Фізіологія та біохімія рослин

Таблиця 2.4

Тривалість гідролізу (хв.)	0	5	10	15	20	25	30
Забарвлення розчину

Завдання: заповнити таблицю 2.4, зробити висновок про причини зміни забарвлення розчинів і вказати час, протягом якого відбувся повний гідроліз крохмалю.

Ферментативний гідроліз крохмалю

Матеріали і обладнання: 1) солод; 2) гліцерин; 3) 1% крохмальний клейстер; 4) слабий розчин I2 в К1 (20 мл концентрованого розчину на 1 л води); 5) терези з важками; 6) мірний циліндр; 7) колби на 400--150 мл (3 шт.); 8) фільтри паперові; 9) воронка; 10) термометр; 11) електроплитка; 12) штатив з пробіркам (16 шт.); 13) піпетки на 5 мл (2 шт.); 14) піпетки градуйовані на 1--2 мл (3 шт.).

Під дією ферменту амілази крохмаль гідролізується через ті ж проміжні продукти (декстрини), які утворюються при кислотному гідролізі (див. попередню роботу), в чому легко переконатися по реакції з розчином йоду. Амілаза широко поширена в рослинах. Вельми активна амілаза міститься в солоді -- подрібнених пророслих зернах злаків.

Якщо налити в пробірки однакову кількість розчину амілази і крохмального клейстеру, витримати їх при різних температурах і періодично робити проби з йодом, то за швидкістю появи проміжних продуктів можна судити про активність ферменту.

Хід роботи

Приготувати солодову витяжку, для чого помістити в колбу 10 г солоду, залити його 50 мл теплої води (35--40° С), додати трохи гліцерину для прискорення вивільнення ферменту, перемішати, настояти не менше за півгодини і профільтрувати; фільтрат містить активну амілазу.

Налити в 14 пробірок, розставлених в 2 ряди, по 5 мл слабого розчину йоду.

Нагрівати водяну лазню до температури 45°С (можна використовувати колбу з водою потрібної температури) і приступити до досліду. Налити в 2 чисті пробірки по 5 мл крохмального клейстеру і по 1 мл солодової витяжки і збовтати. Негайно узяти піпетками з цих пробірок по 0,5 мл рідини і внести в першу пару пробірок з розчином йоду, після чого одну пробірку з крохмалем і солодовою витяжкою (разом з піпеткою) помістити у водяну лазню (в колбу з водою 45° С), а іншу поставити в штатив. Через 3 хв. влити по 0,5 мл рідини в другу пару пробірок з розчинами йоду, ще через 2 хв. -- в третю пару і т.д. Залежно від активності ферменту інтервал між узяттям проб може бути змінений; важливо тільки, щоб проби з обох пробірок бралися одночасно.

Завдання: заповнити табл.2.5 і зробити висновок про вплив температури на активність амілази.

Таблиця 2.5

Забарвлення розчину за температури, 0С	Тривалість гідролізу, хв.
	0	3	6	9	12	15	18	21
20
45

2.7 Жири

Головні властивості жирів рослин

Жири і жироподібні речовини рослинного і тваринного походження належать до групи ліпідів. Їх загальні властивості - гідрофобність і нерозчинність у воді. Ліпіди розчиняються в органічних розчинниках: бензолі, ефірі, хлороформі.

Ліпіди розділяються на дві групи - жири і жироподібні сполуки або ліпоїди. До ліпоїдів належать фосфатиди, віск, розчинні в жирах пігменти (хлорофіл, каротиноїди), стероїди, жиророзчинні вітаміни (А, Д, Е, К) і деякі інші речовини.

Жири в рослинах входять до складу цитоплазми і різних органоїдів і відкладаються в запас. Ліпіди беруть участь в обміні речовин. Вони необхідні при утворенні мембран клітини. Запасні ліпіди є високоякісним енергетичним матеріалом: при окисленні жиру енергії виділяється приблизно в 2 рази більш ніж при окисленні вуглеводів або білків.

Рослинні жири часто називають оліями. Вони є запасними речовинами і накопичуються у великій кількості в насінні і в плодах багатьох рослин. За хімічним складом та будовою жири є сумішшю складних ефірів трьохатомного спирту гліцерину і високомолекулярних жирних кислот. Рослинні жири мають рідку консистенцію, бо вони містять багато ненасичених жирних кислот. Лінолева і ліноленова кислоти синтезуються лише рослинами. Для тварин вони незамінні.

Властивості жиру характеризуються кислотним числом, йодним числом і числом омилення. Кислотне число показує кількість в жирі вільних жирних кислот. Чим вище йодне число, тим більше рідкий жир, тим він більш пристосований для використання в лакофарбній промисловості. З просуванням рослин на північ йодне число їх жирів зростає.

Під впливом світла, повітря, води при інтенсифікації активності деяких ферментів жири прогоркають. Частіше всього прогоркання жирів відбувається завдяки окисленню ненасичених жирних кислот киснем повітря. При цьому утворюються перекисі, а потім альдегіди, завдяки яким жир має неприємний запах і смак. Процес прискорюється при підвищеній температурі, дії світла, вологи.

Матеріали і обладнання: 1) соняшникова або касторова олія; 2) 10% розчин NaОН або КОН; 3) 20% спиртний розчин КОН; 4) фарфорова чашка; 5) пробірки; 6) штатив для пробірок.

Хід роботи

1. Для отримання емульсії взяти 5-10 мл води і 0,5-1 мл олії, закрити пробірку великим пальцем і струшувати протягом 3 хв. Олія розбивається на дрібні краплі, дає емульсію. При відстоюванні цієї суміші дуже скоро всі крапельки масла зберуться в один шар на поверхні води.

2. Щоб показати омилення жиру, потрібно до краплі олії додати 2 мл 20% спиртового розчину КОН і обережно нагрівати до кипіння. Жир розпадається на гліцерин і жирні кислоти. Останні вступають в реакцію з КОН. Утворюються солі жирних кислот, які називають милами. При надлишку води розчин стає прозорим.

3. При дії повітря і світла жир починає прогоркати завдяки постійному розпаду його на гліцерин і жирні кислоти. Вільні жирні кислоти окислюються в летючі речовини, які мають неприємний запах. Для того, щоб продемонструвати це явище, необхідно налити 2-3 мл олії у фарфорову чашу, і виставити її на світло на декілька днів.

Завдання: описати властивості рослинних жирів.

Визначення ліполітичної активності насіння

Матеріали і обладнання: 1) центрифуга на 15 тис. обертів; 2) пластмасові центрифужні пробірки з кришками на 10 мл: 3) термостат: 4) аналітичні терези; 5) бюретка для титрування на 10 мл: 6) колби на 50 мл; 7) пробірки: 8) ступки або випарювальні чашки; 9) цитрат-фосфатний буфер з рН 4,6 (51,8 мл 2,87% розчини Nа2НР04 і 48,2 мл 2,1% розчини лимонної кислоти (для льону олійного); 10) цитрат-фосфатний буфер з рН 4,8 (50,7 мл 2,87% розчини Nа2НР04 і 49,3 мл 2,1% розчини лимонної кислоти (для рицини); 11) 0.5 % розчин фенолфталеїну на 60% С2Н50Н; 12) 0,2% розчин NаОН для титрування; 13) насичений розчин NaCl, який містить 0,05% тритон Х-100.

Для культур, які накопичують жири як запасний матеріал (льон, соняшник, рицина) дуже важливим показником є ліполітична активність насіння. Від цього показника залежить життя цих рослин на початкових етапах розвитку, коли рослина ще живиться гетеротрофно, за рахунок поживних речовин насіння.

Важливим моментом у визначенні ліполітичної активності є виділення ліпази у відносно чистому вигляді. Для цього її активують, створивши середовище з відповідною кислотністю. Для різних видів і навіть сортів вона різна, але знаходиться в діапазоні 4,2 - 5,2 рН. Активна ліпаза переходить безпосередньо в шар жиру, де починає розщеплювати його. Методом центрифугування відділяють шар жиру від водного. З шару жиру осаджують активну ліпазу насиченим розчином NаС1. Активність ліпази визначають титруванням 0,2% розчином NаОН.

Хід аналізу

1. Екстракція кислої ліпази насіння

Наважку (5 г) подрібненого насіння розтирають з невеликою кількістю цитрат-фосфатного буферу до гомогенного кашоподібного стану. Потім цю суміш поміщають в центрифужні пробірки і центрифугуют при 15 тис. об/хв. 15 хвилин.

Після центрифугування суміш розділяється на три шари: верхній - жировий, який містить слиз, жир та ліпазу; середній - водний, який містить водорозчинні речовини; нижній - осад.

Для виділення кислої ліпази беруть верхній жировий шар, додають до нього насичений розчин NaCl, який містить 0,05% тритон Х-100, щоб розділити слиз, жир та ліпазу (1:1 за об'ємом), збовтують суміш і центрифугують 15 хв. при 13 тис. об/хв. Утворюються 4 шари: верхній, який містить слиз; жировий шар, який містить олію; водний і осад (ліпаза). Для аналізу потрібен тільки жировий шар і осад ліпази, який розчиняють в 0,5мл буферу.

2. Визначення ліполітичної активності

В дві пробірки поміщають по 0,5 мл цитрат-фосфатного буфера, по 0,5 мл розчину ліпази і по 3 краплі олії, яка була взята з жирового шару. Одну з цих пробірок поміщають на інкубацію в заздалегідь нагрітий до 37°С термостат на 1 годину (дослід). До іншої пробірки (контроль) додають 2 краплі 0,5% розчину фенолфталеїну (розчин при цьому каламутніє) і титрують 0,2% розчином NаОН до появи стійкого блідо-рожевого забарвлення.

Після інкубації титрується і дослідна проба. За різницею між витраченим на титрування досліду і контролю NаОН розраховується ліполітична активність (мл\год).

Завдання: визначити ліполітичну активність даного насіння.

Контрольні питання

I. Виконати тестові завдання:

1) Білки - це структуроутворюючий та функціонально активний матеріал протопласта. На якому рівні структури проявляються функціональна специфічність і біологічна активність білкових молекул?

a) на рівні первинного поліпептидного ланцюга;

b) на рівні вторинної структури;

c) на рівні третинної і четвертинної структур.

2) Яка фракція білків розчинна у розчинах солей?

a) альбуміни;

b) глобуліни;

c) проламіни;

d) глютеліни.

3) Гідроліз крохмалю при проростанні насіння злаків здійснюється ферментом:

a) пепсином;

b) амілазою;

c) пероксидазою;

d) карбоксилазою

4) Які органели беруть участь у процесі використання жирів як енергетичного субстрату?

a) мітохондрії;

b) гліоксісоми;

c) пероксісоми;

d) хлоропласти.

5) Рослинні жири на відміну від тваринних обов`язково містять:

a) насичені жирні кислоти;

b) ненасичені жирні кислоти;

c) входять до складу мембран.

II. Відповісти на питання:

1. Як провести визначення ізоелектричної точки рослинних тканин?

2. Як провести визначення кислотного гідролізу крохмалю?

3. Як провести виділення запасних білків рослин та виявити їх основні властивості?

4. Як провести визначення ферментативного гідролізу крохмалю?



3. Водний обмін рослин

Мета заняття.

Дослідити основні етапи водного обміну рослин на клітинному та організмовому рівнях, зокрема властивості рослинної клітини як осмотичної системи та процесів поглинання, пересування та випаровування води в залежності від фізіологічного стану рослини, оволодіти основними засобами визначення сисної сили клітини та транспіраційної активності тканин

Питання до обговорення.

1. Рослинна клітина як осмотична система. Водний потенціал, тургорний тиск, сисна сила.

2. Надходження води у рослину, радіальний та висхідний транспорт.

3. Транспірація, види, інтенсивність, значення.

3.1 Рослинна клітина як осмотична система

Вода рослинними клітинами поглинається за законами осмосу. Переміщення молекул води із зовнішнього середовища в клітину, а також від клітини до клітини відбувається за градієнтом рівня вільної енергії молекул води, який визначається їх хімічним потенціалом (мw). Точкою відліку рівня вільної енергії молекул води береться її рівень у молекул чистої води в стандартних умовах (м0w).

Хімічний потенціал води у водних розчинах і клітинах менше ніж у чистої води. Ця різниця, звана водним потенціалом (ш), відображає здатність води в даній системі здійснювати роботу порівняно з роботою, яку за тих же умов здійснювала б чиста вода. Водний потенціал розраховується за рівнянням

(3.1)

де -- парціальний мольний об'єм води.

Водний потенціал визначає здатність молекул води дифундувати, випаровуватися або поглинатися. Він має розмірність енергії, поділеної на об'єм, що співпадає з розмірністю тиску (атмосфери, бари, паскалі).

Молекули розчинених у воді речовин знижують рівень вільної енергії молекул води. Це зниження вимірюється осмотичним потенціалом (шосм).

Осмотичний потенціал -- компонент водного потенціалу розчину, який визначається присутністю розчинених речовин, що знижують хімічний потенціал води. Тому (шосм) завжди величина негативна. Якщо два розчини з різними концентраціями розділити напівпроникною мембраною, проникною тільки для молекул води, то молекули води переміщатимуться за градієнтом ш -- з розчину з меншою концентрацією, в якому (шосм) вище (тобто менш негативна величина), в розчин з більшою концентрацією, в якому (шосм) нижче (тобто більш негативна величина).

У молекул води, що знаходяться під тиском, рівень вільної енергії підвищується. Тому величина водного потенціалу розчину або клітини збільшується при підвищенні в них гідростатичного (тургорного) тиску. Водний потенціал, залежний від гідростатичного тиску (величина завжди позитивна), називається потенціалом тиску (штиску) Загальний водний потенціал клітини залежить від осмотичного потенціалу (шосм) і потенціалу тиску (штиску).

(3.2)

При переміщенні клітини в чисту воду остання входитиме в клітку до тих пір, поки шосм в клітці не буде урівноважений. Збільшення штиску відбувається через опір клітинної стінки збільшенню об'єму протопласта під час надходження до нього води.

Якщо клітину помістити у водний розчин, шосм якого буде більш негативним, ніж, шкл, то вода виходитиме з клітини в цей зовнішній розчин. При цьому шкл зменшуватиметься через зменшення в клітині як шосм, так і штиску. Вихід води з клітини відбуватиметься до тих пір, поки ш у клітині і у зовнішнього розчину не зрівняються.

Явище осмосу. Переміщення води за градієнтом водного потенціалу в штучній "клітинці" Траубе

"Клітинка" Траубе -- модель клітини, запропонована дослідником Траубе. Її одержують, поміщаючи кристал гексоцианоферату (II) калію K4[Fe (CN)6] або гексоцианоферату (III) калію K4[Fe (CN)6] у водний розчин СuSO4.

Навкруги кристала в результаті взаємодії солей утворюється осадкова мембрана гексоцианоферату (II) або (III) міді:

K4[Fe (CN)6]+ 2СuSO4 = Cu2[Fe (CN)6]+ 2K2SO4.

Ця мембрана проникна тільки для молекул води, але не для розчинених в ній речовин, тобто має властивість напівпроникності.

Матеріали і обладнання: 1) 0,5 % водний розчин СuSO4; 2) кристали гексоцианоферату (II) калію; 3) пробірки або циліндри на 10 мл.

Хід роботи

В невеликий циліндр або пробірку наливають на 3/4 об'єму 0,5 % розчину мідного купоросу і потім на дно цієї судини опускають кристал K4[Fe (CN)6].

Мембрана утворює замкнутий мішечок, який автор досліду Траубе назвав штучною клітинкою. Напівпроникна плівка K4[Fe(CN)6] розподіляє два розчини різної концентрації: усередині мішечка знаходиться концентрований розчин фероцианіду калію (що утворюється при розчиненні кристала солі), а зовні -- розчин сульфату міді. Виникає струм води всередину мішечка, об'єм розчину фероцианіду калію збільшується, внаслідок чого мембрана розтягується. Будучи дуже тонкою, мембрана в окремих місцях розривається під дією гідростатичного тиску. В цих місцях солі знову взаємодіють, виникають нові ділянки мембрани, що призводить до нерівномірного збільшення розміру мішечка. Мішечок ростиме, поки увесь кристал не розчиниться. Подальше надходження води в мішечок призведе до розриву плівки, і вона осяде у вигляді пластівців на дно стаканчика.

Завдання: описати дослід, зробити малюнок, сформулювати висновок про механізм переміщення води через напівпроникну мембрану.

Визначення осмотичного тиску клітинного соку плазмолітичним методом (за де-Фрізом)

Концентрацію клітинного соку, що є розчином великої кількості різноманітних органічних і мінеральних речовин, частіше за все визначають за його потенційним осмотичним тиском. Плазмолітичний метод визначення осмотичного тиску клітинного соку полягає в тому, що зрізи досліджуваної тканини занурюють в ряд розчинів відомої концентрації, а потім розглядають в мікроскоп. Виходячи з того, що плазмоліз здатні викликати тільки гіпертонічні розчини, знаходять такий розчин, в якому спостерігається початковий (кутковий) плазмоліз не менше ніж у 50% клітин досліджуваної тканини. Ізотонічний розчин знаходитиметься між цим розчином і наступним (більш слабим), який не викликає плазмолізу. Звідси витікає, що концентрація ізотонічного розчину дорівнює (з відомою часткою погрішності) середньому арифметичному між концентраціями вказаних сусідніх розчинів.

Матеріали і обладнання: 1) цибулина синьої цибулі або листя традесканції та елодеї; 2) 1 М розчин NаС1 або сахарози; 3) дистильована вода; 4) бюретки з воронками (2 шт.); 5) годинникове скло; 6) банки або бюкси для розчинів (7 шт.); 7) кришки або шматочки скла для закриття банок (7 шт.); 8) мікроскоп; 9) предметні і покривні скельця; 10) скальпель; 11) лезо бритви; 12) препаровальна голка; 13) пензлик; 14) скляна паличка; 15) стакан з кип'яченою водою; 16) шматочки фільтрувального паперу; 17) олівець по склу; 18) термометр кімнатний.

Хід роботи

Приготувати по 5 мл розчинів NаС1 або сахарози концентрацією від 0,1 до 0,7 моль/л, наливаючи з бюреток в банки, забезпечені відповідними написами, 1 М розчин NаС1 і дистильовану воду. Заздалегідь скласти таблицю розведення:

Ретельно перемішавши розчини, закрити банки кришками або шматочками скла для захисту від випаровування.

Приготувати за допомогою бритви 14 зрізів досліджуваної тканини, наприклад шкірки синього лука, і помістити їх у воду на годинникове скло (вода повинна бути кип'яченою, щоб не було пухирців повітря). При зануренні у воду віддаляється сік, що витікає з пошкоджених клітин, і досягається однаковий стан всіх зрізів. Через декілька хвилин витягнути зрізи пензликом з води, обсушити фільтрувальним папером і занурити по 2 зрізи в кожний розчин, починаючи з самого концентрованого. При цьому необхідно стежити за тим, щоб зрізи не плавали на поверхні, а були занурені в розчини (якщо зріз спливає, його слід "втопити" препаровальною голкою).

Таблиця 3.1

Концентрація дослідного розчину, моль/л	На 5 мл розчину
	1М розчину NаС1, мл	Води, мл
0,1	0,5	4,5
0,2	1,0	4,0
0,3	1,5	3,5
0,4	2,0	3,0
0,5	2,5	2,5
0,6	3,0	2,0
0,7	3,5	1,5

Через 20-30 хв. розглянути зрізи в мікроскоп в краплі відповідного розчину в тій же послідовності. Скляну паличку, якій наносилася крапля розчину, пензлик, скельця після кожного розчину необхідно ополоснути водою і витерти серветкою або фільтрувальним папером.

Результати досліду записати формою:

Таблиця 3.2

Концентрація розчину, моль/л	0,7	0,6	0,5	0,4	0,3	0,2	0,1
Ступінь плазмолізу
Малюнок клітини

В другому рядку вказати, в якому стані знаходиться більшість клітин зрізу (сильний плазмоліз, коли протопласт скорочується більш ніж на 1/3, слабкий плазмоліз -- цитоплазма трохи відстає від клітинної стінки, кутковий плазмоліз або відсутність плазмолізу). В третьому рядку схематично замалювати одну клітину, характерну для даного зрізу.

Знайти ізотонічну концентрацію і обчислити осмотичний тиск клітинного соку за рівнянням Вант-Гоффа:

(3.3)

де Росм -- осмотичний тиск, МПа;

R -- універсальна газова постійна (0,00831 кДж/град-моль);

Т -- абсолютна температура (273,4° С);

С -- концентрація розчину, моль/л;

i -- ізотонічний коефіцієнт, що показує відношення числа частинок (молекул і іонів) в розчині до початкової кількості молекул розчиненої речовини.

Для неелектролітів, наприклад для сахарози, i == 1. Для розчинів електролітів i залежить від числа іонів, на які розпадається молекула, і ступені дисоціації. Значення i для розчинів NаС1 дані в таблиці 3.3:



Таблиця 3.3.

Концентрація NаС1, моль/л	1,0	0,8	0,7	0,6	0,5	0,4	0,3	0,2	0,1	0,01
Ізотонічний коефіцієнт	1,62	1,64	1,66	1,68	1,70	1,73	1,75	1,78	1,83	1,93

Завдання: зробити висновок про залежність ступеню плазмолізу клітин від концентрації зовнішнього розчину (з відповідним поясненням).

Визначення сисної сили клітин за зміною

концентрації розчинів

Силу, з якою клітина здатна поглинати воду, називають сисною силою клітини (S). На відміну від будь-якого розчину, всисна сила якого чисельно дорівнює його потенційному осмотичному тиску, всисна сила рослинної клітини, пружна стінка якої перешкоджає надходженню води, дорівнює різниці між осмотичним тиском клітинного соку (P) і тургорним противотиском клітинної стінки (T):

S = P-T (3.4).

На сьогодні для характеристики енергетичного рівня молекул води (їх здібності дифундувати або випаровуватися) використовується термодинамічний показник -- водний потенціал, який для чистої води прийнятий за нуль (), а для будь-якого розчину -- менше нуля. При заміні осмотичних показників рослинної клітини термодинамічними вищенаведене рівняння прийме наступний вигляд:

- (3.5)

де шкл - водний потенціал клітини; шр - осмотичний потенціал клітинного соку; шт - потенціал тургорного тиску.

З рівняння (3.5) видно, що осмотичний потенціал знижує водний потенціал клітини, а потенціал тиску підвищує його. Як правило шкл, негативний, і лише при повному насиченні клітини водою, коли

шр = шт,

цей показник дорівнює нулю.

При зануренні рослинної клітини в який-небудь розчин водообмін між ними визначається співвідношенням їх всисних сил: вода переміщується у бік більшої всисної сили (більш негативного водного потенціалу).

Для визначення всисної сили клітин шматки досліджуваної тканини занурюють в ряд розчинів відомої концентрації і підбирають такий розчин, всисна сила якого дорівнює всисній силі клітин. На відміну від плазмолітичного методу визначення осмотичного тиску клітинного соку, де критерієм служить початок плазмолізу, при визначенні всисної сили клітин критерієм є незмінність вмісту води в клітинах. Найточніші методи визначення всисної сили клітин засновані на вимірюванні концентрації оточуючих клітини розчинів.

Якщо занурити рослинну тканину в розчин, всисна сила якого більше всисної сили клітин, то розчин буде відсмоктувати воду з клітин, внаслідок чого його концентрація зменшиться. Навпаки, якщо всисна сила клітин більше всисної сили розчину, то клітини всмоктують воду з розчину, який стає при цьому більш концентрованим. При рівності всисних сил клітин і розчину не відбувається ні всмоктування, ні відняття води, внаслідок чого концентрація розчину залишається без змін.

Зміну концентрації можна встановити шляхом визначення показника заломлення (рефрактометричний метод) або густини розчинів (метод цівок). В даній роботі рекомендується використовувати обидва методи (з одним і тим же матеріалом).

Матеріали і обладнання: 1) свіже листя рослин; 2) 1М розчин сахарози; 3) дистильована вода; 4) метиленова синь кристалічна; 5) рефрактометр; 6) пробкове свердло діаметром 7--8 мм; 7) препаровальна голка; 8) термометр; 9) бюретки з воронками (2 шт.); 10) дворядний штатив з пробірками: в нижньому ряді -- звичайні пробірки з пробками (7 шт.), у верхньому -- маленькі пробірки об'ємом 3--4 мл з пробками (7 шт.); 11) велика кіркова пробка; 12) скляна паличка; 13) піпетки з відтягнутим в капіляр кінцем, з вихідним отвором не більше 1 мм (7 шт.); 14) олівець по склу; 15) шматочки фільтрувального паперу.

Хід роботи

Ретельно вимити пробірки (7 звичайних і 7 маленьких), сполоснути їх дистильованою водою, висушити в сушильній шафі і забезпечити написами олівцем по склу. Змішуючи відповідні кількості 1М розчину сахарози і дистильованої води, приготувати по 10 мл розчинів наступних концентрацій (моль/л): 0,7; 0,6; 0,5; 0,4; 0,3; 0,2; 0,1. Для приготування розчинів використовувати великі пробірки. Після ретельного перемішування відлити в маленькі пробірки по 0,5 - 1 мл приготованих розчинів і закрити пробірки пробками.

Вирізати гострим пробковим свердлом диски з листя недалеко від середньої жилки, не захоплюючи по можливості крупних жилок (для цього повернути листя нижньою стороною вгору і підкласти під листя пробку). Розкласти по 5 дисків в маленькі пробірки, закрити їх пробками. Витримати диски в розчинах 30 - 40 хв, час від часу струшуючи пробірки і стежачи за тим, щоб диски були весь час занурені в розчини.

Після закінчення вказаного часу вийняти проби з розчинів препаровальною голкою і закрити пробірки пробками. Визначити зміну концентрації розчинів після перебування в них дисків з листя.

Завдання: визначити сисну силу клітин.

Рефрактометричний метод (за Н. А. Максимовим і Н. З. Петіновим)

Рефрактометр -- оптичний прилад, за допомогою якого визначають показник заломлення променя при проходженні його через призму з нанесеним на неї досліджуваним розчином. Показник заломлення залежить від концентрації розчину і температури.

Існує декілька типів рефрактометрів, пристрій яких і правила роботи з ними описані в інструкціях до кожного приладу. Основна частина рефрактометра -- дві скляні призми, причому нижня призма закріплена нерухомо, а верхня може підійматися і опускатися. Між цими призмами потрібно помістити досліджуваний розчин: підняти верхню призму, нанести паличкою з оплавленим кінцем на нижню призму 2--3 краплі досліджуваного розчину сахарози і негайно опустити верхню призму повністю. Сполоснути паличку у воді і витерти фільтрувальним папером. Дивлячись в окуляр, направити за допомогою дзеркала світло в отвір призми, сумістити межу світлої і темної частин поля зору з перетином ліній хреста (в рефрактометрах іншого типу -- з пунктирною лінією) і зробити відлік по шкалі коефіцієнтів заломлення. Визначити концентрації розчинів в обох рядах пробірок (початкових розчинів і після перебування в них дисків). Знайти такий розчин, концентрація якого не змінилася. Після кожного визначення видалити з поверхні призм краплі розчину сухим фільтрувальним папером, потім двічі протерти папером, змоченим дистильованою водою, і знову витерти сухим фільтрувальним папером.

Завдання: визначити ізотонічну концентрацію розчину, тобто всисну силу клітин.

Метод цівок (за В. С. Шардаковим)

Даний метод заснований на зміні густини розчинів після перебування в них вивчаємих об'єктів.

Розчин, в якому знаходилися шматочки досліджуваного листя, вносять піпеткою в пробірку з розчином початкової концентрації. Якщо цівка піде вниз, це свідчитиме про збільшення концентрації розчину. Рух цівки вгору вказує, що концентрація розчину зменшилася. Якщо цівка залишиться на місці, то густина розчину не змінилася і, отже, всисна сила клітин дорівнює всисній силі цього розчину.

Роботу проводять з тими ж розчинами, які використовувалися для рефрактометричного методу. Перед визначенням підфарбувати розчини, для чого внести в маленькі пробірки по кристалу метиленової сині на кінчику препарувальної голки. Багато барвника додавати не можна, оскільки це може викликати збільшення концентрації розчину. Струсивши вміст пробірки, набрати забарвлену рідину в піпетку з відтягнутим в капіляр кінцем і опустити у відповідну пробірку з початковим розчином так, щоб нижній кінець піпетки був занурений в розчин на 2--3 см. Поволі випускаючи розчин, прослідити за напрямом руху цівки забарвленої рідини. Кожний розчин слід брати чистою сухою піпеткою. Отримані результати записати у формі таблиці:

Таблиця 3.4.

Концентрація розчину сахарози, моль/л	Осмотичний тиск при 200С, МПа	Коефіцієнт заломлення розчинів	Напрям руху цівок	Співвідно-шення між S розчину і S клітин
		Початковий	Після перебування дисків
0,1	0,263
0,2	0,537
0,3	0,821
0,4	1,125
0,5	1,449
0,6	1,803
0,7	2,178

Завдання: зробити висновки про причини зміни концентрації розчинів і записати значення всисної сили клітин, перед їх зануренням в розчини.

Визначення водного потенціалу рослинних тканин методом Уршпрунга (за зміною довжини брусків тканини)

Цей метод заснований на підборі зовнішнього розчину відомої концентрації, водний потенціал якого виявиться рівним величині водного потенціалу кліток тканин (). Водний потенціал зовнішнього розчину визначається його осмотичним потенціалом (шосм). При зануренні смужок досліджуваної тканини в розчин, шосм якого менше, довжина смужок тканини зменшується. Якщо менше шосм розчину, то клітини поглинають воду з розчину, об'єм їх збільшується і довжина смужок тканини теж збільшується. Довжина смужок тканини залишається без зміни в тому розчині, у якого шосм дорівнює шосм тканини.

Матеріали і обладнання: 1) 1М розчин хлориду натрію; 2) дистильована вода; 3) пробірки; 6) ніж для вирізування смужок тканини; 7) лінійки або міліметрівка; 8) бульби та коренеплоди овочів, плоди фруктів.

Хід роботи

У пробірках готують по 20 мл розчинів хлориду натрію з концентрацією: 1,0; 0,8; 0,6; 0,5; 0,4; 0,3; 0,2 М, у восьму наливають дистильовану воду. Для приготування розчинів користуються бюретками. Початковий 1 М розчин NаС1 розбавляють дистильованою водою.

З органу рослини вирізають пластини завтовшки 5--10 мм і ділять на однакові бруски завширшки близько 5 мм і завдовжки 40--70 мм. Довжину кожного бруска точно виміряють за допомогою лінійки перед його зануренням в розчин і після витримки в розчині протягом 40--50 хв. Результати вимірювань записують в таблицю 3.5.

Таблиця 3.5.

1	Концентрація NaCl, моль/л	1,0	0,8	0,6	0,4	0,2	0,1	0
2	Всисна сила розчину, МПа
3	Початкова довжина бруска коренеплоду, мм
4	Довжина після перебування в розчині, мм
5	Різниця, мм
6	Тургор

Примітка: в другому рядку таблиці записати всисну силу розчинів, яка чисельно дорівнює їх осмотичному тиску (розрахувати за формулою 3.3. і таблицею 3.3.). Дані для п'ятого рядка отримати, віднявши з більшої величини меншу, причому збільшення довжини позначити знаком "+", а зменшення - знаком "-". В останньому рядку відзначити ступінь тургору тканини (сильний, середній, слабкий) або його відсутність; для визначення цього показника розкласти бруски на тарілці так, щоб вони наполовину звисали з її краю.

Завдання: визначити величину водного потенціалу тканин бульб методом Уршпрунга, пояснивши причини зміни розмірів брусків в розчинах різної концентрації, і визначити всисну силу клітин.

3.2 Водообмін рослин

Визначення різних форм води в рослині

Нормальний хід процесів життєдіяльності клітин обумовлений не тільки їх загальним обводненням, але і відношенням вільної і зв'язаної води.

Вода в рослині знаходиться як у вільному, так і в зв'язаному стані. Вільною називають воду, що зберегла всі або майже всі властивості чистої води. Вільна вода легко пересувається, вступає в різні біохімічні реакції, випаровується в процесі транспірації і замерзає при низьких температурах. Зв'язана вода має змінені фізичні властивості.

Молекули води завдяки їх діпольності можуть взаємодіяти як друг з другом, так і з молекулами інших хімічних сполук. Завдяки водневим зв'язкам, молекули води утворюють ажурну квазікристалічну структуру з тетраедричною координацією сусідніх молекул. Така решітка може відносно міцно зберігатися в гелеподібних структурах і біологічних мембранах. В рідкому стані тепловий рух молекул не дає можливості формуватися постійній жорсткій решітці. В цьому випадку час існування окремих структур не перевищує 10-9 - 10-10 сек.

Іншим способом взаємодії води з речовинами клітини є хемогідратація низькополімерних (осмотично зв'язана) і високополімерних (колоїдно-зв'язана вода) сполук. Біля кожної полярної або іонізованої групи розташовується декілька шарів орієнтованих молекул води, складаючи гідратну оболонку.

Крім кристалічно і гідратаційно зв'язаної води у фізіології розглядають поняття структурно зв'язаної води. Це вода, яка вступає у взаємодію з молекулами органічних сполук завдяки водневим зв'язкам. Вона грає велику роль при формуванні структури цитоплазми. В певних умовах в молекулах білка відбуваються конформаційні перетворення, перехід фібрил у глобули, золя у гель і т.д. При цьому молекули води можуть утворювати тривимірну сітку або вузькі порожнисті простори, заповнені водою. Ця вода виявляється зв'язаною через свою просторову ізольованість. Даний тип структурно зв'язаної води отримав назву імобілізованої.

Провести чітку грань між вільною і зв'язаною формами води дуже важко. До міцно зв'язаної води слід віднести велику частину води, що утримується при хемогідратації іонів і молекул низько- і високополімерними сполуками, до слабкозв`язаної - воду дифузних шарів гідратаційних сфер, молекули яких зберегли рухливість, структурно зв'язану воду та осмотично поглинену воду клітинного соку.

Суть методу полягає в тому, що наважка досліджуваного рослинного матеріалу поміщається в розчин сахарози певної концентрації (наприклад, 30%). За зниженням концентрації цього розчину, визначеної за допомогою рефрактометра, можна визначити, скільки води відняв розчин з висічок. Розчин віднімає з висічок вільну, вірніше, слабко зв'язану, легко рухому воду. В іншій паралельній наважці визначається загальна кількість води в рослинному матеріалі. По різниці між кількістю загальної і вільної води знаходять зв'язану воду.

Матеріали і обладнання: 1) рефрактометр; 2) бюкси; 3) піпетки на 5 мл; 4) сушильна шафа; 5) терези з важками.

Хід роботи

Зміст води визначається в листях різних рослин. В заздалегідь зважені скляні бюкси з притертими кришками наливають по 2 мл 30% розчину сахарози. Бюкси зважують і по різниці між першим і другим зважуванням визначають вагу розчину сахарози в бюксі. Потім дуже швидко береться наважка висічок листа (0,5 г) і поміщається в бюкси з сахарозою, після чого бюкси знову зважуються і залишаються при кімнатній температурі на 2 години. Вільна вода витягується сахарозою з досліджуваного об'єкту і внаслідок цього концентрація початкового розчину сахарози, змінюється. Визначають концентрацію початкового і дослідного розчинів сахарози. Зміна концентрації розчину сахарози вказує на кількість води, витягнутої з об'єкту.

Розрахунок вільної води проводиться за формулою:

(3.6), де

Х - кількість вільної води в % від сухої ваги;

А - відсоток сахару в початковому розчині;

В - відсоток сахару в дослідному розчині;

С - вага розчину сахарози;

D - вага наважки рослинного матеріалу, в г .

Загальний зміст води визначається шляхом висушування приблизно1 г наважки рослинного матеріалу в сушильній шафі при температурі 1050С протягом 2-3 годин до постійної ваги.

Кількість зв'язаної води розраховується за різницею між загальною кількістю води і кількістю зв'язаної води.



Таблиця 3.6.

Об`єкт	Вага порожнього бюкса	Вага бюкса з розчином сахарози	Вага бюкса з сахарозою і наважкою	% початкового розчину сахарози	% дослідного розчину сахарози	Кількість вільної води	Кількість загальної води	Кількість зв'язаної води

Завдання: заповнити таблицю 3.6., зробити висновок про співвідношення форм води в листі різних рослин.

3.3 Вплив зовнішніх умов на процес гутації

Матеріали і обладнання: 1) 5 - 8-денні проростки кукурудзи, вівса або пшениці, вирощені в темряві в глиняних горщиках або в металевих стаканчиках з ґрунтом (для досліду потрібно 4 таких судини); 2) кристалізатори (3 шт.); 3) великі скляні хімічні стакани з отвором в дні (3 шт.); 4) сніг або битий льод; 5) колба; 6) електроплитка; 7) термометр; 80 шматочки фільтрувального паперу; 9) шматок дроту.

Коренева система не тільки всмоктує воду з ґрунту, але і активно нагнітає її в стебло з певною силою, званою кореневим тиском. Якщо кількість води, що нагнітається кореневим тиском, більше кількості води, яка випаровується надземними органами, то спостерігається гутація - виділення крапель рідини на кінчиках листя.

Хід роботи

Узяти 4 судини з однаковими проростками, политими за годину до початку роботи. Поставити 3 судини в кристалізатори: один заповнити снігом або битим льодом, в другій налити воду кімнатної температури (рівень води повинен бути нижчим за край судини з проростками), в третій - воду, нагріту до 300С. Четверту судину залишити на столі. Видалити шматочками фільтрувального паперу ті краплі, що є на проростках, після чого закрити три перші судини скляними ковпаками (рис.3.1.).

Рисунок. 3.1. Установка для вивчення гутації:

а -- стакан з отвором в дні; б -- загальний вид установки

Спостерігати за швидкістю виділення крапель на кінцях проростків. Для більшої точності після появи крапель рекомендується зняти їх через отвір в дні ковпака шматочком фільтрувального паперу, прикріпленого до кінця дроту, і відзначити, через який проміжок часу з'являться нові краплі.

Результати записати в таблицю 3.7., оцінюючи інтенсивність гутації за п`ятибальною системою:

Таблиця 3.7.

Об`єкт	№ варіанту	Умови досліду	Інтенсивність гутації, бал
	1	Під ковпаком, 00С
	2	Під ковпаком, кімнатна температура
	3	Під ковпаком, 300С
	4	Без ковпака, кімнатна температура

Завдання: пояснити, чому інтенсивність гутації неоднакова в різних умовах досліду, зіставив варіанти 1, 2 і 3, а потім варіанти 2 і 4.



3.4 Визначення інтенсивності транспірації за зменшенням маси зрізаного листя

Матеріали і обладнання: 1) кімнатні рослини (пеларгонія, примула і ін.); 2) торсіонні терези; 3) технічні терези з важками; 4) ножиці; .3) скальпель; 6) кришка чашки Петрі; 7) нитки; 8) міліметрівка; 9) фільтрувальний папір.

Транспірація -- процес випаровування води надземними частинами рослин. Інтенсивність транспірації -- це кількість води, яка випаровується за одиницю часу одиницею листової поверхні. Відношення інтенсивності транспірації до інтенсивності евапорації (випаровування з вільної водної поверхні) за тих же умов називається відносною транспіраціею; цей показник характеризує здатність рослин регулювати транспірацію і виражається у вигляді десяткового дробу. Найпростіший і достатньо точний метод обліку транспірації - метод швидкого зважування, запропонований Л. А. Івановим: пагін або окремий лист зрізають і двічі зважують з інтервалом не більше 5 хв, оскільки при більш тривалій експозиції може початися в'янення листя, що знижує транспірацію. Встановлене цим методом зменшення маси листя відповідає кількості води, яка випарювалась (збільшенням маси в процесі фотосинтезу можна нехтувати, оскільки інтенсивність фотосинтезу у багато разів менше інтенсивності транспірації).

Хід роботи

Для визначення інтенсивності транспірації методом швидкого зважування доцільно використовувати торсіонні терези (мал. 3.2). Перш за все слід встановити терези у вертикальному положенні за рівнем 1 за допомогою опорних гвинтів 2. Приступаючи до роботи, необхідно строго дотримувати правило: щоб уникнути поломки терезів підвішувати груз до гачка 5 або знімати його тільки при закритому аретирі .

В даній роботі визначають різницю результатів двох зважувань, а не абсолютну масу листа, тому можна зняти з гачка терезів кошик 4 і тим самим збільшити їх навантаження.

Зрізати лист з невеликим відрізком черешка, підвісити за допомогою нитки з петлею на кінці до гачка терезів (при закритому аретирі!) і негайно зважити: відкрити аретир і, обертаючи рукоятку 7, добитися поєднання покажчика рівноваги 3 з нульовою межею 8; провести відлік по покажчику маси 6 і відзначити час. Якщо маса узятого листа виявиться більше максимального навантаження терезів, то слід використовувати лист менших розмірів або відрізати частину листової пластинки ножицями. Через 3-4 хв зробити друге зважування, також відзначивши час. Якщо випаровування йде слабо, можна збільшити експозицію до 5 хвилин. Закрити аретир і зняти лист з гачка.

Для визначення поверхні листа зважити на технічних терезах квадрат міліметрівки відомої площі (наприклад, 100 см2), накласти на цей квадрат досліджуваний лист, ретельно обвести олівцем листову пластинку, вирізати і зважити отриману паперову фігуру. Площу листа обчислити за пропорцією

а/b = с/s,

де а -- маса квадрата; b -- маса паперової фігури; с -- площа квадрата; s -- площа листа.

Одночасно визначити за тих же умов інтенсивність евапорації (вільного випаровування). Для цього зважити чашку, наповнену майже до краю водою кімнатної температури (зовнішня поверхня чашки повинна бути абсолютно сухою), і через будь-який час, наприклад через 30 хвилин, зробити друге зважування. Визначити поверхню випаровування, змірявши внутрішній діаметр чашки. Результати записати в таблицю 3.8., вказавши вид дослідної рослини:

Інтенсивність транспірації IT () обчислити за формулою:

(3.6.)

де n-- кількість води, що випарувалася, г;

s -- площа, см2;

t -- експозиція, хв;

10 000 -- коефіцієнт переводу см2 в м2;

60 -- коефіцієнт переводу хвилин в години.

Таблиця 3.8.

Об'єкт	Час зважування	Експозиція, хв	Маса, г	Випаровано води, г	Площа см2
	1-го	2-го		1-го	2-го
Лист
Судина з водою

Завдання: обчислити інтенсивність евапорації (IE) за тією ж формулою; знайти відносну транспірацію IT/IE; на підставі величини відносної транспірації (IT/IE менше 0,5 вважається низкою) зробити висновок про регуляцію листом процесу транспірації.

3.5 Порівняння транспірації верхньої і нижньої сторін листа хлоркобальтовим методом

Матеріали і обладнання: 1) свіже листя рослин (гортензії, фуксії, традесканції і ін.); 2) кружки хлоркобальтового папіру діаметром 1 см наклеєні ліпкою стрічкою на предметні скельця; 3) пінцет; 4) мікроскоп; 5) лезо бритви; 6) предметні і покривні стекла; 7) препарувальна голка; 8) стаканчик з водою.

Якщо притиснути до листка заздалегідь висушений шматок фільтрувального паперу, просоченого розчином хлориду кобальту, то папір, поглинаючи водяну пару, що виділяється в процесі транспірації, міняє забарвлення з голубого (колір сухого СоСl2) на рожеве (колір СоСl26Н2О). За швидкістю набуття рожевого забарвлення можна приблизно судити про інтенсивність транспірації.

Хід роботи

Відклеїти ліпку стрічку з двома кружками хлоркобальтого паперу і негайно прикласти кружки до двох сторін листка (безпосередньо на рослині). Хлоркобальтові папірці слід тримати за ліпку стрічку, не торкаючись до них пальцями, від яких можуть залишитися рожеві плями. Щоб усунути дію атмосферної вологи, приклейте ліпку стрічку папірцями до листка, а ліпкою стрічкою назовні. Спостерігати за зміною забарвлення хлоркобальтового паперу і записати результат.

Зробити зрізи верхнього і нижнього епідермісу дослідного листка (або іншого листка цієї ж рослини), розглянути їх в мікроскоп при великому збільшенні і замалювати.

Завдання: зробити висновки про причини різної інтенсивності транспірації верхньої і нижньої сторін листа даної рослини і про співвідношення продихової та кутикулярної транспірації.

Вплив зовнішніх умов на стан продихів (за Молішем)

Матеріали і обладнання: 1) різні кімнатні рослини (за годину до початку роботи полити рослини та помістити деякі екземпляри у темряву); 2)бензол, ксилол і етиловий спирт в крапельницях.

Міжклітинники листа зазвичай заповнені повітрям, завдяки чому при розгляді на світлі лист здається матовим. Якщо відбудеться інфільтрація, тобто заповнення міжклітинників якою-небудь рідиною, то відповідні ділянки листа стають прозорими.

Визначення стану продихів методом інфільтрації засновано на здатності рідини, що змочує клітинні стінки, проникати через відкриті продихові щілини до найближчих міжклітинників, витісняючи з них повітря, в чому легко переконатися за появою на листі прозорих плям. Рідини проникають в продихові щілині залежно від їх ширини: петролейний ефір -- крізь слабко відкриті продихи, ксилол -- крізь середньо відкриті, а етиловий спирт -- тільки через широко відкриті. Даний метод дуже простий і цілком застосовний навіть в польових умовах.

Хід роботи

На нижню поверхню листа нанести окремо маленькі краплі бензолу, ксилолу і етилового спирту. Тримати лист в горизонтальному положенні до повного зникнення крапель, які можуть або випаруватися, або проникнути всередину листа, і розглянути лист на світло.

Досліджувати листя, витримане в різних умовах (свіжі і підв'ялі, освітлені і затемнені і т. п.). Кожного разу досліджувати 2--3 листи.

Результати записати в таблицю 3.9., відзначаючи проникнення рідини знаком "+", а відсутність проникнення знаком "--":

Таблиця 3.9.

Об'єкт	Умови досліду	Бензол	Ксілол	Спирт	Стан продихів

Завдання: зробити висновки про вплив зовнішніх умов на стан продихів.

Визначення стану продихів методом відбитків

Матеріали і обладнання: 1) кімнатні рослини (деякі рослини або окреме листя за 2-3 години до заняття помістити у темряву); 2) лак для нігтів, розведений ацетоном до сиропоподібного стану; 3) тонка скляна паличка; 4) пінцет; 5) мікроскоп; 6) окуляр - мікрометр; 7) об'єктив - мікрометр; 8) предметні скельця.

На поверхню листа наносять тонкий шар лаку. Після випаровування розчинника утворюється плівка, на якій відбивається епідерміс з продихами. Розглядаючи отримані відбитки в мікроскоп, можна визначити кількість і розмір продихів, а також виміряти ширину щілин продихів. Даний метод можна використовувати не тільки для лабораторних, але і для польових досліджень (в останньому випадку відбитки бережуть до визначення в пробірках з водою). Для дослідження листя, продихи яких розташовані в поглибленнях епідермісу (наприклад, у олеандра), цей метод незастосовний, оскільки у такого листя відбитки не виходять.

Продихи можна спостерігати також безпосередньо на епідермісі. Для цього знімають верхній або нижній епідерміс (в залежності від того, де більше продихів - це визначають хлоркобальтовим методом), розташовують його на предметне скельце у краплю дистильованої води та розглядають під мікроскопом на малому та великому збільшенні, визначають площину продихових щілин за допомогою окуляр-мікрометра.

Хід роботи

Нанести на нижню поверхню листа скляною паличкою краплю розчину лака і швидко розмазати тонким шаром. Після повного висихання зняти плівку пінцетом, розмістити на предметне скло і розглянути при великому збільшенні без покривного скла. Вставити в мікроскоп окуляр - мікрометр і виміряти ширину і довжину щілини продихів не менше ніж у десяти продихів, обчислити середні величини.

Визначити ціну ділення окуляр - мікрометра за допомогою об'єктив - мікрометра. Помноживши довжину і ширину отворів продихів, виражених в поділках окуляр - мікрометра, на ціну одного ділення, знайти абсолютні розміри щілин продихів. Обчислити площу продихової щілини, з деяким наближенням приймаючи її форму за ромб, за формулою, де а -- ширина, b -- довжина щілини.

Досліджувати листя різних ярусів однієї і тієї ж рослини, а також добре освітлене і затемнене листя. Результати записати в таблицю 3.10.:



Таблиця 3.10.

№ п/п	Вид рослини	Умови	Ціна поділок окуляр-мікрометра, мкм	Розмір щілин продихів	Площа щілин продихів, мкм2
		Світло	Темрява		У поділках окуляр-мікрометра	У мкм

Завдання: зробити висновки про вплив умов освітлення на розміри отворів продихів; порівняти розміри отворів продихів у різних рослин.

Підняття води в рослині по судинах

Рух води здійснюється по судинах і трахеїдах. Вода в судинах знаходиться у вигляді суцільних водяних ниток, які спираються на живі клітини кореня і сполучені з живими клітинами листка. Сила налипання води до стінок судин і сила зчеплення окремих молекул води між собою дорівнює декільком сотням атмосфер. Для пересування води вгору потрібно, щоб клітини, які випаровують воду, мали достатню всисну силу. В клітинах листкової паренхіми вона сягає 20-40 атм. і більше. Вода випаровується листком і тягне за собою водяну нитку. Рух води по судинах пояснюється присмоктуючою силою транспірації, кореневим тиском і наявністю безперервних водяних ниток.

Присмоктуюча сила транспірації і сили зчеплення води в рослині зумовлюють рух води в рослині і без кореневої системи. Це можна бачити на досліді з гілками або листками рослин, які ставлять в забарвлений розчин.

Матеріали і обладнання: 1) листок герані, суцвіття спатіфіллюма та білі квіти інших рослин; 2) мікроскоп; 3) 1% розчин еозину; 4) препарувальне обладнання; 5) предметні і покривні скельця; 6) колба.

Хід роботи

Зрізають листок герані (під водою) і ставлять черешок в розчин еозину. Виставляють на яскраве світло. Через півгодини жилки листка забарвлюються в рожевий колір. Роблять зрізи листка під мікроскопом. Звертають увагу, по яких частинах провідного пучка пересувається забарвлений розчин.

Завдання: зробити висновок, по яких елементах провідного пучка пересувається вода; замалювати основний пучок і відзначити забарвлені елементи.

Контрольні питання

I. Виконати тестові завдання:

1) Вода в клітині розміщується нерівномірно. Де вміст води найбільший?

a) а) в ядрі

b) в мітохондріях;

c) в хлоропластах;

d) в клітинній оболонці;

e) у вакуолі

2) Існують такі механізми продихових рухів: Який тип руху продихів відноситься до гідро пасивного:

a) зв`язані з закриттям продихів у результаті механічного тиску сусідніх епідермальних клітин, заповнених водою;

b) відкриття та закриття продихових щілин, обумовлене зміною вмісту води в самих замикаючих клітинах.

3) Ростові та тургорні рухи відрізняються один від одного за цілим рядом ознак. Укажіть особливості , характерні для тургорних рухів.

a) відбуваються дуже швидко;

b) залежать від вмісту фітогормонів;

c) відбуваються повільно;

d) не залежать від вмісту фітогормонів.

4) Вода рухається по рослині в результаті дії двох кінцевих двигунів Який з цих механізмів діє в деревах до появи листя?:

a) верхнього (присисна дія транспірації);

b) нижнього (кореневий тиск).

5) Гілка тополі була зрізана з дерева, поставлена в банку з водою і закрита скляним ковпаком для зупинки транспірації. Чи відбувається в цієї гілки гутація?

a) так;

b) ні.

6) Між молекулами води, що знаходяться в судинах ксилеми, діють сили зчеплення. Як змінюється товщина дерева протягом спекотного дня?

a) збільшується;

b) залишається без змін;

c) зменшується.

7) Які основні бар`єри існують у центральному циліндрі на шляху транспорту води з ґрунтового розчину до ксилему кореня?

a) клітинна оболонка;

b) плазмалема кореневого волоска;

c) паренхімні клітини кори;

d) ендодерма;

e) паренхімні клітини центрального циліндра.

8) Час, потрібний для розриву цитоплазми під час центрифугування становить у алое 3 хв., подорожника - 10 хв., вероніки сизої - 25 хв. Яка з цих рослин краще переносить зневоднення?

...