной мембраны эпителия. Количество производных кожи было больше по сравнению с животными этой же серии в предыдущий срок наблюдения (13,3±1,52 и 11,15±1,66 в поле зрения соответственно).

А Б

В

Рис. 15. Область повреждения через 7 суток после операции: А - контрольная серия (ПГН); Б - вторая серия (ПГН с сангвиритрином); В - третья серия (ПГН с доксициклином). Гематоксилин-эозин. х 70.

Таблица 6

Биометрические показатели раны через 7 суток после операции (M±m)

Показатель Серия	Толщина струпа, мкм	Эпителиальный регенерат	Кол-во дериватов (в п/зр)
		Толщина, мкм	Протяженность, мкм
ПГН (контроль)	163,35±15,88	52,0±8,94	647,75± 26,53	10,4±1,18
ПГН с сангвиритрином	122,4* ±10,11	61,95±9,78	607,0*± 15,08	11,8±1,39
ПГН с доксициклином	102,0*±12,43	67,5±12,64	659,95± 11,01	13,3±1,52

Примечание: * - р 0,05 (по сравнению с контролем)

Результаты проведенных морфологических исследований свидетельствуют о положительном влиянии на течение фазы пролиферации раневого процесса новых видов биорезорбируемых антимикробных шовных материалов, созданных на основе полигликолидной нити путем введения в ее состав сангвиритрина или доксициклина, и использованных для ушивания экспериментальной раны. Следствием применения указанных видов нитей явилось ускорение и более совершенное течение репаративных процессов с оптимальным заживлением ран первичным натяжением. Полученные результаты показывают целесообразность применения новых видов биорезорбируемых нитей в клинической практике.

4.2 РЕЗУЛЬТАТЫ ИЗУЧЕНИЯ АНТИМИКРОБНЫХ СВОЙСТВ НОВОГО ШОВНОГО МАТЕРИАЛА

Выполнены опыты на 36 крысах. В зависимости от вида исследуемого шовного материала выделены три серии животных: в 1-й серии изучалась инертная в биологическом отношении полигликолидная нить (ПГН) во 2-й серии - ПГН с сангвиритрином; в 3-й серии - ПГН с доксициклином.

Определялась исходная антимикробная активности каждого из видов нитей и их активность спустя 1, 3, 5 и 7 суток после имплантации в подкожную клетчатку животных.

Антимикробное действие исследуемых нитей оценивалось методом диффузии в агар. В качестве тест-культур использовались штаммы Staphylococcus aureus 906, Escherichia coli K12, Bacillus subtilis L2.

Полигликолидная нить (ПГН) антимикробной активностью в отношении культур Staphylococcus aureus 906, Escherichia coli K12, Bacillus subtilis L2 не обладала (таблица 7). ПГН с сангвиритрином наибольшую исходную активность показала в отношении Staph. aureus 906 (18,12±0,88 мм), наименьшую - в отношении E. coli K 12 (8,0±0,92 мм). При исследовании исходной ПГН с доксициклином полученные величины зон задержки роста тест-культур свидетельствовали о сравнительно высоком уровне антибактериального действия данной нити. Наиболее активной эта нить оказалась в отношении Bac. subtilis L2 (22,09±0,49 мм).

Таблица 7

Показатели исходной антибактериальной активности исследуемых нитей (мм)

Вид нити	Staph. aureus 906	E. coli K 12	Bac. subtilis L2
ПГН	0	0	0
ПГН с сангвиритрином	18,12±0,88	8,0±0,92	9,01±0,89
ПГН с доксициклином	14,03±0,36	10,64±0,59	22,09±0,49

Результаты исследования антимикробной активности имплантированных образцов нитей представлены в таблице 8.

Таблица 8

Антимикробная активность имплантированных нитей (мм)

Образцы нитей Сроки экспозиции	St. aureus 906	E. coli K 12	B. subtilis L2
	ПГН с сангвиритрином	ПГН с доксициклином	ПГН с сангвиритрином	ПГН с доксициклином	ПГН с сангвиритрином	ПГН с доксициклином
1 сутки	15,14± 0,83	13,59± 0,8	7,39± 1,21	8,35± 0,99	6,09± 0,6	19,26± 0,9
3 сутки	6,09± 0,83*	7,53± 0,75*	5,34± 0,92*	8,37± 0,67	4,79± 0,58*	14,9± 1,09*
5 сутки	2,78± 0,55*	5,06± 0,74*	2,5± 1,17*	4,25± 1,15*	0	6,4± 0,77*
7 сутки	0	2,56± 0,78*	1,71± 1,06*	2,88± 1,03*	0	3,99± 0,92*

*- p 0,05 по сравнению с показателем 1-х суток

Как видно из таблицы, спустя 1 сутки после имплантации образцы нитей, содержащие сангвиритрин, наиболее высокую активность показали в отношении Staph. aureus 906 (15,14±0,83 мм). Зона лизиса культур E. coli K 12 и Bac. subtilis L2 при исследовании этой нити была меньшей: соответственно 7,39±1,21 мм и 6,09±0,6 мм. Активность нити, содержащей доксициклин, составила: в отношении Staph. aureus 906 13,59±0,8 мм, E. coli K 12 - 8,35±0,99 мм, Bac. subtilis L2 - 19,26±0,9 мм.

Через 3 суток антибактериальная активность всех трех видов испытуемых нитей уменьшилась. Наиболее высокой она продолжала оставаться у нити с доксициклином по отношению к Bac. subtilis (14,9±1,09 мм). По отношению к Staph. aureus 906 и E. coli K 12 нити с сангвиритрином и доксициклином имели близкие друг к другу показатели активности - 6,09±0,83 мм и 5,34±0,92 мм и 7,53±0,75 мм и 8,37±0,67 мм соответственно.

Спустя 5 суток после имплантации величины антимикробной активности нитей еще в большей степени уменьшились, а у образцов с сангвиритрином в отношении Bac. subtilis L2 активность полностью отсутствовала.

Спустя 7 суток нить с сангвиритрином потеряла антибактериальную активность и в опытах со Staph. aureus 906, сохраняя ее лишь по отношению к E. coli K 12, причем на невысоком уровне (1,71±1,06 мм). Нить с доксициклином вызвала задержку роста всех трех тест-культур (Staph. aureus 906, E. coli K 12, Bac. subtilis L2), однако по сравнению с предыдущим сроком наблюдения показатели активности еще больше уменьшились, составив соответственно 2,56±0,78 мм, 2,88±1,03 мм и 3,99±0,92 мм.

Таким образом, установлено, что антимикробная активность полигликолидных нитей, содержащих как сангвиритрин, так и доксициклин с увеличением срока имплантации постепенно и равномерно снижается. Наиболее быстро активность падает у нити с сангвиритрином. Полностью неактивной эта нить становится в опытах с Bac. subtilis L2 через 5 суток после имплантации. В то же время по отношению к E. coli K 12 активность нити с сангвиритрином сохраняется (хотя и на невысоком уровне) и через 7 суток. Нити с доксициклином проявили постепенно снижающуюся антимикробную активность в течение 7 суток в опытах со всеми тремя тест-культурами.

Известно, что наиболее высокая микробная обсемененность тканей в заживающей ране отмечается в первой фазе раневого процесса (фазе воспаления). Именно в этой фазе целесообразно воздействие на микрофлору раны. В большинстве случаев продолжительность первой фазы раневого процесса не превышает 5 суток. В связи с этим установленные нами сроки сохранения антимикробной активности исследуемых нитей позволяют рассчитывать на их антимикробное действие в процессе заживления раны на всем протяжении указанной фазы. Более высокой и длительно сохраняющейся антимикробной активностью, по полученным данным, обладают нити с доксициклином.

4.3 ДЕФОРМАЦИОННО-ПРОЧНОСТНЫЕ СВОЙСТВА РУБЦА, ФОРМИРУЮЩЕГОСЯ В ОБЛАСТИ РАНЫ, ЗАШИТОЙ НОВЫМ ШОВНЫМ МАТЕРИАЛОМ

Одним из наиболее чувствительных методов исследования линейных послеоперационных ран, отражающих динамику гистогенеза раневых структур, является тензометрия [2].

Принцип метода основан на преобразовании механической силы (растяжение/сжатие) вдоль оси симметрии датчика в пропорциональный электрический сигнал. Тензометрия позволяет оценить прочность сращения краев раны и степень эластичности формирующегося рубца, что косвенно отражает уровень репаративной регенерации в области раны, а, следовательно, и характер течения раневого процесса [66, 99].

Наиболее достоверную информацию о ходе процесса сращения краев раны можно получить уже на 7 сутки после операции, когда рубец сформирован, однако архитектоника коллагеновых и эластических волокон еще не совершенна.

Как уже говорилось выше (см. главу 2), в зависимости от типа используемого во время операции шовного материала выделено 3 опытные серии животных: 1 серия - обычная полигликолидная нить (контроль) - ПГН; 2 серия - ПГН с сангвиритрином; 3 серия - ПГН с доксициклином.

В ходе проведения исследования изучались следующие показатели: разрывная нагрузка, из которой высчитывалось разрывное напряжение (кгс/мм2), и относительное разрывное удлинение препарата (%).

Все наши препараты разрывались только по линии послеоперационного рубца. Полученные показатели разрывной нагрузки приведены в таблице 9.

Таблица 9

Разрывная нагрузка (кгс) при растяжении препаратов с рубцом на месте раны, зашитой испытуемыми шовными материалами

Серия	Значения разрывной нагрузки
ПГН (контроль)	0,757 ± 0,19
ПГН с сангвиритрином	0,967 ± 0,39
ПГН с доксициклином	1,682 ± 0,52

Из показателей таблицы следует, что к рубцам в области ран, зашитых биологически активными нитями, содержащими сангвиритрин и доксициклин, для получения эффекта их разрыва необходимо было приложить бьльшую силу, чем к рубцам контрольной серии. Значения разрывной нагрузки в опытах 2-й и 3-й серий (соответственно 0,967±0,39 и 1,682±0,52) также отличались друг от друга. Величина разрывной нагрузки в третьей серии (ПГН с доксициклином) была больше, чем во второй (ПГН с сангвиритрином).

Значения разрывного напряжения при исследовании препаратов на растяжение отражены в таблице 10.

Таблица 10

Разрывное напряжение (кгс/мм2) при растяжении препаратов с рубцом на месте раны, зашитой испытуемыми шовными материалами

Серия	Значения
ПГН (контроль)	0,044±0,011
ПГН с сангвиритрином	0,056±0,02
ПГН с доксициклином	0,099±0,030

Судя по данным таблицы, разрывное напряжение было наибольшим в сериях «ПГН с доксициклином» и «ПГН с сангвиритрином» (соответственно 0,099±0,030 кгс/мм2 и 0,056±0,02 кгс/мм2). В серии «ПГН», где применялась обычная полигликолидная нить, ткани рубца имели меньшую прочность (0,044±0,011 кг/мм2) по сравнению с двумя другими сериями.

Относительное удлинение препарата характеризует эластичность его тканей. Если принять эластичность неизмененной кожи за константу, то этот параметр будет характеризовать эластичность рубца препарата. Более высокая эластичность рубца может говорить о лучшем развитии архитектоники его коллагеновых волокон [99].

В таблице 11 приведены результаты исследования относительного удлинения препарата при разрыве.

Таблица 11

Относительное удлинение препарата (%) при его разрыве

Серия	Значения
ПГН (контроль)	0,027 ± 0,005
ПГН с сангвиритрином	0,036 ± 0,022
ПГН с доксициклином	0,026 ± 0,010

Данные, отраженные в таблице, говорят о более высоком показателе относительного удлинения препарата при разрыве в серии «ПГН с сангвиритрином» по сравнению с серией «ПГН», т.е. о более совершенном коллагенообразовании в рубце, формирующемся при использования для шва раны нити, содержащей сангвиритрин. Рубец на месте раны, зашитой нитью с доксициклином, по анализируемому показателю не отличался от контроля.

Если характеризовать результаты изучения деформационно-прочностных свойств формирующегося рубца в целом, то не трудно заметить, что при шве раны биологически активными нитями этот рубец оказывается более прочным, чем в контрольных опытах. Наилучшие показатели выявлены в третьей серии животных, у которых раны зашивались полигликолидной нитью с доксициклином. Полученные нами деформационно-прочностные характеристики соответствуют данным изучения заживления экспериментальных ран цитологическим и гистологическим методами.

4.4 РЕЗУЛЬТАТЫ ИЗУЧЕНИЯ ХОДА ДЕСТРУКЦИИ НОВОГО ШОВНОГО МАТЕРИАЛА В УСЛОВИЯХ ИМПЛАНТАЦИИ В ТКАНИ ЖИВОГО ОРГАНИЗМА

Настоящий раздел исследований проведен с целью определения скорости биодеструкции нового шовного материала. Исследовалась полигликолидная нить с введенным в ее состав антибиотиком доксициклином (ПГН с доксициклином), в качестве контрольных образцов были взяты поликапроамидная нить (ПКАН) и полигликолидная нить без оболочки (ПГН). Исследование биодеструкции проводилось с использованием диффузионных камер [145].

Как указывалось выше, сроки имплантации шовного материала составляли 14 суток, 30 суток и 60 суток. По истечении положенных сроков образцы нитей извлекали из диффузионных камер, отмывали в органических растворах, высушивали при температуре 370С и взвешивали на аналитических весах для сравнения остаточной массы нити по срокам опытов и с исходными ее показателями. Кроме того, отдельные образцы нити исследовались под световым микроскопом.

На рис. 11 представлены микрофотографии исходных образцов испытуемых нитей.

АБ В

Рис. 16. Микрофото исходных нитей: А - ПГН, Б - ПКАН, В - ПГН с доксициклином. х40

Все виды нитей выглядели близкими друг другу, полигликолидная нить без оболочки и такая же нить в оболочке с доксициклином имели практически однородную структуру, в поликапроамидной нити нечетко просматриваются элементы плетеной структуры.

...