Возможности саливадиагностики COVID-19

Недавно опубликованы результаты исследования, посвященного анализу диагностической точности экспресс-теста слюны (RST) на основе LFA для выявления SARS- CoV-2 [73]. Тест обеспечил получение результата менее чем за 10 минут, обнаружив присутствие белка-шипа в образце слюны. В ходе выполнения исследования, слюна, собранная у субъекта, наносится на подушечку для образца, и она капиллярно перемещается по нитроцеллюлозной мембране. Через 5-10 мин результат можно прочитать: если видны 2 цветные полосы (как тестовая, так и контрольная), субъект инфицирован, а если видна только контрольная линия, субъект не инфицирован. Авторы сообщили о высокой чувствительности (93%)тестируемого метода. Однако в другом исследований приведены данные о его низкой чувствительности [46]. Эти различия, вероятно, связаны с разными характеристиками используемых антител.

Возможность экспресс-теста на антиген на основе диагностики слюны привлекает все большее внимание в последние несколько месяцев. Перспектива разработки более технологически продвинутых диагностических систем с использованием микрофлюидных систем на базе смартфонов со специальными биосенсорами представляет собой одну из самых серьезных возможностей на ближайшее будущее, особенно в случае других вспышек пандемии [74]. Недавно объявлено о создании теста для анализа слюны (жидкости, собранной после простого полоскания рта непосредственно в месте проведения теста), который может обнаружить присутствие вируса за несколько секунд с 95% успешностью с помощью портативного и точного устройства (SpectraLIT ™), сочетающим уникальную технологию спектрального анализа для диагностики патогенов и программным решением Virusight обеспечения искусственного интеллекта. Компания Virusight, основанная в 2020 году в ответ на пандемию COVID-19, была создана для разработки диагностики вирусов в реальном времени для быстрого (за секунды) скрининга COVID-19 у пассажиров в международных аэропортах по всему миру.

Тестирование антител к SARS-CoV-2 в ротовой жидкости (слюне)

Выявление активной инфекции обычно достигается путем тестирования на вирусную РНК, но этот подход малоинформативен после исчезновения симптомов. В дополнение к молекулярной диагностике COVID-19 точные серологические тесты могут идентифицировать людей, у которых развился иммунный ответ на инфекцию SARS-CoV-2. Антитела являются ключевыми компонентами в арсенале защитного иммунитета против новых вирусных инфекций, таких как SARS-CoV-2. Понимание их долговечности и их системной компартментации среди различных групп населения - это важные данные, которые позволяют отслеживать распространенность серотипов в сообществах, выбирать доноров плазмы для лечения и разрабатывать вакцины против COVID-19. Эти тесты необходимы на платформах, которые могут быть развернуты в большом количестве для описания изменений иммунитета на популяционном уровне в различных географических масштабах и с течением времени. Существует острая необходимость в проведении широкомасштабного популяционного тестирования для улучшения усилий по профилактике и контролю COVID-19. Предлагается осуществлять тестирование в повторяющиеся моменты времени, чтобы лучше понять пространственно-временную динамику передачи, инфекции и формирования коллективного иммунитета [75]. В настоящее время тестирование антител на популяционном уровне в основном проводится с использованием крови. Достижение таких всеобъемлющих целей популяционного тестирования будет сложной задачей, если полагаться только на традиционное диагностическое исследование образцов крови, поскольку это считаться инвазивным, неудобным или неприемлемым, особенно среди уязвимых и восприимчивых групп населения [76,77].

Хотя ответ антител на SARS-CoV-2 широко изучался в крови, относительно мало известно об ответе антител в слюне и его связи с системными уровнями антител. Тестирование на наличие антител к SARS-CoV-2 в образцах крови или слюне направлено на выявление предыдущей инфекции SARS-CoV-2, может помочь подтвердить наличие текущей инфекции и может дать представление об иммунологическом статусе человека. Это исследование может быть выполнено, как методом иммуноферментного анализа (ELISA), так и с использованием технологий хемилюминесцентного анализа, а также анализа латерального потока (LFA - Lateral flow test). Разработка улучшенных тестов на антитела к SARS-CoV-2 для выявления предшествующей инфекции была определена как одна из главных диагностических задач в борьбе с пандемией COVID-19 [75]. Точная диагностика COVID-19 на индивидуальном уровне может потенциально способствовать принятию клинических решений, в то время как на популяционном уровне необходимо точное знание о предшествующей инфекции, состоянии иммунитета и текущей заболеваемости для определения приоритетности рисков, принятия управленческих решений о социальном дистанцировании, лечения и вакцинации [78]. Если исследование слюны может использоваться для выявления РНК SARS-CoV-2, а также антител против SARS-COV-2, то этот тип биоматериала может предоставить важную возможность контролировать индивидуальную и на популяционном уровне динамику передачи инфекции и формирования иммунитета в зависимости от места и времени [79].

Понимание взаимосвязи между различными клиническими проявлениями COVID-19 и серологическим ответом, возникающим во время и после инфекции, имеет большое значение для понимания иммунопатогенеза заболевания и выбора подходящего лечения. Важным фактором является вариабельная клиническая картина инфекции, которая может влиять на концентрацию антител, индуцированную у субъекта. Понимание формирования антител у людей с самой низкой симптоматикой будет иметь большое значение для мониторинга передачи вируса в рамках этой пандемии COVID-19 [80]. Разработка новых тестов на антитела требует всестороннего понимания гуморального ответа по всем проявлениям заболевания, вызванных этим патогеном. В Российской Федерации зарегистрированы 50 экспресс-тестов производства разных стран для выявления иммуноглобулинов к SARS-CoV-2 (по состоянию на 25.08.2020). Необходимость иметь возможность идентифицировать тех, кто ранее был инфицирован SARS-CoV-2, привела к разработке иммуноанализов, предназначенных для измерения количества антител в качестве сигнатуры воздействия. Исследования в когортах пациентов с SARS-CoV-2 показывают, что ответы антител развиваются с разной скоростью в зависимости от тяжести заболевания. В целом титры антител выше у пациентов с критическим или тяжелым заболеванием по сравнению с пациентами с более легким течением болезни [81,82]. Важный вывод из этих ответов состоит в том, что относительно просто обнаружить антитела у пациентов с тяжелым заболеванием и что сосредоточение внимания на обнаружении ответов у тех, у кого заболевание гораздо менее тяжелое или бессимптомно, может быть полезным для максимизации чувствительности теста на антитела. Когда оценивались подклассы IgG, IgG1 и IgG3 были наиболее распространенными во всех протестированных образцах, и они также были выше у госпитализированных пациентов, чем у пациентов с легкой формой заболевания. Это важно, поскольку было высказано предположение, что антитела могут играть роль в патогенезе, включая возможную роль IgG1 в качестве медиатора острого повреждения легких при COVID-19[83]. Анализы антител также показали потенциал в диагностике осложнений, связанных с SARS-CoV-2, а также для определения распространенности серотипа среди медицинских работников в условиях стационара [84]. Эти реальные примеры использования тестов на антитела подчеркивают потенциал этих исследований для помощи в диагностике и иммунном надзоре. Если из-за COVID-19 возникают постинфекционные осложнения, очевидным преимуществом будет наличие высококачественных анализов для выявления предшествующей инфекции. В совокупности эти аргументы подтверждают пользу и ценность тестов на антитела в условиях нынешней пандемии [85].

Присутствие в слюне специфических антител к SARS-CoV-2 продемонстрировано исследованиями [85,86]. Isho B. et al., (2020) [87] изучили ответы IgG, IgA и IgM на спайковый белок SARS-CoV-2 (полноразмерный тример) и его рецептор-связывающий домен (RBD) в сыворотке и слюне пациентов в остром периоде и у выздоравливающих пациентов с лабораторно диагностированным COVID-19 в течение 3-115 дней после появления симптомов по сравнению с отрицательным контролем. В то время как специфичность анализов слюны была очень хорошей для ответов IgG против спайкового белка и против RBD, это было менее верно для IgA, особенно для ответа IgA против RBD. Ответы антител против SARS-CoV-2 были легко обнаружены в сыворотке и слюне, при этом пиковые уровни IgG достигаются через 16-30 дней после появления симптомов. Анализ стабильности уровней антител в течение первых трех месяцев после заражения как в сыворотке, так и в слюне показал отсутствие резкого снижения уровней анти-спайк, анти- RBD или анти-NP IgG за 3-месячный период. То же самое отмечено для антиген- специфических измерений в слюне (анти-спайк и анти-RBD IgG). Однако IgA и IgM ответы на антигены SARS-CoV-2 снижались как в сыворотке, так и в слюне. Наконец, ответы IgG, IgM и, в меньшей степени, IgA на спайк и RBD положительно коррелировали между парными образцами сыворотки и слюны. Следовательно, по крайней мере, для измерений IgM против спайкового белка и IgG против RBD, слюна может представлять собой хорошую альтернативу для тестирования антител. Полученные авторами данные показывают, что устойчивый IgG-ответ против антигенов SARS-CoV-2 генерируется как в слюне, так и в сыворотке у большинства пациентов с COVID-19. Из трех измеренных изотипов ответ IgA меньше всего коррелирует между сывороткой и слюной, особенно для антигена RBD. Это может указывать на некоторую компартментализацию ответа IgA в ротовой полости по

сравнению с периферией. Это исследование подтверждает, что антитела IgG к SARS-CoV-2 в сыворотке и слюне сохраняются у большинства пациентов с COVID-19 в течение как минимум 3 месяцев после появления симптомов. IgG-ответы в слюне могут служить суррогатным показателем системного иммунитета к SARS-CoV-2 на основе их корреляции с сывороточными IgG-ответами.

Pisanic N. et al., (2020) [88] исследовали информативность определения антител, специфичных для SARS-CoV-2 в слюне, для выявления предшествующей инфекции COVID- 19 с такой же чувствительностью и специфичностью, как и при тестировании сыворотки. Авторы также оценили способность тестирования антител в слюне отражать временные профили, наблюдаемые по данным исследования сыворотки путем сравнения кинетики антител в слюне с кинетикой в сыворотке по времени с момента появления симптомов COVID-19. Мультиплексный иммуноанализ, включающий десять антигенов SARS-CoV-2 был использован для тестирования в общей сложности 167 образцов слюны от 150 человек и 324 образцов сыворотки от 171 человека. Это исследование показало, что антиген- специфические ответы антител SARS-CoV-2 в слюне отражают те, которые наблюдаются в сыворотке крови. Тестирование ответов IgG, специфичных для SARS-CoV-2, можно использовать для точного обнаружения предшествующей инфекции SARS-CoV-2 с высокой чувствительностью и специфичностью. Когда слюна была собрана через >10 дней после появления симптомов, анализ IgG к SARS-CoV-2 выявляет инфекцию SARS-CoV-2 со 100% чувствительностью и 99% специфичностью. Кроме того установлено, что временная кинетика ответов IgG, специфичных для SARS-CoV-2, в слюне согласуется с изменениями, наблюдаемыми в сыворотке крови и указывает на то, что у большинства людей происходит сероконверсия примерно через 10 дней после появления симптомов COVID-19 или примерно через две недели после предполагаемого инфицирования. Основываясь на этих результатах, можно точно измерить ответ IgG слюны для выявления людей с предшествующей инфекцией SARS-CoV-2. Предложенный авторами мультиплексный иммуноферментный анализ слюны может служить неинвазивным подходом для точного и крупномасштабного «серологического» эпиднадзора за SARS-CoV-2 поскольку образцы слюны можно собирать самостоятельно и отправлять по почте при температуре окружающей среды [89]. Исследование на антитела к SARS-CoV-2 с использованием слюны может значительно увеличить масштаб тестирования - особенно среди восприимчивых групп населения - по сравнению с кровью и может прояснить популяционный иммунитет и предрасположенность к SARS-CoV-2. Точный тест на антитела к SARS-CoV-2 на основе образцов слюны к предшествующей инфекции COVID-19 значительно улучшил бы способность принимать меры общественного здравоохранения в условиях текущей пандемии. Этот неинвазивный метод комплексного определения предшествующего инфицирования SARS-CoV-2 может облегчить широкомасштабное «серологическое» наблюдение для оценки популяционного иммунитета. По мере того, как вакцины-кандидаты от COVID-19 проходят клинические испытания, такие неинвазивные тесты будут иметь решающее значение для выявления пробелов в иммунитете восприимчивых групп населения для информирования при проведении целевой вакцинации, а также в качестве сопутствующей диагностики для испытаний вакцин[88]. В нескольких исследованиях слюна использовалась как образец для выявления антител к SARS-CoV-2. В одном из этих исследований антиспайковые (но не нуклеокапсидные) ответы антител IgG, IgA и IgM были легко обнаружены в слюне госпитализированных пациентов с симптомами COVID-19 и у лиц без симптомов заболевания. Интересно, что ответы антител в слюне и сыворотке, а также наличие клинических симптомов COVID-19 в значительной степени независимы друг от друга [85]. В другом исследовании с использованием мультиплексного иммуноанализа на антитела к SARS-CoV-2 на основе технологии Luminex, который включал 12 антигенов CoV, в основном происходящих из нуклеокапсида SARS-CoV-2 и шипа, образцы слюны и сыворотки, собранные в подтвержденных случаях COVID-19, были протестированы на IgG, IgA и IgM в панели антигенов. Соответствующие ответы IgG в слюне и сыворотке значимо коррелировали. Ответ анти-N IgG в слюне показал наивысшую чувствительность (100%), продемонстрировав положительный ответ в подтвержденных ОТ-ПЦР случаях COVID-19, взятых через 14 дней после появления симптомов, тогда как ответ IgG- рецепторсвязывающего домена давал 100% специфичность. Временная кинетика IgG в слюне соответствовала кинетике, наблюдаемой в крови. Алгоритмы, использующие комбинацию ответа IgG на антигены нуклеокапсида и спайкового белка, обладают высокой (100%) диагностической точностью. Эти результаты подтверждают использование теста на антитела на основе слюны в качестве неинвазивной и масштабируемой альтернативы тестированию на антитела на основе крови [86].

Одним из преимуществ слюны перед образцами крови является наличие антител IgA. Антитела IgA уже были описаны как играющие роль в иммунных ответах на SARS-CoV-2. Сывороточные IgA были обнаружены в сыворотке пациентов с COVID-19 и, по-видимому, обнаруживаются раньше, чем антитела IgM или IgG, возможно, уже через 2 дня после появления симптомов [90]. Это говорит о том, что IgA может быть первым антителом, которое появится в ответ на инфекцию SARS-CoV-2, в отличие от антител IgM и IgG, которые обычно содержатся в меньшей концентрации в слюне, чем в крови, IgA хорошо представлены в ротовой жидкости, потому что они являются основным классом антител, обнаруживаемых в секретах слизистой оболочки. Этот секреторный IgA (sIgA) выполняет ряд важных функций в формировании иммунитета слизистой оболочки. Основная функция заключается в предотвращении заражения патогенами клеток-хозяев посредством иммунного исключения, конкурируя за лиганды клетки-хозяина, которые запускают проникновение вируса. В случае SARS-CoV-2 антитела sIgA могут предотвращать адгезию к эпителиальным клеткам-мишеням посредством нейтрализации шипового (спайкового) белка коронавируса (и, таким образом, ингибирования его взаимодействия с рецептором ACE-2 хозяина [91] или связывание с белком нуклеокапсида SARS-CoV-2. Помимо своей важной роли в иммунитете слизистых оболочек и очевидной важности в регуляции реакции организма на респираторные инфекции, IgA актуален также для общественного здравоохранения по причине целесообразности его популяционного тестирования для оценки формирования коллективного иммунитета. Как и в случае с другими респираторными инфекциями, IgA слюны коррелирует с системными уровнями антител против SARS-CoV-2. Как секретируемое антитело, sIgA легко доступен для обнаружения в слюне по сравнению с другими типами биоматериалов, что обуславливает привлекательность тестирования слюны благодаря простоте ее сбора. Учитывая простоту сбора слюны, IgA слюны может быть особенно привлекательным инструментом для выявления и отслеживание уязвимых групп населения повышенного риска [85,86].

В недавнем исследовании с использованием протокола ELISA, специально разработанного для выявления IgA в слюне (Brevitest IgA Salivary Mucosal Test [BRAVO]), получены данные тестирования слюны пациентов, которые ранее дали положительный результат ПЦР на SARS-CoV-2. Авторы охарактеризовали IgA слюны к SARS-CoV-2 как доступный биомаркер иммунитета слизистой оболочки против COVID-19. Показана чувствительность и специфичность теста 92% и 97% соответственно, с p-значением <0,0001 по двустороннему точному критерию Фишера [92]. Тест на IgA был разработан с использованием платформы Brevitest, которая недавно была представлен в FDA для получения разрешения на использование в чрезвычайных ситуациях (EUA). Платформа Brevitest, на которой работает анализ BRAVO, предназначена для быстрого (<15 минут) количественного иммуноанализа в месте оказания медицинской помощи. Тест был проверен на качественное определение IgA в слюне в соответствии с рекомендациями FDA с использованием ПЦР-подтвержденных субъектов в качестве истинно положительной группы и образцов слюны, полученных до появления COVID-19, как истинно отрицательных. Количественные показатели уровня IgA в слюне против SARS-CoV-2 как в пробах до COVID, так и в слизистых демонстрируют широкий диапазон концентраций IgA у субъектов, указывая на стойкость IgA в слюне к SARS-CoV-2 в течение как минимум 3 месяцев после появления симптомов и потенциальную корреляцию между уровнями IgA в слюне и тяжестью заболевания. Констатация того, что антитела IgA слизистой оболочки к SARS- CoV-2 сохраняются в течение нескольких месяцев, особенно интригует, учитывая недавно опубликованные данные о том, что титры системных антител IgG могут снизиться в течение месяца [93]. Эти результаты предполагают потенциальную роль тестирования IgA в слюне, как для клинического ведения отдельных пациентов, так и для понимания уровня инфицированности населения, а также при разработке и внедрении вакцин.

Faustini et al. (2020) [85] при тестировании образцов сыворотки и слюны с использованием модифицированного ими методов ELISA для обнаружения антител у лиц с более низким уровнем специфических антител к SARS-CoV-2 обнаружили минимальную корреляцию между анти^-антителами в сыворотке и слюне. Тем не менее, у многих людей был только один положительный результат - или в сыворотке или в слюне. Таким образом, полагаясь на анализ одного из биообразцов, можно значительно недооценить истинные уровни инфицированности обследуемых. Более того, это несоответствие может иметь значение для понимания механизмов формирования защитного ответа антител и требуются ли антитела в одном или нескольких сайтах для оптимальной защиты. Таким образом, метод ELISA, модифицированный для обнаружения антител в сыворотке и слюне от лиц с тяжелой, легкой и бессимптомной формой COVID-19, может служить важным инструментом для оценки как краткосрочного, так и долгосрочного гуморального иммунитета к COVID-19 и понимания природы естественных и индуцированных вакцинами защитных реакций на инфекцию, вызванную SARS-CoV-2 [85]. Если IgA слизистой оболочки при COVID-19 ведет себя так же, как описано для других респираторных патогенов, уровни IgA в слюне могут иметь клиническое значение. Исследование взаимосвязи между изменениями IgA в слюне и респираторными инфекциями у людей показало, что снижение уровня IgA коррелирует с увеличением заболеваемостью респираторными инфекциями [94,95]. Эти данные свидетельствуют о том, что люди, которые являются слизисто-отрицательными по IgA слюны против SARS-CoV-2, могут иметь повышенный риск инфекции и / или тяжести заболевания. Напротив, есть данные, свидетельствующие о том, что чрезмерные уровни IgA слизистой оболочки могут вызывать патологический воспалительный ответ[96]. COVID-19 характеризуется внезапным ухудшением дыхания у пациентов, а sIgA может вызывать воспалительную реакцию в дыхательных путях, включая активацию нейтрофилов [97]. Недавние препринты сообщают, что системная нейтрофильная активация, по-видимому, является маркером тяжести COVID-19 [98]. Таким образом, если корреляция между клиническим исходом и избыточным уровнем IgA в слюне будет установлена, повышенный уровень IgA в слюне может служить биомаркером для выявления пациентов с повышенным риском клинического ухудшения COVID-19 и, возможно, кандидатов на раннее лечение стероидами [99]. Сообщения о том, что IgA в крови может быть обнаружен раньше, чем системные IgG или IgM, [96,90] согласуются с ролью IgA в раннем ответе, а также с данными о том, что положительный IgA в слюне может выявляться одновременно с обнаружением вируса с помощью ПЦР. Полагают, что основным препятствием на пути успешного сдерживания COVID-19 является относительно высокий уровень ложноотрицательности при проведении ПЦР-тестирования, а также отсутствие своевременных результатов, которые препятствуют отслеживанию контактов. Если раннее появление антител IgA к SARS-CoV-2 в слюне подтверждено, то тестирование IgA слюны может служить полезным инструментом раннего скрининга COVID-19, гораздо более привлекательным для пациентов и клиницистов, чем исследование биоматериала назофарингеального мазка с использованием ПЦР. Таким образом, представленная в литературе информация по серологии IgA слюны, согласуется с обширными опубликованными данными о критической роли, которую играет иммунитет слизистой оболочки в защите от респираторных вирусов, а также роль sIgA и возможность его использования в ведении пациентов с COVID-19. IgA слюны может быть полезным индикатором нескольких ключевых параметров, включая индивидуальный и коллективный иммунитет, клинический риск и степень тяжести заболевания. Тестирование иммунных ответов IgA слюны могут быть полезно при разработке и внедрении вакцин против COVID- 19.

Результативность саливадиагностики COVID -19 на основе выявления SARS- CoV-2 в ротовой жидкости

Возможности использования ротовой жидкости / слюны как биоматериала для диагностики COVID-19, изучалась и продолжает изучаться в ряде стран у пациентов, с различной формой [100,41,101] и степенью тяжести заболевания [46,68,71]. В большинстве исследований сообщалось о результатах анализа, проведенного с небольшими выборками пациентов (200 субъектов или меньше) [3,27,66], хотя недавно были опубликованы исследования с более крупными когортами (около 1000 субъектов) [69,60]. Показано [42], что образцы слюны демонстрируют более высокую чувствительность, чем мазки из носоглотки, и подтверждают результаты предыдущих исследований [40,56,102]. В случаях COVID-19 результаты анализов обоих типов образцов в период сразу после появления симптомов соответствовали друг другу. Поэтому многие исследователи предлагают использовать слюну вместо мазков из носоглотки при первичном выявлении пациентов с COVID-19. Также существует огромный интерес к слюне как к первичному типу образцов для выявления SARS-CoV-2 у детей, что важно для понимания динамики передачи вирусов в этой когорте пациентов. К сожалению, данные об использовании слюны для обнаружения SARS-CoV-2 у педиатрических пациентов немногочисленны. Несколько доступных отчетов об использовании образцов слюны у детей показали низкое обнаружение SARS-COV-2 с чувствительность 53-73% хотя эти исследования включали небольшие выборки образцов биоматериала [103,104].

Yee R. et al., (2020) [105] оценили и сравнили проспективно собранные парные образцы мазки слюны и NPS у педиатрических и взрослых пациентов для выявления SARS- CoV-2. Парные образцы были собраны у людей с неизвестным статусом COVID-19, а также у пациентов, ранее положительных на SARS-CoV-2. Парные мазки из носоглотки и слюна были исследованы с использованием рОТ-ПЦР в лаборатории клинической вирусологии детской больницы Лос-Анджелеса. Это первое и крупнейшее исследование, демонстрирующее поддержку использования слюны в детской возрастной группе и сравнение показателей слюны между педиатрическими и взрослыми когортами. Важно отметить, что тестирование слюны выявило ряд случаев COVID-19, которые были отрицательными по данным NPS. Зафиксировано обнаружении SARS-CoV-2 в слюне в срок до 43 дней наблюдения по сравнению с 32 днями для мазков NP. Противоречивые результаты между исследованиями могут быть связаны с различиями в протоколе сбора слюны и вариабельностью характеристик образцов. Это исследование показало, что слюна является надежным диагностическим образцом для обнаружения РНК SARS-CoV-2 с помощью ОТ-ПЦР, особенно у детей с симптомами и без симптомов, а также у взрослых с симптомами, который может использоваться для широкомасштабного тестирования на SARS-CoV-2 в стационарных условиях и в обществе.

Заключение

Заключая данный обзор, мы сочли целесообразным отойти от традиционной формы резюмирующих обобщений. Вместо этого вниманию читателей представляется информация, характеризующая внимание ряда государственных структур и общественных институтов к обсуждаемой проблеме, что, по-видимому, отражает ее актуальность и место в поиске путей борьбы с пандемией COVID-19. В этой связи приведены данные о регламентации диагностических исследований слюны в ряде стран, которые в существенной мере отражают внимание специалистов и общества к возможностям саливадиагностики COVID-19.

В настоящее время ротовая жидкость рассматривается как альтернативный биоматериал или дополнение к образцу мазка из носоглотки. Доказательством этого является факт того, что Управление по санитарному надзору за качеством пищевых продуктов и медикаментов (FDA) США предоставило разрешение на использование в экстренных случаях (EUA) тестирования слюны в качестве биоматериала для обнаружения SARS-CoV-2 (13 апреля 2020 г., https: //www.rutgers.edu/news/new-rutgers-saliva-test-coronavirus-gets- fdaapproval). Кроме того, FDA санкционировало диагностический тест с возможностью использования образцов слюны, собранных в домашних условиях, для тестирования COVID- 19 и выдало разрешение на экстренное использование (EUA) Лаборатории клинической геномики Rutgers образцов биоматериала, самостоятельно взятых пациентами дома с помощью устройства для сбора слюны Spectrum Solutions LLC SDNA-1000 (8 мая 2020 г., https: //www.rutgers.edu / news / fda-Approves-first-home-saliva-collection-test-coronaviruest). FDA отметило в своем выпуске, что тест Рутгерса в настоящее время является единственным авторизованным диагностическим тестом на Covid-19, который использует образцы слюны для тестирования на новый коронавирус (https://www.fda.gov/media/137773/download). С помощью теста люди могут собрать свою собственную слюну дома и отправить свои ее образцы в лабораторию для результатов. Рутгерский университет -- государственный исследовательский университет США, крупнейшее высшее учебное заведение штата Нью- Джерси. В заявлении университета отмечается, что новая технология сбора слюны в домашних условиях позволяет проводить более широкий анализ, чем при использовании стандартного метода с использованием мазков из носа и горла в медицинском учреждении или в месте тестирования.

Министерство здравоохранения, труда и социального обеспечения Японии одобрило (июнь, 2020) проведение доклинических ПЦР-тестов на COVID-19 с использованием слюны в стоматологических клиниках с оплатой за счет средств страховых фондов [106].

Роль саливадиагностики во время пандемии COVID-19 привлекает все большее внимание исследователей во всем мире по нескольким причинам. Во-первых, чувствительность образца слюны сопоставима с чувствительностью респираторных образцов. Во-вторых, ротовая жидкость может собираться самостоятельно испытуемыми, либо его могут проводить обученный персонал, не являющийся медицинскими специалистами, что существенно снижает риск передачи вируса медицинским работникам. Наконец, использование этого метода может сэкономить медицинские человеческие ресурсы во время пика вспышки пандемии, что имеет первостепенное значение для системы здравоохранения стран, столкнувшихся с таким событием.

Наконец, саливадиагностика COVID-19 является перспективной для прямого тестирования в условиях “по требованию” в местах социальной агрегации людей для программ массового скрининга и для анализа образцов слюны непосредственно там, где требуется тест на наличие SARS-CoV-2, например в школе, кинотеатре или театре, ресторане или аэропорту. Выявление бессимптомных инфицированных лиц до того, как они попадут в замкнутое пространство и распространят инфекцию среди других людей, представляет собой основную сложную проблему для всех государственных учреждений, частного бизнеса или общественной деятельности [107]. Экономический кризис, последовавший за чрезвычайной ситуацией в области здравоохранения, вызванной эпидемией, вскоре сделает неприемлемым продление любого широко распространенного протокола изоляции или жестких ограничений на поездки людей. Следовательно, необходима программа массового скрининга, и она должна полагаться на диагностические технологии, которые также могут использоваться немедицинским персоналом для быстрой оценки того, является ли человек заразным. Экспресс-тесты слюны на антиген могут представлять собой ключевую стратегию сдерживания пандемии COVID-19. Использование своевременных, точных и неинвазивных тестов для выявления SARS-CoV-2 будет способствовать принятию эффективных крупномасштабных мер по борьбе с пандемией COVID-19.

Список литературы

1. Jamal M., Shah M., Almarzooqi S.H., et al. Overview of transnational recommendations for COVID- 19 transmission control in dental care settings. Oral Dis. 2020. 00. Р. 1-10. DOI: 10.1111/odi.13431.

2. Xu R., Cui B., Duan X., Zhang P., Zhou X., Yuan Q. Saliva: potential diagnostic value and transmission of 2019-nCoV. Int. J. Oral. Sci. 2020. V. 12(1). Р. 11. DOI: 10.1038/s41368-020- 0080-z.

3. Wyllie A.L., Fournier J., Casanovas-Massana A., et al. Saliva or Nasopharyngeal Swab Specimens for Detection of SARS-CoV-2. N. Engl. J. Med. 2020. V. 383(13). Р. 1283-1286. DOI: 10.1056/NEJMc2016359.

4. Zhu N., Zhang D., Wang W., Li X., Yang B., Song J., Zhao X., Huang B., Shi W., Lu R., et al.; China Novel Coronavirus Investigating and Research Team. A novel coronavirus from patients with pneumonia in China, 2019. N. Engl. J. Med. 2020. V. 382(8). Р. 727-733.

5. Li X., Geng M., Peng Y., Meng L., Lu S. Molecular immune pathogenesis and diagnosis of COVID-19. J. Pharm Anal. 2020. V. 10(2). Р. 102-108. DOI: 10.1016/j.jpha.2020.03.001.

6. Sri Santosh T., Parmar R., Anand H., Srikanth K., Saritha M. A Review of Salivary Diagnostics and Its Potential Implication in Detection of Covid-19. Cureus. 2020. V. 12(4). Р. e7708. DOI: 10.7759/cureus.7708.

7. Meselson M. Droplets and Aerosols in the Transmission of SARS-CoV-2. N. Engl. J. Med. 2020. V. 382(21). Р. 2063. DOI: 10.1056/NEJMc2009324.

8. Wang Y., Kang H., Liu X., Tong Z. Combination of RT-qPCR testing and clinical features for diagnosis of COVID-19 facilitates management of SARS-CoV-2 outbreak. J. Med. Virol. 2020. V. 92. Р. 538-539. DOI: 10.1002/jmv.25721.

9. Corman V.M., Landt O., Kaiser M. Detection of 2019 novel coronavirus (2019-nCoV) by real-time RT-PCR. Eurosurveillance. 2020. V. 25. Р. 1-8. DOI: 10.2807/1560- 7917.ES.2020.25.3.2000045.

10. Ng K., Poon P.H., Kiat Puar T.H., Shan Quah J.L., Loh W.J., Wong Y.J., Tan T.Y., Raghuram J. COVID-19 and the risk to health care workers: a case report. Ann Intern Med. 2020.

V. 172(11). Р. 766-767.

11. Wyllie A.L., Fournier J., Casanovas-Massana A. Saliva is more sensitive for SARS-CoV-2 detection in COVID-19 patients than nasopharyngeal swabs. Med. Rxiv. 2020. DOI: 10.1101/2020.04.16.20067835.

12. Chan J.F., Yuan S., Kok K.H., et al. A familial cluster of pneumonia associated with the 2019 novel coronavirus indicating person-to-person transmission: a study of a family cluster. Lancet 2020. pii: S0140-6736(20)30154-9.

13. Wiersinga J.W., Rhodes A., Cheng A.C., Peacock S.J., Prescott H.C. Pathophysiology, transmission, diagnosis, and treatment of coronavirus disease 2019 (COVID-19). JAMA. 2020. V. 324(8). Р. 782-793.

14. National Institute of Infectious Diseases Japan nCoV (new coronavirus) Sample collection

and transportation manual. 2019. https://www.niid.go.jp/niid/images/pathol/pdf/2019-

nCoV_200416.pdf.Japanese ver. 16 April 2020.

15. Huang C., Wang Y., Li X., et al. Clinical features of patients infected with 2019 novel coronavirus in Wuhan, China. Lancet 2020. pii: S0140-6736(20)30183-5.

16. Sun J., Zhu A., Li H., Zheng K., Zhuang Z., Chen Z., Shi Y., Zhang Z., Chen S., Liu X., et al. Isolation of infectious SARS-CoV-2 from urine of a COVID-19 patient. Emerg Microbes Infect. 2020. V. 9(1). Р. 991-993.

17. Yoon J.G., Yoon J., Song J.Y., Yoon S.Y., Lim C.S., Seong H., Noh J.Y., Cheong H.J., Kim

W. J. Clinical Significance of a High SARS-CoV-2 Viral Load in the Saliva. J. Korean Med. Sci. 2020. V. 35(20). Р. e195. DOI: 10.3346/jkms.2020.35.e195.

18. To K.K., Tsang O.T., Yip C.C., Chan K.H., Wu T.C., Chan J.M., Leung W.S., Chik T.S., Choi C.Y., Kandamby D.H., Lung D.C., Tam A.R., Poon R.W., Fung A.Y., Hung I.F., Cheng V.C., Chan J.F., Yuen K.Y. Consistent Detection of 2019 Novel Coronavirus in Saliva. Clin. Infect Dis. 2020. V. 71(15). Р. 841-843. DOI: 10.1093/cid/ciaa149.

19. Sabino-Silva R., Jardim A.C.G., Siqueira, W.L. Coronavirus COVID-19 impacts to dentistry and potential salivary diagnosis. Clin. Oral. Invest. 2020. V. 24. Р. 1619-1621. DOI:

0. 1007/s00784-020-03248-x.

20. Liu L., Wei Q., Alvarez X., et al. Epithelial cells lining salivary gland ducts are early target cells of severe acute respiratory syndrome coronavirus infection in the upper respiratory tracts of rhesus macaques. J. Virol. 2011. V. 85. Р. 4025-1030.

21. Xu J., Li Y., Gan F., Du Y,, Yao Y. Salivary Glands: Potential Reservoirs for COVID-19 Asymptomatic Infection. J. Dent Res. 2020. V. 99(8). Р. 989. DOI: 10.1177/0022034520918518.

22. Chen L., Zhao J., Peng J., Li X., Deng X. , Geng Z. et al., Detection of 2019-nCoV in Saliva and Characterization of Oral Symptoms in COVID-19 Patients. 2020. https:// ssrn.com/ abstract=3557140.

23. Wang C., Wu H., Ding X., Ji H., Jiao P., Song H., Li S., Du H. Does infection of 2019 novel coronavirus cause acute and/or chronic sialadenitis? Med Hypotheses. 2020. V. 140:109789. DOI: 10.1016/j.mehy.2020.109789.

24. Xu H., Zhong L., Deng J., Peng J., Dan H., Zeng X., Li T., Chen Q. High expression of ACE2 receptor of 2019-nCoV on the epithelial cells of oral mucosa. Int. J. Oral Sci. 2020. V. 12(1).

P. 8. DOI: 10.1038/s41368-020-0074-x.

25. Meng L., Hua F., Bian Z. Coronavirus disease 2019 (COVID-19): emerging and future challenges for dental and oral medicine. Journal of Dental Research. 2020. V. 99(5). Р. 481-487.

26. Yan J., Grantham M., Pantelic J., et al. EMIT Consortium Infectious virus in exhaled breath of symptomatic seasonal influenza cases from a college community. Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 2018. V. 115. Р. 1081-1086.

27. Williams E., Bond K., Zhang B., Putland M., Williamson D.A. Saliva as a Noninvasive Specimen for Detection of SARS-CoV-2. J. Clin. Microbiol. 2020. V. 58(8). Р. e00776-20. DOI: 10.1128/JCM.00776-20.

28. Wang W.-K., Chen S.-Y., Liu I.-J. Detection of SARS-associated Coronavirus in Throat Wash and Saliva in Early Diagnosis. Emerg. Infect Dis. 2004. V. 10. Р. 1213-1219.

29. Adhikari U., Chabrelie A., Weir M., Boehnke K., McKenzie E., Ikner L., Wang M., Wang

Q. , Young K., Haas C.N., et al. A case study evaluating the risk of infection from Middle Eastern respiratory syndrome coronavirus (MERS-CoV) in a hospital setting through bioaerosols. Risk Anal. 2019. V. 39(12). Р. 2608-2624.

30. To K.K., Lu L., Yip C.C., Poon R.W., Fung A.M., Cheng A., Lui D.H., Ho D.T., Hung I.F., Chan K.H., et al. Additional molecular testing of saliva specimens improves the detection of respiratory viruses. Emerg. Microbes Infect. 2017. V. 6(6). Р. e49.

31. Han P, Ivanovski S. Saliva-friend and foe in the COVID-19 outbreak. Diagnostics (Basel). 2020. V. 10(5). Р. 290.

32. Hanson K.E., Barker A.P., Hillyard D.R., Gilmore N., Barrett J.W., Orlandi R.R., Shakir S.M. Self-Collected Anterior Nasal and Saliva Specimens versus Health Care Worker-Collected Nasopharyngeal Swabs for the Molecular Detection of SARS-CoV-2. J. Clin. Microbiol. 2020. V. 58(11). Р. e01824-20. DOI: 10.1128/JCM.01824-20.

33. Byrne R.L., Kay G.A., Kontogianni K., Aljayyoussi G., Brown L., Collins A.M., Cubas- Atienzar A.I. Saliva Alternative to Upper Respiratory Swabs for SARS-CoV-2 Diagnosis. Emerging Infectious Diseases. 2020. V. 26(11). Р. 2769-2770. DOI: 10.3201/eid2611.203283.

34. Chen J.H., Yip C.C., Poon R.W., Chan K.H., Cheng V.C., Hung I.F., Chan J.F., Yuen K.Y., To K.K. Evaluating the use of posterior oropharyngeal saliva in a point-of-care assay for the detection of SARS-CoV-2. Emerg. Microbes Infect. 2020. V. 9. Р. 1356-1359. DOI: 10.1080/22221751.2020.1775133.

35. To K.K.W., Tsang O.T.Y., Leung W.S. et al. Temporal profiles of viral load in posterior oropharyngeal saliva samples and serum antibody responses during infection by SARS-CoV-2: an observational cohort study. Lancet Infect Dis. 2020. V. 20. Р. 565-574. DOI: 10.1016/S1473- 3099(20)30196-1.

36. Vaz S.N., de Santana D.S., Netto E.M., Pedroso C., Wang W.K., Santos F.D., Brites C. Saliva is a reliable, non-invasive specimen for SARS-CoV-2 detection. Braz. J. Infect Dis. 2020. DOI: 10.1016/j.bjid.2020.08.001.

37. Sueki A., Matsuda K., Yamaguchi A. Evaluation of saliva as diagnostic materials for influenza virus infection by PCR-based assays. Clin. Chim. Acta. 2016. Р. 71-74. DOI: 10.1016/j.cca.2015.12.006.

38. Ott I.M., Strine M.S., Watkins A.E., Boot M., Kalinich C.C., Harden et al. Simply saliva: stability of SARS-CoV-2 detection negates the need for expensive collection devices. medRxiv: the preprint server for health sciences. 2020. DOI: 10.1101/2020.08.03.20165233.

39. Griesemer S.B., Van Slyke G., Ehrbar D., Strle K., Yildirim T., Centurioni D. A., George, K. S. Evaluation of specimen types and saliva stabilization solutions for SARS-CoV-2 testing. 2020. DOI: 10.1101/2020.06.16.20133041.

40. To K.K.W., Tsang O.T.Y., Chik-Yan Yip C. Consistent detection of 2019 novel coronavirus in saliva. Clin. Infect Dis. 2020. Р. 4-6. DOI: 10.1093/cid/ciaa149.

41. Iwasaki S., Fujisawa S., Nakakubo S., Kamada K., Yamashita Y., Fukumoto T. Comparison of SARS-CoV-2 detection in nasopharyngeal swab and saliva. J. Infect. 2020. V. 81(2). Р. e145- e147. DOI: 10.1016/j.jinf.2020.05.071.

42. Azzi L., Maurino V., Baj A., Dani M., d'Aiuto A., Fasano M., Lualdi, M., Sessa F., Alberio T. Diagnostic Salivary Tests for SARS-CoV-2. Journal of dental research. 2020. DOI: 10.1177/0022034520969670.

43. Kojima N., Turner F., Slepnev V., Bacelar A., Deming L., Kodeboyina S., Klausner J.D. Self-Collected Oral Fluid and Nasal Swab Specimens Demonstrate Comparable Sensitivity to Clinician-Collected Nasopharyngeal Swab Specimens for the Detection of SARS-CoV-2. Clin.

Infect Dis. 2020. DOI: 10.1093/cid/ciaa1589.

44. Zheng S., Yu F., Fan J., Zou Q., Xie G., Yang, X. et al. Saliva as a Diagnostic Specimen for SARS-CoV-2 by a PCR-Based Assay: A Diagnostic Validity Study. 2020. DOI: 10.2139/ssrn.3543605.

45. Bordi L., Piralla A., Lalle E., Giardina F., Colavita F., Tallarita M., Sberna G., Novazzi F., Meschi S., Castilletti C., et al. Rapid and sensitive detection of SARS-CoV-2 RNA using the SimplexaTM COVID-19 direct assay. J. Clin. Virol. 2020. V. 128. Р. 104416.

46. Nagura-Ikeda M., Imai K., Tabata S., Miyoshi K., Murahara N., Mizuno T., Horiuchi M., Kato K., Imoto Y., Iwata M., et al. Clinical evaluation of self-collected saliva by quantitative reverse transcription-PCR (RT-qPCR), direct RT-qPCR, reverse transcription-loop-mediated isothermal amplification, and a rapid antigen test to diagnose COVID-19. J. Clin. Microbiol. 2020. V. 58(9). Р. e01438-20.

47. Nishimura N., Nakayama H., Yoshizumi S., Miyoshi M., Tonoike H., Shirasaki Y., Kojima K., Ishida S. Detection of noroviruses in fecal specimens by direct RT-PCR without RNA purification. J. Virol. Methods. 2010 V. 163. Р. 282-286.

48. Pandit P., Cooper-White J., Punyadeera C. High-yield RNA-extraction method for saliva. Clin. Chem. 2013. V. 59. Р. 1118-1122.

49. Fukumoto T., Iwasaki S., Fujisawa S., Hayasaka K., Sato K., Oguri S., et al., Efficacy of a novel SARS-CoV-2 detection kit without RNA extraction and purification. International Journal of Infectious Diseases. 2020. V. 98. Р. 16-17. DOI: 10.1016/j.ijid.2020.06.074.

50. Lalli M.A., Chen X., Langmade S.J., Fronick C.C., Sawyer C.S., Burcea L.C., Fulton R.S., Heinz M., Buchser W.J., Head R.D., et al. Rapid and extraction-free detection of SARS-CoV-2 from saliva with colorimetric LAMP. medRxiv (preprint). 2020. DOI: 10.1101/2020.05.07.20093542.

51. Lamb L., Bartolone S.N., Ward E., Chancellor M.B. Rapid detection of novel coronavirus/Severe Acute Respiratory Syndrome Coronavirus 2 (SARS-CoV-2) by reverse transcription-loop mediated isothermal amplification. PLoS One. 2020. V. 15(16):. Р. 0234682.

52. Wei S., Kohl E., Djandji A., Morgan S., Whittier S., Mansukhani M., Yeh R., Alejaldre J.C., Fleck E., D'Alton M., et al. Field-deployable, rapid diagnostic testing of saliva samples for SARS- CoV-2. medRxiv (preprint). 2020. DOI: 10.1101/2020.06.13.20129841.

53. L'Helgouach N., Champigneux P., Santos Schneider F., Molina L., Espeut J., Alali M., Baptiste J., Cardeur L., Dubuc B., Foulongne V., et al. EasyCOV: LAMP based rapid detection of SARS-CoV-2 in saliva. medRxiv (preprint). 2020. DOI: 10.1101/2020.05.30.20117291.

54. Sarode G.S., Sarode S.C., Sengupta N., Gadbail A.R., Gondivkar S., Sharma N.K., Patil S. Clinical status determines the efficacy of salivary and nasopharyngeal samples for detection of SARS-CoV-2. Clinical oral investigations. 2020. V. 24(12). Р. 4661-4662. DOI: 10.1007/s00784- 020-03630-9.

55. To K.K.W., Yip C.C.Y., Lai C.Y.W., Wong C.K.H., Ho D.T.Y., Pang P.K.P., et al. Saliva as a diagnostic specimen for testing respiratory virus by a point-of-care molecular assay: a diagnostic validity study. Clin. Microbiol. Infect. 2019. V. 25(3). Р. 372-378. DOI: 10.1016/j.cmi.2018.06.009.

56. Azzi L., Carcano G., Gianfagna F., Grossi P., Gasperina D.D., Genoni A. et al. Saliva is a reliable tool to detect SARS-CoV-2. J. Infect. 2020. V. 81(1). Р. e45-e50. DOI: 10.1016/j.jinf.2020.04.005.

57. Yokota I., Shane PY, Okada K, Unoki Y, Yang Y, Inao T, et al., Mass screening of asymptomatic persons for SARS-CoV-2 using saliva. Clin. Infect Dis. 2020. DOI: 10.1093/cid/ciaa1388.

58. Rao M., Rashid F.A., Sabri F., Jamil N.N., Zain R., Hashim R., et al. Comparing nasopharyngeal swab and early morning saliva for the identification of SARS-CoV-2. Clinical infectious diseases: an official publication of the Infectious Diseases Society of America. 2020. DOI: 10.1093/cid/ciaa1156.

59. Barat, B., Das, S., Giorgi, V., Henderson, D. K., Kopka, S., Lau, A. F., et al., (2020). Pooled Saliva Specimens for SARS-CoV-2 Testing. medRxiv: the preprint server for health sciences. 2020. DOI: 10.1101/2020.10.02.20204859.

60. Zhu J., Guo J., Xu Y., Chen X. Viral dynamics of SARS-CoV-2 in saliva from infected patients. J. Infect. 2020. V. 81(3). Р. e48-e50. DOI: 10.1016/j.jinf.2020.06.059.

61. Pan Y., Zhang D., Yang P., Poon L.L.M., Wang Q. Viral load of SARS-CoV-2 in clinical samples. Lancet Infect Dis. 2020. V. 20(4). Р. 411-412.

62. Liu Y., Yan L.M., Wan L., Xiang T.X., Le A., Liu J.M. Viral dynamics in mild and severe cases of COVID-19. Lancet Infect Dis. 2020. V. 20(6). Р. 656-657

63. Azzi L., Carcano G., Dalla Gasperina D., Sessa F., Maurino V., Baj A. Two cases of COVID-19 with positive salivary and negative pharyngeal or respiratory swabs at hospital discharge: a rising concern. Oral Dis. 2020. DOI: 10.1111/odi.13368.

64. Miller M., Jansen M., Bisignano A., Mahoney S., Wechsberg C., Albanese N. Validation of a Self-administrable, Saliva-based RT-qPCR Test Detecting SARS-CoV-2. medRxiv. 2020. DOI: 10.1101/2020.06.05.20122721.

65. Altawalah H., AlHuraish F., Alkandari W.A., Ezzikouri S. Saliva specimens for detection of severe acute respiratory syndrome coronavirus 2 in Kuwait: A cross-sectional study. J. Clin. Virol. 2020. V. 132. Р. 104652. DOI: 10.1016/j.jcv.2020.104652.

66. Pasomsub E., Watcharananan S.P., Boonyawat K., Janchompoo P., Wongtabtim G., Suksuwan W., Sungkanuparph S., Phuphuakrat A. Saliva sample as a non-invasive specimen for the diagnosis of coronavirus disease 2019: a cross-sectional study. Clin. Microbiol. Infect. 2020. S1198-743X(20)30278-0. DOI: 10.1016/j.cmi.2020.05.001.

67. Czumbel L.M., Kiss S., Farkas N., Mandel I., Hegyi A., Nagy A, Lohinai Z., Szakacs Z., Hegyi P., Steward M.C., Varga G. Saliva as a candidate for COVID-19 diagnostic testing: a metaanalysis. Front Med. 2020. V. 7. Р. 465.

68. Kim Y.G., Yun S.G., Kim M.Y., Park K., Cho C.H., Yoon S.Y., et al., Comparison between saliva and nasopharyngeal swab specimens for detection of respiratory viruses by multiplex reverse transcription-PCR. J. Clin. Microbiol. 2017. V. 55. Р. 226-233.

69. Caulley L., Corsten M., Eapen L., Whelan J., Angel J.B., Antonation K. et al. Salivary detection of COVID-19. Ann. Intern Med. 2020. DOI: 10.7326/M20-4738.

70. Chau N.V.V., Lam V.T., Dung N.T., Yen L.M., Minh N.N.Q., Hung L.M., et al. The natural history and transmission potential of asymptomatic SARS-CoV-2 infection. Clin Infect Dis. 2020. DOI:10.1093/cid/ciaa711.

71. Migueres M., Mengelle C., Dimeglio C., Didier A., Alvarez M., Delobel P., Mansuy J.M, Izopet J. Saliva sampling for diagnosing SARS-CoV-2 infections in symptomatic patients and asymptomatic carriers. J. Clin. Virol. 2020. V. 130. Р. 104580.

72. Skolimowska K., Rayment M, Jones R, Madona P, Moore LSP, Randell P. Non-invasive saliva specimens for the diagnosis of COVID-19: caution in mild outpatient cohorts with low prevalence. Clin. Microbiol. Infect. 2020. V. 26(12). Р. 1711-1713. DOI: 10.1016/j.cmi.2020.07.015.

73. Azzi L., Baj A., Alberio T., Lualdi M., Veronesi G., Carcano G., et al. Rapid salivary test suitable for a mass screening program to detect SARS-CoV-2: a diagnostic accuracy study. J. Infect. 2020. V. 81(3). Р. e75-e78.

74. Farshidfar N., Hamedani S. The potential role of smartphone-based microfluidic systems for rapid detection of COVID-19 using saliva specimen. Mol Diagn Ther. 2020. V. 24(4). Р. 371-373.

75. Angulo F.J., Finelli L., Swerdlow D.L. Reopening Society and the Need for Real-Time Assessment of COVID-19 at the Community Level. JAMA. 2020. V. 323(22). Р. 2247-2248. DOI: 10.1001/jama.2020.7872.

76. Aita A., Basso D., Cattelan A.M., Fioretto P., Navaglia F., Barbaro F., et al., 2020. SARS- CoV-2 identification and IgA antibodies in saliva: One sample two tests approach for diagnosis. Clin. Chim. Acta. 2020. V. 510. Р. 717-722.

77. Pisanic N., Ballard S.B., Colquechagua F.D., Francois R., Exum N., Yori P.P., et al. Minimally invasive saliva testing to monitor norovirus infection in community settings. J. Infect Dis. 2019. V. 219. Р. 1234-1242.

78. Tian X, Li C, Huang A, Xia S, Lu S, Shi Z, Lu L, Jiang S, Yang Z, Wu Y, Ying T. Potent binding of 2019 novel coronavirus spike protein by a SARS oronavirus-specific human monoclonal antibody. Emerg Microbes Infect. 2020. V. 9. Р. 382-385.

79. Premkumar L., Segovia-Chumbez B., Jadi R., Martinez D.R., Raut R., Markmann AJ.,et al.,

The receptor-binding domain of the viral spike protein is an immunodominant and highly specific target of antibodies in SARS-CoV-2 patients. Sci Immunol. 2020. DOI:

10.1126/sciimmunol.abc8413.

80. Park S.W., Cornforth D.M., Dushoff J., Weitz J.S.. The time scale of asymptomatic transmission affects estimates of epidemic potential in the COVID-19 outbreak. Epidemics. 2020. V. 31. Р. 100392. DOI:10.1016/j.epidem.2020.100392.

81. Sun B., Feng Y., Mo X., Zheng P., Wang Q., Li P., et al., Kinetics of SARS-CoV-2 specific IgM and IgG responses in COVID-19 patients. Emerg Microbes Infect. 2020. V. 9(1). Р. 940-948. DOI: 10.1080/22221751.2020.1762515.

82. Hou H., Wang T., Zhang B., Luo Y., Mao L., Wang F., Wu S., Sun Z. Detection of IgM and IgG antibodies in patients with coronavirus disease 2019. Clin. Transl. Immunology. 2020. V. 9(5). Р. e01136. DOI: 10.1002/cti2.1136.

83. Liu L., Wei Q., Lin Q., Fang J., Wang H., Kwok H., et al., Anti-spike IgG causes severe acute lung injury by skewing macrophage responses during acute SARS-CoV infection. JCI Insight.

2019. V. 4(4). Р. e123158. DOI: 10.1172/jci.insight.123158.

84. Shields A.M., Faustini S.E., Perez-Toledo M., Jossi S., Aldera E.L., Joel D Allen J.D., et al. SARS-CoV-2 seroconversion in health care workers. medRxiv. 2020. DOI: 10.1101/2020.05.18.20105197.

85. Faustini S.E., Jossi S.E., Perez-Toledo M., Shields A.M., Allen J.D., Watanabe Y., et al.

2020. Detection of antibodies to the SARS-CoV-2 spike glycoprotein in both serum and saliva enhances detection of infection. medRxiv (preprint). 2020. DOI: 10.1101/ 2020.06.16.20133025.

86. Randad P.R., Pisanic N., Kruczynski K., Manabe Y.C., Thomas D., Pekosz A., et al. COVID-19 serology at population scale: SARS-CoV-2-specific antibody responses in saliva. medRxiv [Preprint]. 2020. DOI: 10.1101/2020.05.24.20112300.

87. Isho B., Abe K.T., Zuo M., Jamal A.J., Rathod B., Wang J.H.,et al. Persistence of serum and saliva antibody responses to SARS-CoV-2 spike antigens in COVID-19 patients. Sci. Immunol. 2020. V. 5(52). Р. eabe5511. DOI: 10.1126/sciimmunol.abe5511.

88. Pisanic N., Randad P.R., Kruczynski K., Manabe Y.C., Thomas D.L., Pekosz A., et al. COVID-19 serology at population scale: SARS-CoV-2-specific antibody responses in saliva. J. Clin. Microbiol. 2020. DOI: 10.1128/JCM.02204-20.