Фізіологія та біохімія рослин

9) Всисна сила клітини дорівнює нулю за умови:

a) максимального тургору та мінімального осмотичного тиску;

b) максимального осмотичного тиску та мінімального тургору;

c) коли осмотичний тиск дорівнює тургорному тиску.

10) Кількість продихів:

a) більша на зовнішній поверхні листка;

b) більша на внутрішній поверхні листка;

c) однакова на обох.

11) Внаслідок ранньовесняного потіку соку по рослині може спостерігатись явище:

a) "плачу";

b) гутації;

c) транспірації.

12) Основним транспортним вуглеводом, що транспортується по флоемі, у рослин є:

a) а)глюкоза;

b) фруктоза;

c) сахароза;

d) крохмаль.

13) Основними обмінними іонами між кореневою системою та ґрунтовим поглинаючим розчином є:

a) Ca 2+ та SO4 2-;

b) H+ та HCO3-;

c) K+ та Cl-;

d) H+ та HCOO-.

14) Рослина здатна деякою мірою регулювати величину осмотичного тиску. Які з перелічених умов ведуть до збільшення цього показника?

a) висока активність ферменту амілази, який гідролізує крохмаль;

b) низька активність амілази;

c) висока активність протеїназ;

d) низька активність протеїназ;

e) накопичення в клітинному соці органічних кислот;

f) нейтралізація органічних кислот клітинного соку з переведенням їх у нерозчинний стан.

15) Розрізняють продихову та кутикулярну транспірацію. В якому листку інтенсивність кутикулярною транспірації буде більшою?

a) в молодому;

b) в зрілому;

c) в старому.

16) Гутація виникає за таких умов:

a) за високої вологості повітря;

b) за достатньо високої температури;

c) при закриванні продихів;

d) за наявності в ґрунті великої кількості кисню.

17) Як зміниться інтенсивність обміну речовин у клітині при збільшенні частки зв'язаної води?

a) підвищиться;

b) залишиться без змін;

c) знизиться.

II. Розрахувати наступні фізіологічні показники:

1) Обчисліть інтенсивність транспірації рослини з площею листків 4 м2, якщо відомо, що за 45 хвилин вона випарувала 750 г води.

2) Маса дослідного пагона відразу після зрізання становила 10,26 г, а через 3 хв. - 10,17 г. Площа листкової поверхні становила 240 см2 . Обчисліть інтенсивність транспірації.

3) Обчисліть осмотичний тиск 0,3 М розчину хлористого натрію (за нормальних умов), ізотонічний коефіцієнт якого дорівнює 1,75.

4) Обчисліть осмотичний тиск 0,2 М розчину хлориду калію при 7 0С. Ізотонічний коефіцієнт даного розчину дорівнює 1,8.

5) Обчисліть осмотичний тиск клітинного соку (за рівнянням Вант-Гоффа), якщо відомо, що кімнатна температура становить 20 0С, ізотонічна концентрація розчину хлориду натрію дорівнює 0,5 М ( для NaCl i =1,7).

6) Обчисліть осмотичний тиск клітинного соку при температурі 17 0С, якщо відомо, що ізотонічний розчин сахарози для даної клітини має концентрацію 0,3 М ( для сахарози i =1)?

7) Осмотичний тиск клітинного соку дорівнює 10 атм, атм, а тургорний тиск цієї клітини дорівнює ѕ від максимальної величини. Чому дорівнює всисна сила клітини?

8) Обчисліть тургорний тиск клітини, якщо відомо, що осмотичний тиск клітинного соку дорівнює 12 атм, а всисна сила клітини становить 5 атм?



4. Фізіологія фотосинтезу

Мета заняття.

Дослідити основні фізичні та хімічні властивості окремих

фотосинтезуючих пігментів рослинної клітини, ефективність роботи фото систем та асиміляційні характеристики тканин зеленої рослини, оволодіти основними засобами визначення якісного та кількісного складу пігментів та швидкості фотосинтетичних процесів.

Питання до обговорення.

1. Пігментний апарат фотосинтезуючих органів рослин. Склад, будова, хімічні та фізичні властивості окремих груп пігментів: хлорофілів, каротиноїдів, фікобілінів.

2. Фотосинтез. Етапи. Механізм. Ефективність.

4.1 Пігментний апарат рослини

Отримання витяжки пігментів зеленого листа

Матеріали і обладнання: 1) листя кімнатних рослин; 2) 85% етиловий спирт; 3) CaCO3 4) кварцовий пісок або товчене скло; 5) вазелін; 6) ніж; 7) фарфорові ступки (2 шт.); 8) колби (2 шт.); 9) воронки (2 шт.); 10) скляна паличка; 11) паперові фільтри.

Фотосинтез -- процес перетворення енергії світла, що поглинається хлорофілом, в хімічну енергію органічних сполук, що утворюються з діоксиду вуглецю і води:

H12O6 + 6 O2 +6 H2O

Фотосинтез відбувається в хлоропластах, які оточені двома білково-ліпідними мембранами. Хлоропласт включає систему ламелярних подвійних мембран -- тілакоїдів, утворених внутрішньою мембраною. В тілакоїдах здійснюється світлова фаза фотосинтезу, тобто перетворення енергії світлового проміння в хімічну енергію молекул АТФ і НАДФН·Н, а біохімічні реакції відновлення СО2 і синтезу вуглеводів відбуваються в міжтілакоїдному просторі.

Структура хлорофілу а

В мембранах тілакоїдів містяться наступні пігменти: хлорофіл а (С55H72O5N4Mg) -- зелений з синюватим відтінком; хлорофіл b (С55H70O6N4Mg) -- зелений з жовтим відтінком; каротин (С40H56) -- жовто-помаранчевий; - ксантофіл (С40Н5б02) -- золотисто-жовтий. Всі ці пігменти не розчинні у воді, але розчиняються в органічних розчинниках (спирті, ацетоні і ін.).

За хімічною природою хлорофіл (рис.4.1) є складним ефіром дікарбонової кислоти хлорофіліну і двох спиртів -- метанолу СН3ОН і фітолу С20Н39ОН. Хлорофілін містить порфірінове ядро, що складається з чотирьох пірольних кілець, сполучених один з одним метиновими містками = СН--. В центрі порфірінового ядра розташований атом магнію, сполучений з атомами азоту пірольних кілець. Крім того, в ядрі молекули хлорофілу є п'яте кільце -- циклопентанове, що містить карбонільну групу. Хлорофіл b відрізняється від хлорофілу а, лише тим, що у другого пірольного кільця замість метильної групи є альдегідна.

Порфірінове ядро має гідрофільний характер і пов'язане з білками мембран. В той же час довгий гідрофобний "хвіст", утворений залишком фітолу, обернутий у бік ліпідних шарів тілакоїдів і обумовлює добру розчинність хлорофілу в неполярних розчинниках (бензин, петролейний ефір). Проте для повного добуття хлорофілу з листя використовують не ці безводні розчинники, а спирт або ацетон, що містить невелику кількість води, необхідної для гідролізу хлорофіл-білкового комплексу.

Разом з хлорофілами а і b в хлоропластах містяться каротиноїди -- група жовтих пігментів, що є за хімічною природою тетратерпеноїдами (8 залишків ізопрену С3Н8).

Рисунок 4.2

Структура - каротину

Каротини (в основному - каротин) -- ненасичені вуглеводні, що містять два симетрично розташованих іононових кільця, сполучених довгим вуглецевим ланцюгом (рис.4.2). Серед ксантофілів, що є кисневмісними похідними каротину, переважає лютеїн, який має в кожному іононовому кільці спиртову групу.

Хід роботи

Свіже або сушене листя (0,5-2 г) подрібнити ножицями, відкинувши крупні жилки і черешки, помістити в ступку, додати на кінчику ножа СаСОз (для нейтралізації кислот клітинного соку) і трохи чистого кварцового піску або товченого скла. Ретельно розтерти, підливаючи потроху 85 % етиловий спирт, змазати носик ступки із зовнішньої сторони вазеліном і злити отриманий темно-зелений розчин по паличці у воронку з фільтром. Підлити в ступку ще трохи спирту, розтерти і злити на той же фільтр. Повторити цю операцію кілька разів до повного добуття пігментів (всього витрачати 10 мл спирту).

4.2 Хімічні властивості пігментів

Матеріали і обладнання: 1) спиртова витяжка пігментів; 2) 20% розчин КОН в крапельниці; 3) бензин; 4) пробірка з притертою пробкою; 5) 10% соляна кислота в крапельниці; 6) оцтовокисла мідь; 7) пробірки (2 шт.); 8) скальпель; 9) утримувач для пробірок; 10) спиртівка; 11) сірники.

Омилення хлорофілу лугом

При додаванні лугу до розчину хлорофілу відбувається реакція омилення: відщеплюються спирти -- метанол і фітол, а двоосновна кислота хлорофілін утворює сіль:

COOCH3 COOK

C32H30ON4Mg + 2KOH C32H30ON4Mg + CH3OH + C20H39ОН

СООС20Н39 COOK

Солі хлорофілінів мають зелене забарвлення, але відрізняються від хлорофілу нерозчинністю в бензині.

Хід роботи

До 2--3 мл спиртової витяжки пігментів додати 4--5 крапель 20% розчину лугу і збовтати. Підлити в пробірку рівний об'єм бензину, сильно струсити і дати відстоятися.

Завдання: відзначити забарвлення нижнього спиртового і верхнього бензинового шарів (замалювати). Вказати, які речовини розчинені в спирті, і які в бензині, маючи на увазі, що жовті пігменти з лугом не реагують. Записати реакцію омилення хлорофілу.

Отримання феофітину і відновлення металоорганічного зв'язку

Якщо до розчину хлорофілу додати невелику кількість соляної кислоти, то можна одержати буро-оливковий феофітин -- продукт заміщення магнію в молекулі хлорофілу двома атомами водню:

COOCH3 COOCH3

C32H30ON4Mg + 2 HCl C32H32ON4 + MgCl2

COOC20H39 COOC20H39

Металорганічний зв'язок можна відновити шляхом нагрівання феофітину з оцтовокислою міддю: атом двовалентного металу витісняє водень з феофітину; оцтова кислота, що утворюється при цьому, служить каталізатором.

Хід роботи

Налити в дві пробірки по 3--4 мл спиртової витяжки пігментів зеленого листа і додати в них по 2--3 краплі 10% соляної кислоти. Відзначити забарвлення отриманого продукту реакції.

В одну з пробірок з феофітином внести декілька кристалів оцтовокислої міді і довести розчин до кипіння (нагрівати слід обережно, не допускаючи викидання рідини з пробірки). Якщо забарвлення не зміниться, додати ще оцтовокислій міді і продовжувати нагрівання. Відзначити зміну забарвлення, викликану заміщенням двох атомів водню у феофітині атомом міді.

Завдання: замалювати пробірки і написати рівняння прямої і зворотної реакцій.

Розділення суміші фотосинтетичних пігментів

Один з перших методів розділення пігментів був запропонований німецьким вченим Краусом в 1860 р. Він заснований на різній розчинності пігментів в спирті і бензині. Ці розчинники не змішуються при зливанні і утворюють два шари: верхній -- бензиновий, де розчинені хлорофіли і каротин, і нижній -- спиртовий, де розчинений ксантофіл.

Цей метод не дозволяє розділити хлорофіли а і b, проте його доцільно використовувати для отримання жовтих пігментів каротину і ксантофілу у великих кількостях.

Для розділення і отримання хлорофілів а, b і каротиноїдів застосовують інший метод розділення пігментів, розроблений в 1906 р. російським вченим М. С. Цветом. Метод отримав назву адсорбційного. Саме він лежить в основі сучасних методів хроматографії.

Суть методу полягає в тому, що різні речовини мають неоднакову здатність адсорбуватися на твердому порошкоподібному адсорбенті. Якщо суміш пігментів листа, розчинену в якому-небудь органічному розчиннику, наприклад бензині, пропустити через сухий адсорбент (цукрова пудра, крохмаль, вуглекислий кальцій, окис цинку, фільтрувальний папір), то відбудеться розділення пігментів. Кожний пігмент має визначену, тільки йому властиву здатність адсорбуватися на даному адсорбенті. В результаті на адсорбційній колонці пігменти розділяться і розподіляться в певному порядку.

До різновиду адсорбційного методу відноситься і метод розділення пігментів за допомогою паперової хроматографії, розроблений в 1951 р. і до теперішнього часу широко застосовується при розділенні сумішей, різних сполук і їх ідентифікації.

Матеріали і обладнання: 1) штатив з пробірками; 2) 75 % етанол; 3) NаОН або КОН кристалічний; 4) бензин; 5) ступка з пестиком; 6) терези з важками; 7) ділильна воронка; 8) конічна колба з пробкою, в яку вставляють адсорбційну колонку; 9) адсорбційна колонка, скляні бюкси з притертими кришками; 10) вата; 11) ацетон; 12) прожарений Nа2SO4; 12) хроматографічний папір (1,5 х 13 см); 13) дистильована вода; 14) абсолютно суха цукрова пудра або крохмаль; 15) крейда (1 х 10 см).

4.3 Метод Крауса

Заснований цей метод на різній розчинності пігментів в спирті і бензині. Ці розчинники не змішуються при зливанні і утворюють два шари: верхній -- бензиновий, де розчинені хлорофіли і каротин, і нижній -- спиртовий, де розчинений ксантофіл.

Хід роботи

В пробірку з 3-5 мл спиртового розчину пігментів додають таку ж кількість бензину і одну краплю води (для кращого відділення спирту від бензину). Пробірку добре збовтують і дають суміші пігментів відстоятися. Відбувається розшарування рідини: у верхній, бензиновий, шар, переходять обидва хлорофіли і каротин, в нижньому, спиртовому, шарі залишається жовтий пігмент -- ксантофіл, оскільки він краще, ніж бензин, розчинний в спирті. фотосинтез рослинний клітинний мембрана

Для відділення каротину від хлорофілу верхній бензиновий шар піпеткою переносять в чисту пробірку. В цій зеленій витяжці каротин непомітний, оскільки його маскує хлорофіл, переважаючий кількісно. В пробірку додають 2 мл етилового спирту і 3--4 краплі води, вносять декілька кристалів лугу і сильно струшують. При взаємодії лугу з хлорофілом відбувається його омилення, утворюється лужна сіль хлорофіліну, яка легко переходить з бензину в спирт. В результаті в пробірці утворюються два шари: верхній, бензиновий, шар -- жовтого кольору, що містить каротин і нижній, спиртовий, -- зеленого кольору, що містить лужну сіль хлорофіліну.

Завдання: замалювати пробірки з розділеними пігментами; зробити висновки про розчинність пігментів в різних розчинниках і способах виділення індивідуальних пігментів.

4.4 Метод Цвета

Недоліком методу Крауса є те, що за допомогою нього складно провести кількісний аналіз пігментного складу рослини (не розділяються хлорофіли). Для розділення і отримання хлорофілів а і b і каротиноїдів застосовують інший метод розділення пігментів - адсорбційний.

Хід роботи

1. Приготування витяжки пігментів з листя рослин.

Наважку свіжого листя (3 г) ретельно розтирають у фарфоровій ступці з невеликою кількістю розчинника, що складається з суміші 10 мл бензину і 10 мл ацетону. Продовжують розтирання до гомогенного стану з одночасною екстракцією пігментів невеликими порціями суміші.

Осад і надосадову рідину переносять на складчастий паперовий фільтр. Ступку змивають невеликою кількістю чистого ацетону і також зливають на паперовий фільтр.

2. Концентрування пігментів в бензині.

Відфільтровану витяжку переливають в пробірку на 50 мл і проводять відмивання ацетону для концентрації пігментів в бензиновій фракції. Обережно, додають 30 мл дистильованої води та декілька разів перевертають пробірку так, щоб не утворилася стійка емульсія. Після розділення рідини на дві фази: усі пігменти переходять у верхню - бензинову, а ацетон у нижню - водну. Обережно дозатором відбирають верхній бензиновий шар, що містить пігменти. Очищену від домішок сконцентровану витяжку пігментів переливають в бюкс з притертою кришкою і висипають туди 3--5 г прожареного Nа2SO4, залишають на 15-20 хв для повного зневоднення екстракту. Це дуже важливо для подальшого розділення пігментів на адсорбційній колонці.

3. Приготування адсорбційної колонки.

Адсорбційна колонка є скляною трубкою діаметром 1-1,5 см і завдовжки 10-15 см, звужена на одному кінці. В звужений кінець трубки вкладають шматочок вати, щоб цукрова пудра не висипалася. Невеликими порціями вводять в колонку, добре висушену цукрову пудру або крохмаль на 2/3 її висоти, злегка постукуючи об твердий предмет. Для успішного розділення пігментів треба мати абсолютно сухі колонки, цукрову пудру (крохмаль, крейду) і прожарений сірчанокислий натрій і стежити за рівномірним наповненням цукрової пудри у всьому об'ємі трубки.

4. Розділення пігментів.

Бензинову витяжку (1--3 мл) обережно наливають по краю трубки у вільний простір колонки. Через декілька хвилин відбувається розділення і відокремлення пігментів. Зверху колонки залишається зелена зона, що складається з суміші пігментів, потім жовто-зелена зона хлорофілу b, потім синьо-зелена зона хлорофілу а, нижче розташовується зона темно-жовтого пігменту ксантофілу, а в самому низу колонки -- яскраво-жовтий каротин, який першим змивається з колонки (рис. 4.3). Пігменти по черзі можна змити з колонки бензином і зібрати у випарювальні чашки або колби для подальшого дослідження.

Завдання: зробити малюнок почергового розділення пігментів на колонці і підписати зони з різними пігментами.

Розділення пігментів на адсорбційній колонці (за М. С. Цветом):

1 -- каротин;

2 -- ксантофіл;

3 -- хлорофіл а;

4 -- хлорофіл b;

5 -- скляна колонка з адсорбентом;

6 -- бензиновий екстракт;

7 -- шматочок вати;

8 -- конічна колба

Розділення пігментів зеленого листа можна проводити на шматку крейди у формі стовпчика, заздалегідь добре висушеного в сушильній шафі. Одним кінцем крейду занурюють на 0,5-1,0 см в бензиновий екстракт пігментів (теж осушений Nа2SO4). Чітке розділення пігментів відбувається на стовпчику крейди протягом 5-10 хв.

4.5 Метод хроматографії на папері

Цей метод заснований на розділенні пігментів між волокнами целюлози хроматографічного паперу і рухомою фазою -- розчинником. Коли розчин рухається по паперу під дією капілярних сил, то молекули пігментів розподіляються між двома фазами. Чим вище розчинність пігменту в рухомій фазі, тим далі він просувається по паперу разом з розчинником, і навпаки.

Відстань, пройдена нанесеним на папір пігментом у напрямі руху розчинника, характеризується величиною Rf, яка є відношенням відстані, пройденої розчиненим пігментом, до відстані, пройденої фронтом розчинника. В стандартних умовах ця величина для даного пігменту постійна і відповідає його коефіцієнту розподілу.

Хроматографування на папері проводять висхідним і низхідним способами. При висхідній хроматографії паперову смужку підвішують вертикально; її нижній кінець, на який нанесена суміш пігментів, занурюють в розчинник. При цьому місце нанесення суміші повинне знаходитися вище за рівень розчинника. Під час руху розчинника під дією капілярних сил вертикально вгору відбувається розділення розчинених речовин.

При низхідній хроматографії верхній кінець паперової смуги з сумішшю пігментів, нанесених недалеко від кромки паперу, закріплюють в судині і розміщують у верхній частині камери. Нижній кінець паперу спускають вниз, але так, щоб він не торкався налитого на дні камери розчинника. В результаті дії капілярних сил і сили тяготіння розчинник починає пересуватися вниз по паперовій смузі, внаслідок чого відбувається розділення суміші.

Хід роботи

Смужку хроматографічного паперу шириною 2 см і довжиною, відповідною висоті судини, кладуть на чисту поверхню і олівцем на папері креслять горизонтальну лінію старту на відстані 1 см від краю.

З раніше приготовленої ацетонової витяжки беруть капіляром невелику порцію екстракту і наносять її багато разів на стартову лінію хроматографічного паперу у вигляді плями діаметром не більше 1 см. Папір підсушують на повітрі і нанесення повторюють 5-6 разів, щоб сконцентрувати пігмент і не допустити утворення великої плями.

Висушивши смужку до повного зникнення запаху ацетону, помістити її у вертикальному положенні в циліндр, на дно якого налита суміш бензолу і бензину (3:1). Смужку потрібно підвісити на гачок так, щоб в розчинник був занурений тільки незабарвлений кінець, і щоб вона не торкалася стінок судини. У зв'язку з тим, що пігменти руйнуються на світлі, розділення слід проводити в темряві або при слабкому освітленні.

Через 10-15 хвилин розчинник підніметься на 10-12 см. Пігменти розподіляються в наступному порядку: першим знизу адсорбується хлорофіл b жовто-зеленого кольору, потім синьо-зелена зона хлорофілу а, вище -- жовтий ксантофіл, каротин дуже швидко рухається і розташовується зверху смужки хроматографічного паперу у фронті розчинника, він має темно-жовтий колір.

Після закінчення розділення пігментів хроматограму виймають, зразу ж відзначають межу підйому розчинника, так звану лінію фронту, висушують і розраховують значення Rf для кожного пігменту.

Завдання: наклеїти хроматограму в зошит. Плями пігментів обвести відповідним за кольором олівцем (пігменти нестійкі, швидко руйнуються і втрачають колір). Відзначити у висновку переваги методу розділення пігментів за допомогою паперової хроматографії.

4.6 Оптичні властивості пігментів зеленого листа

Матеріали і обладнання 1) концентрована спиртова витяжка пігментів зеленого листа; 2) розчин каротину (бензинова витяжка коренеплоду моркви); 3) розчин ксантофілу, отриманий при розділені пігментів за Краусом; 4) етиловий спирт; 5) спектроскоп; 6) настільна лампа потужністю 100 Вт; 7) чавунний штатив з двома лапками; 8) штатив з пробірками (7 шт.); 9) піпетки, градуйовані на 1--10 мл;10) шматок чорної тканини або паперу.

4.7 Спектри поглинання пігментів

Найважливіша властивість хлорофілу -- його здатність поглинати світлову енергію в межах видимої частини спектру (380--720 нм). Поглинання світла хлорофілом є не суцільним, а виборчим.

В цьому можна переконатися, пропускаючи біле світло через розчин хлорофілу, а потім розкладаючи його за допомогою призми. Окремі ділянки спектру виявляться поглиненими, а на їх місці будуть видні темні смуги. Отриманий спектр називається спектром поглинання.

Зіставляючи спектри поглинання розчинів різної концентрації (або одного і того ж розчину, але при різній товщині шару), можна встановити ступінь поглинання окремого проміння: чим слабше поглинається дана ділянка спектру, тим більш концентрований потрібно узяти розчин, щоб добитися зникнення цієї ділянки в спектрі поглинання. Проміння, що сильно поглинається, можна визначити за смугами в спектрі поглинання дуже розбавленого розчину, тоді як проміння, що найменше поглинається, проходить навіть через досить концентрований розчин. Спектр поглинання каротиноїдів охоплює тільки короткохвильову область видимого спектру (до 540 нм).

Хід роботи

Направити спектроскоп на джерело світла. Відрегулювати ширину щілини на кінці труби спектроскопа так, щоб спектр вийшов чітким і достатньо яскравим (при дуже широкій щілині спектр виходить розмитим, нечистим, при дуже вузькій щілині освітленість спектру недостатня).

Налити досліджуваний розчин в пробірку і закріпити її в лапці штатива перед щілиною спектроскопа. Вивчити спектри поглинання розчинів хлорофілу різної концентрації, розбавляючи витяжку із зеленого листа в співвідношеннях 1:1, 1:3, 1:5, 1:15. Для порівняння розглянути спектр бензинової витяжки з коренеплоду моркви, що містить каротин, і спиртовий розчин ксантофілу, отриманий при розділенні пігментів за Краусом.

Таблиця 4.1.

Розчин	Колір
	ф	с	г	з	ж	п	ч
Хлорофілу:
1:15
1:5
1:3
1:1
1:0
Каротину
Ксантофілу

Завдання: замалювати спектри за формою, наведеною в таблиці 4.1, причому ділянки, які поглинаються, закрасити чорним, а видимі ділянки -- кольоровими олівцями:

4.8 Флуоресценція хлорофілу

Флуоресценція є свіченням активності речовин при поглинанні ними світла. Флуоресценція хлорофілу, не будучи фотосинтетично утилізованою формою енергії, служить ознакою його фотохімічної активності.

В темряві молекула хлорофілу знаходиться в основному стані з найнижчим енергетичним рівнем валентних електронів. При поглинанні кванта світла один з р-електронів молекули хлорофілу переходить на більш високий енергетичний рівень, внаслідок чого виникає електронно-збуджений стан молекули. При поверненні із збудженого стану в основний енергія електронів може витрачатися на: 1) фотохімічну роботу, 2) збудження сусідніх молекул хлорофілу, 3) втрату у вигляді тепла, 4) флуоресцентне випромінювання. Незалежно від довжини хвилі спектр флуоресценції хлорофілу а має максимум при 670 нм. Хлорофіл сильно флуоресцирує в розчинах і слабо -- в листі, що пояснюється щільною упаковкою молекул в тілакоїдах і використанням поглиненої енергії у фотохімічних процесах.

Хід роботи

Витяжку пігментів в пробірці помістити на темному фоні у світлі настільної лампи або освітити пучком світла проекційного ліхтаря. Розглянути витяжку з тієї сторони, звідки падає світло (рис.4.4.).

Рисунок. 4.4. Спиртна витяжка хлорофілу у відбитому (а) і прямому промінні (б):

1 -- світло лампи, що освітлює пробірку з розчином хлорофілу та збуджує його флуоресценцію;

2 -- світло лампи, що проходить через пробірку з розчином хлорофілу;

3 -- світло лампи, відбите від пробірки;

4 -- флуоресценція хлорофілу.

Завдання: відзначити забарвлення розчину і зробити висновок про причину флуоресценції.

4.9 Кількісне визначення пігментів

Матеріали і обладнання: 1) свіже листя різних світлолюбних і тіньовитривалих рослин; 2) 80% ацетон або спирт; 3) СаСОз; 4) коренеплоди моркви або гарбуза; 5) кварцовий пісок або товчене скло; 6) терези; 7) ножиці; 8) ступки малого розміру; 9) реактив Гьотрі; 10) фільтрувальний папір; 11) скляні палички; 12) мірні колби на 25 мл з пробками; 13) воронки; 14) ФЕК або СФ; 15) міліметрівка; 16) вазелін; 17) серветка; 18) очищений бензин.

4.1.5.1 Визначення вмісту хлорофілу

Вміст хлорофілу в листі залежить від умов освітлення і мінерального живлення, віку листя і ряду інших зовнішніх і внутрішніх чинників. При точних визначеннях спочатку виділяють хлорофіл хроматографічним методом або шляхом його омилення. При порівняльних дослідженнях можна визначити вміст хлорофілу в спиртній або ацетоновій витяжці без попереднього розділення пігментів.

Відомо, що хлорофіли мають максимум поглинання в червоній частині спектру, тоді як супутні їм пігменти не поглинають довгохвильове проміння. Тому при роботі на ФЕКі з використанням червоного світлофільтру або на спектрофотометрі можна достатньо точно визначити вміст хлорофілів, не відділяючи їх від каротиноїдів.

Щоб уникнути втрат хлорофілу всі операції необхідно проводити швидко, в затемненому приміщенні, бажано на холоді.

Хід роботи

1.Отримання витяжки хлорофілу

Подрібнити листя ножицями, відкинувши черешки і крупні жилки, і відважити 300-500 мг. Помістити наважку в ступку, додати кварцового піску або товченого скла і трохи СаСОз, підлити 4-5 мл 80% ацетону або спирту і ретельно розтерти. Змазати знизу носик ступки вазеліном і злити витяжку по паличці у воронку з фільтром (змоченим 80% ацетоном) в мірну колбу на 25 мл, не втрачаючи жодної краплі. Відфільтрувати. Підлити в ступку ще небагато ацетону, розтерти, знову відфільтрувати. Повторити цю операцію 2--3 рази, потім перенести розтерту масу на фільтр. Сполоснути ступку 3 рази ацетоном, злити матеріал у воронку, дати постояти декілька хвилин і відфільтрувати. Промити матеріал ацетоном до повного виділення пігментів (розчинник, що стікає з фільтру, повинен стати безбарвним).

Довести ацетоном витяжку до мітки. Закрити мірну колбу пробкою, ретельно перемішати (перевернути 3 рази вверх дном і збовтати) і берегти до визначення в темряві на холоді.

2.Визначення концентрації хлорофілу на ФЕКі

Для цього за 20 хв. до визначення включити ФЕК, встановити гальванометр на нульову відмітку, поставити червоний світлофільтр, відкрити шторки (попереднє освітлення фотоелементів необхідне тому що в перші хвилини після включення ФЕК дає нестійкі показники). Визначити оптичну густину розчину проти чистого розчинника (ацетону), використовуючи кювети з відстанню між гранями 10 мм Для запобігання випаровування розчинника закрити кювети кришками.

Надійні результати виходять при показниках ФЕКу від 0,1 до 0,4. Якщо оптична густина більше 0,5, то витяжку слід розбавити, відмірявши в чистий, сухий посуд визначені об'єми витяжки і ацетону; якщо ж показники ФЕКу виявиться нижче 0,08, необхідно виконати всю роботу спочатку, взявши більш велику наважку.

Повторити вимірювання і з отриманих результатів узяти середнє арифметичне. Визначити концентрацію витяжки за калібрувальним графіком, який побудований на різних розведеннях реактиву Гьотрі.

Завдання: обчислити процентний вміст хлорофілу в листі. Результати аналізів всіх об'єктів, досліджених групою, записати в таблицю 4.2:

Таблиця 4.2.

Об'єкт	Наважка, мг	Об'єм витяжки, мл	Оптична густина	Кількість хлорофілу за калібрувальним графіком, мг/100 мл	Вміст хлорофілу %

У висновках зіставити вміст хлорофілу в різних об'єктах.

3.Визначення концентрації хлорофілу на СФі

При роботі на спектрофотометрі (кювета 10 мм) можна визначити оптичну густину ацетонової витяжки (Б) при довжині хвилі 652 нм і обчислити вміст суми хлорофілів а і b за формулою:

С a+b = 30D652 (мг/л) (4.1.).

Більш точно вміст окремих пігментів можна встановити за допомогою трьоххвильового методу, визначаючи оптичну густину витяжки при 665, 649 і 440 нм (максимуми поглинання відповідно хлорофілу а, хлорофілу b і каротиноїдів). Розрахувати концентрацію пігментів за наступними формулами:

Са = 11,63D665 - 2,39D649 (мг/л) (4.2.)

Cb = 20,11D649 - 5,18D665 (мг/л) (4.3.)

Cкарот = 4,695D440 - 0,268Ca+b (мг/л) (4.4.).

Завдання: визначити співвідношення пігментів в листі різних рослин - хлорофілу а, хлорофілу b і каротиноїдів за допомогою трьоххвильового спектрофотометричного методу.

Визначення вмісту каротинів

Разом із зеленими пігментами в хлоропластах містяться пігменти жовтого і помаранчевого кольорів, які відносяться до групи каротиноїдів. Серед них найважливішими є каротини і ксантофіли. Емпірична формула каротинів С40Н56, а ксантофілів - С40Н54(ОН)2.

За хімічною природою каротини є вуглеводнями. Найбільш поширені каротини , , і лікопін. В основі будови каротину і ксантофілу (як і спирту фітолу) знаходяться залишки вуглеводню ізопрену. В жовтих пігментах залишки ізопрену утворюють ланцюг, в якому одинарні і подвійні зв'язки закономірно чередуються. На кінцях ланцюга розташовуються іононові кільця.

Каротинів і ксантофілів багато в зеленому листі, коренеплодах моркви, брюкві, в плодах абрикос, персиків, шипшини і ін. Представник ксантофілів - фукоксантин є основним пігментом бурих і діатомових водоростей.

Каротини є провітамінами А. Найкращим джерелом для вітаміну А є -каротин. Молекула його симетрична (рис.4.2.), тому з однієї молекули -каротину утворюється 2 молекули вітаміну А. - і - каротини мають асиметричні молекули. З кожної їх молекули можна отримати лише по одній молекулі вітаміну А. З лікопіну вітамін А безпосередньо не утворюється, оскільки у його молекули немає жодного замкнутого іононового кільця.

В рослинах каротин знаходиться переважно у формі -каротину.

Частіше за все жовті пігменти визначаються колориметричним методом.

Хід роботи

300 мг рослинного матеріалу подрібнюють і протягом 10 хв розтирають в ступці. До отриманої маси додають 6 мл бензину і розтирають ще 2 хв. Потім додають ще 3 мл бензину, після чого матеріал розтирають ще 1 хв. Жовтий розчин каротину зливають із ступки через фільтр в мірну колбу на 25 мл.

Витяжку в мірній колбі доводять до 25 мл. Визначають каротин за допомогою фотоелектроколориметра. Залежно від вмісту каротину у витяжці змінюється її оптична густина. Рекомендується користуватися синім світлофільтром. Вміст пігментів розраховують за формулою:

(4.5.)

С1 - концентрація пігменту, яка визначається за калібрувальним графіком; V - об'єм витяжки пігменту;

р - наважка в грамах.

Для побудови калібрувальної кривої використовують розчин двухромовокислого калію. Для цього беруть 290 мг K2Cr2O7 і доводять дистильованою водою до 100 мл. Один мл такого розчину відповідає 2,35 мг каротину. Шляхом розбавлення стандартного розчину одержують ряд концентрацій. Визначають їх оптичну густину і будують графік. На осі абсцис - концентрація, на осі ординат - відповідна оптична густина.

Завдання: визначити концентрацію каротиноїдів в рослинних об'єктах.



4.10 Фізіологія фотосинтезу

Фотосенсибілізуюча активність хлорофілу

Матеріали і обладнання: 1) лампа 100 W; 2) штатив; 3) пробірки; 5) ступка; 6) товкач; 7) чорний папір; 8) етанол; 9) кристалічна аскорбінова кислота (АК); 10) насичений спиртовий розчин метилового червоного (МЧ) на 70 % спирті; 11) зелене листя рослин.

В 1948 р. академік А. А. Красновський простим дослідом довів, що хлорофіл у фотосинтезі є учасником і ініціатором окислювально-відновних реакцій. Показати цю здатність хлорофілу можна в модельному досліді за допомогою двох сполук -- аскорбінової кислоти (АК) і метилового червоного (МЧ), які мають окислювально-відновні властивості. АК здатна до необоротної окислювально-відновної реакції з утворенням дегідроаскорбінової кислоти (ДГАК), що супроводжується перенесенням електрону до акцептора:

С6Н8О6 - 2 = С6Н6О6 + 2 + 2Н+

В цьому полягає найважливіша функція АК в клітинах живих організмів, де вона виступає як джерело енергії, віддаючи електрони і протони в дихальний електрон-транспортний ланцюг. Окислювально-відновний потенціал (Е0) АК рівний 0,1 еВ (при рН 5,75). АК є відновником, а в даній реакції -- донором електронів.

МЧ також має окислювально-відновні властивості, і його Е0 складає 0,8 еВ. Будучи окислювачем, МЧ через велику різницю потенціалів (?Е0 = 0,7 еВ) не може окислити АК спонтанно. Проте здійснити відновлення МЧ можна за допомогою фотосенсибілізатора, тобто речовини, що використовує енергію світла і стимулює хімічну реакцію, але не бере участь в ній. Таким чином моделюється принцип ланцюга окислювально-відновних реакцій, що відбуваються при фотосинтезі після поглинання світла молекулами хлорофілу. Транспорт в окислювально-відновній реакції з участю фотосенсибілізатора (збудженого хлорофілу) можна представити у вигляді схеми:

hн

-2 2

АК (донор) хлорофіл МЧ (акцептор)

(сенсибілізатор)

-2Н+ +2Н hн

ДГАК МЧ, відновлений

в лейкосполуку

В тілакоїдній мембрані хлоропласту завдяки високоенергетичному електрону () хлорофіл має властивості сильного відновника і може відновлювати редокс-системи з великим негативним потенціалом. Електрон, що віддається при цьому, залишається високоенергетичним і може свою енергію витратити на подальші окислювально-відновні реакції, направлені на перенесення протонів із зовнішньої сторони мембрани тілакоїда на внутрішню для подальшого синтезу АТФ.

Хід роботи

Листя (0,5 г) подрібнюють в ступці з додаванням 5-6 мл етанолу. Осад пропускають через воронку з паперовим фільтром, екстракт хлорофілу (ХЛ) розливають порівну в три пробірки. Дослід закладають в чотирьох варіантах (таблиця 4.3.).

Таблиця 4.3. Виявлення фотохімічної активності хлорофілу

Варіант	Компоненти середовища і освітленість	Первинне забарвлення	Зміна забарвлення	Причини зміни забарвлення або їх відсутність
I	ХЛ + МЧ + АК + світло
II	ХЛ + МЧ + АК + темрява
III	ХЛ + МЧ + світло
IV	МЧ + АК + світло

В четверту пробірку наливають стільки ж етанолу. Потім у всі чотири пробірки по краплях додають спиртовий розчин метилового червоного, поки зелене забарвлення не набуває бурого кольору у перших трьох варіантах досліду і червоний в IV варіанті. Багато додавати метилового червоного не слід.

В пробірки I, II і IV варіантів додають по 30 мг (на кінчику скальпеля) кристалічної аскорбінової кислоти і струшують. В II варіанті пробірку закривають чорним папером. Штатив з пробірками ставлять безпосередньо перед яскравою лампою, помістивши між ними судину з водою з плоскопаралельними стінками, щоб запобігти нагріванню розчинів.

Через 10--20 хв від початку експозиції в одній пробірці відбуваються зміни, і розчин знову набуває зеленого забарвлення, оскільки метиловий червоний відновлюється в лейкосполуку, і лише хлорофіл забезпечує зелене забарвлення розчину.

В решті варіантів досліду червоне і червоно-буре забарвлення не змінюються.

Завдання: замалювати пробірки в кінці досліду, після зміни забарвлення в одному з варіантів. Зробити висновки щодо фотосенсибілізучої активності хлорофілу, ролі АК, МЧ і світла.

4.11 Визначення інтенсивності фотосинтезу і дихання за зміною вмісту вуглецю

Матеріали і обладнання: 1) колба конічна на 50 мл; 2) бюретка для титрування; 3) воронка (діаметр 4 см) або пробка-холодильник; 4) піпетка; 5) пробкове свердло; 6) терези; 7) лампа для освітлення; 8) рослини герані, примули; 9) К2Сr207+Н2S04. Для виготовлення цього реактиву 19,614 г К2Сr207 розчиняють в дистильованій воді і доводять до 0,4 л. Переливають розчин в колбу на 1 л і тоненькою цівкою підливають до нього концентровану сірчану кислоту; 10) сіль Мору 0,2 н ((NH4)SO2 * FeSO4 * 6H2O). Відбирають тільки блакитно-зелені кристали, які не мають бурого нальоту. Зважують 80 г. Розчиняють в дистильованій воді, яка містить 20 мл концентрованої сірчаної кислоти на 1 л. Кислоту додають для того, щоб запобігти окисленню двовалентного заліза в тривалентне і утворенню при гідролізі основних солей заліза, які викликають помутніння розчину. Доводять дистильованою водою до 1 л. Нормальність солі Мору встановлюють за 0,1 н розчином біхромату калію. Для цього набирають піпеткою 15 мл 0,1 н розчину К2Сr207, переносять в колбу для титрування, додають 5 мл концентрованої сірчаної кислоти, 3-5 мл фенілантранілової кислоти і титрують розчином солі Мору до переходу забарвлення з вишнево-фіолетового в зелене.

(4.6.), де

К - нормальність розчину солі Мору;

а - об'єм розчину солі Мору, витрачений при титруванні К2Сr207. 11) фенілантранілова кислота. Розчинити 0,2 г кислоти в 100 мл 0,2% розчину соди (безводної). Для кращого змочування порошку наважку заздалегідь замісити в декількох мл 0,2% розчину соди у фарфоровій чашці скляною паличкою до сметаноподібного стану. Після цього додають залишок соди і ретельно перемішують.

Визначення асимілюючої здатності рослин за зміною вмісту вуглецю аналогічно методу Сакса, коли про інтенсивність процесу фотосинтезу судять за збільшенням сухої ваги одиниці поверхні листя за певний проміжок часу. Ці методи характеризують загальний баланс в накопиченні органічних речовин, різниця між утворенням асимілянтів і відтоком їх до інших органів і використанням в процесі дихання. Щоб отримати уявлення про новоутворення речовин в процесі фотосинтезу, необхідно поставити спеціальні досліди в темряві для визначення відтоку і витрати асимілянтів.

В основі методу лежить визначення вуглецю методом мокрого озолення органічних речовин біхроматом калію в кислому середовищі (К2Сr2О7 + Н2SО4). Вуглець окислюється до СО2.

2К2Сr2О7 +8Н2SО4 +ЗС=2 К2SО4+2Сг2 (SО4)3+3Н2О+ЗСО2.

За кількістю використаного К2Сr2О7 розраховують кількість окисленого вуглецю.

Надлишкову кількість біхромату калію, яка була використана на окислення органічних речовин, визначають титруванням 0,2 н розчином солі Мору (NH4)SO2 * FeSO4 * 6H2O.

Реакція йде за рівнянням:

К2Сr2О7 +6FeSO4 + 7Н2SО4 = Сг2 (SО4)3 +3Fe2SO4 + 7Н2О.

Спочатку в листі рослин визначають початкову кількість вуглецю (на одиницю поверхні). Потім рослину переносять на деякий час в умови освітлення (фотосинтез) або темряви (дихання) і після закінчення експозиції визначають повторно кількість вуглецю в органах, що вивчаються. За різницею між першим і другим визначенням роблять висновок про кількість накопиченого або використаного вуглецю.

Хід роботи.

Для дослідів використовують листя одного ярусу. Досліди проводять з відрізаним листям або ж з листям, яке не відокремлені від рослини.

Зробити висічки з однієї половини листа. Через 2 години знову визначити вміст вуглецю, зробивши висічки з другої половини листя. Визначення вуглецю проводиться таким чином: висічки помістити в конічні колби. При роботі з листям герані, примули беруть 6-8 см2 листовій поверхні, дуба - близько 2 см2.

В колби з бюреток наливають 10 мл 0,4 н хромової суміші, яку випускають з бюретки поволі і з однаковою швидкістю. Для рівномірного кипіння опустити в рідину декілька скляних капілярів. Колби закривають маленькими скляними воронками або холодильниками і ставлять на азбестову сітку на заздалегідь розігріту електричну плитку. Можна користуватися і піщаною лазнею. По мірі нагрівання спочатку виділяються дуже дрібні пухирці вуглекислого газу з карбонатів і бікарбонатів, які містяться в листі. Через 3-5 хв починається кипіння рідини. Повільне кипіння повинне продовжуватися 5 хв. За цей час органічна речовина згорає, і розчин біхромату набуває бурого забарвлення. Неоднакові умови кипіння можуть призвести до великої розбіжності вмісту вуглецю в паралельних визначеннях. Окислення хромової суміші повинне протікати при її надлишку. Показником того, що хромовій суміші було недостатньо, є її зелене забарвлення.

Після охолодження розчину змивають в нього краплі хромової суміші із стінок колби, обмивають воронку (або холодильник) мінімальною кількістю води, додають 3-5 крапель 0,2% розчину фенілантранілової кислоти і титрують сіллю Мора до переходу забарвлення з фіолетового в зелене.

Паралельно з дослідом проводять контроль без рослинного матеріалу. Ретельно дотримують всі вище вказані операції.

Різниця в кількості солі Мору, яка пішла на титрування контрольної і дослідної колб, відповідає кількості біхромату, який пішов на окислення вуглецю. 1 мл 0,2 н солі Мору відповідає 1 мл 0,4 н розчину біхромату калію. Останній відповідає 0,6 мг вуглецю.

Перед проведенням досліду визначають титр солі Мору і враховують поправку до титру.

Вміст вуглецю в мг на 1 дм2 листової поверхні розраховують за формулою:

(4.7.), де

Х - вміст вуглецю;

А - кількість (мл) солі Мору, яка пішла на титрування контрольної проби;

В - кількість (мл) солі Мору, яка пішла на титрування залишку хромової суміші після спалювання органічної речовини;

К - поправка до титру солі Мору;

С - площа листя в см2.

За різницею вмісту вуглецю в 1 дм2 листовій поверхні до і після експозиції визначають зміну його вмісту за час досліджень. Інтенсивність дихання або фотосинтезу розраховують за збільшенням або зменшенням вмісту вуглецю в мг С/дм2 за годину.

Колориметричне визначення

Зміни вмісту вуглецю при фотосинтезі можна визначити колориметрично. Для цього розчин після охолодження переносять кількісно в мірну колбу на 25 мл. Доводять об'єм до мітки дистильованою водою і перемішують. Оптичну густину визначають в кюветі 3 см на ФЕКі з жовтим світлофільтром. Показники ФЕКу переводять у величини концентрації глюкози за допомогою калібрувального графіка.

Таблиця 4.4.

Об'єкт	Час визначення	Взято К2Сr2О7, мл	Пішло солі Мору, мл	Площа висічок, см2	Кількість вуглецю мг/дм2	Інтенсивність фотосинтезу, мг дм2/годину
		Контроль (а)	Дослід (в)	Контроль (а)	Дослід (в)
	Початок досліду
	Через годину (світло)
	Через годину (темрява)



Побудова калібрувального графіка

В 10 мірних пробірок наливають відповідно 0,1; 0,2; 0,3; 0,4 до 1,0 мл стандартного розчину глюкози і доливають до 10 мл 0,4 н розчином хромової суміші. В одинадцяту колбу - тільки 10 мл хромової суміші. Вміст прокип'ятити протягом 5 хв. Після охолодження розчин переносять в мірні колби на 25 мл і доводять до мітки дистильованою водою. Вміст перемішують і виміряють оптичну густину. На осі абсцис відкладають концентрацію глюкози (мг/мл), на осі ординат - відповідні їм значення оптичної густини. Будують калібрувальний графік. Знаючи співвідношення атомної (або молекулярної) маси, перераховують органічну речовину на вуглець (Мс) або СО2 (Мсо): Мс - 0,4 гл або Мсо - 1,47 гл.

Мгл - кількість глюкози, відповідна вмісту органічної речовини і рослинному матеріалі, мг.

Завдання: записати отримані дані в таблицю 4.4.; розрахувати інтенсивність фотосинтезу; зробити висновок про вплив інтенсивності освітлення на інтенсивність фотосинтезу.

Контрольні питання.

I. Виконати тестові завдання:

1) Хлорофіл - багатофункціональна хімічна сполука, яка відноситься одночасно до декількох класів органічних речовин:

a) металорганічних;

b) порфіринів;

c) складних ефірів.

2) Хлорофіл може реагувати з кислотами і основами. Які з перелічених речовин утворюються в результаті реакцію хлорофілу з соляною кислотою?

a) хлорид магнію;

b) фітол;

c) хлорофілінова кислота;

d) метанол;

e) феофітин.

3) Під час гідролізу якого пігменту утворюється віта нім А?

a) хлорофілу "а";

b) хлорофілу "в";

c) каротину;

d) фікоеритрину.

4) Яку частину спектру поглинає хлорофіл?

a) зелену;

b) червону;

c) жовту;

d) синю.

5) Які ознаки характерні для нециклічного фотосинтетичного фосфорилювання?

a) електрони збудженої молекули хлорофілу, що надійшла до системи транспорту електронів, не повертаються до тієї ж молекули хлорофілу;

b) цей електрон повертається до тієї ж молекули хлорофілу;

c) виділяється кисень;

d) не виділяється кисень;

e) утворюється НАДФН Н+;

f) не утворюється НАДФН Н+;

6) Фотосистеми I та II відрізняються:

a) структурою;

b) пігментним складом;

c) розташуванням;

d) принципом роботи.

7) Чи потрібна присутність вуглекислого газу в процесі утворення АТФ та НАДФН Н+ в ході фотосинтезу?

a) так;

b) ні.

8) Процес відновлення вуглекислого газу до вуглеводів відбувається в ході темнових реакцій. Які ознаки характерні для цих реакцій?

a) для їх протікання потрібна темрява;

b) для їх протікання світло не обов`язкове;

c) вони залежать від температури;

d) вони не залежать від температури;

e) темнові реакції протікають швидше світлових;

f) темнові реакції протікають повільніше ніж світлові.

9) Хлорофіли "а" і "в" присутні:

a) лише у вищих рослин;

b) лише у водоростей;

c) і у вищих, і у нищих рослин.

10) Які зміни відбуваються в рослинах в атмосфері без вуглекислого газу?

a) збільшується вміст ФГК;

b) вміст ФГК не змінюється;

c) зменшується вміст ФГК;

d) збільшується вміст рибулозодифосфату;

e) вміст рибулозодифосфату не змінюється;

f) зменшується вміст рибулозодифосфату.

11) Які продукти світлової стадії фотосинтезу використовуються у темновій?

a) АТФ;

b) НАДФН Н+;

c) ФАДН2;

d) кисень.

12) Які ознаки, характерні для сукулентів з С4-фотосинтезом, сприяють кращому пристосуванню їх до перенесення посушливих умов?

a) фіксація вуглекислого газу вночі;

b) засвоєння вуглекислого газу вдень;

c) здатність до фотосинтезу при закритих продихах;

d) фотосинтез проходить тільки при відкритих продихах.

13) Фотосинтез у голонасінних відрізняється від квіткових тим, що:

a) є менш ефективним;

b) не залежить від спектрального складу світла;

c) здійснюється упродовж всього року.

14) Інтенсивність фотосинтезу дорівнює 12 мг/дм2год. Скільки органічної речовини (в мг) виробляє за 20 хв., асиміляційна поверхня якої становить 1,5 м2?

a) 200;

b) 800;

c) 400;

d) 1000;

e) 600;

f) 1200.

15) Які метали необхідні для нормального функціонування фотосинтетичного апарату?

a) залізо;

b) мідь;

c) магній;

d) кобальт.

16) Які пігменти утворюють реакційний центр фотосистем?

a) хлорофіл "а";

b) хлорофіл "в";

c) каротин;

d) ксантофіл.

17) Фотоліз води відбувається:

a) на світлі;

b) за умови роботи фотосистеми II;

c) у темряві;

d) безперервно.

18) Процес фотодихання активується:

a) накопиченням продуктів світлової стадії;

b) певним спектральним складом світла;

c) підвищенням концентрації СО2 у навколишньому середовищі;

d) зниженням концентрації СО2 у навколишньому середовищі.

19) Які пігменти не беруть участі у фотосинтезі?

a) хлорофіли;

b) каротиноїди;

c) антоціани;

d) фікобіліни.

20) Які з перелічених реакцій не відносяться до фотосинтезу?

a) карбоксилювання рибулозо-1, 5-дифосфату;

b) відновлення ФГК до ФГА;

c) декарбоксилювання ПВК;

d) гідроліз крохмалю амілазою.

21) Найбільша ефективність фотосинтезу спостерігається на:

a) синьому світлі;

b) зеленому світлі;

c) червоному світлі;

d) жовтому світлі.

22) В яких рослинах майже повністю відсутнє фотодихання?

a) в рослин, у яких фотосинтез відбувається за схемою Кальвіна;

b) в рослин , у яких відбувається кооперативний фотосинтез.

23) Які ферменти беруть участь у циклі Кальвіна?

a) амілаза;

b) пероксидаза;

c) RBP-карбоксилаза;

d) оксидаза.

24) Де відбуваються реакції пентозофосфатного шляху окислення глюкози?

a) у цитоплазмі;

b) в хлоропластах;

c) в мітохондріях;

d) в ядрі.

25) Яке біологічне значення мають системи внутрішніх мембран (ламел) хлоропласта, які утворюють грани та міжгранні тилакоїди?

a) служать опорною системою хлоропласта;

b) створюють просторову організацію пігментних систем і ферментних ланцюгів фотосинтезу, щоб забезпечити спряження послідовних реакцій фотосинтезу;

c) забезпечують спряження і відновлення діоксиду вуглецю;

d) Забезпечують просторове розділення активних окислювачів, які виникають у фотохімічних процесах, і нестійких відновлених проміжних продуктів засвоєння вуглецю.

II. Розрахувати фізіологічні показники:

1) За 40 хв. пагін з площею листкової поверхні 120 см2 поглинув 16 мг СО2. Обчисліть інтенсивність фотосинтезу.

2) Скільки органічної речовини утвориться в рослини за 30 хв., якщо відомо, що інтенсивність фотосинтезу становить 20 мг СО2/дм2 год, а площа листкової поверхні дорівнює 5 м2 .

3) За 20 хв. пагін, площа листкової поверхні якого становить 240 см2, поглинув 16 мг вуглекислого газу . Обчисліть інтенсивність фотосинтезу.

4) Обчисліть інтенсивність фотосинтезу , якщо відомо, що за 40 хв. пагін, листкова поверхня якого становить 480 см2, поглинув 32 мг вуглекислого газу . Обчисліть інтенсивність фотосинтезу.

5) Скільки органічної речовини накопичує рослина за 15 хв., якщо відомо , що інтенсивність фотосинтезу становить 20 мг СО2/дм2 год, а площа листків - 2,5 м2?

6) Скільки органічної речовини синтезує рослина з площею листкової поверхні 7,5 м2 за 5 хв., якщо відомо, що інтенсивність фотосинтезу становить 25 мг СО2/дм2 год?

7) Інтенсивність фотосинтезу дорівнює 12 мг СО2/дм2 год. Скільки органічної речовини (в мг) утвориться в рослині за 20 хв., якщо відомо, що площа листкової поверхні рослини становить 1,5 м2 .



Список рекомендованої літератури

Основна література

Мусієнко М.М. Фізіологія рослин. - К.: "Фітосоціоцентр". - 2005. - 392с.

Физиология растений: Учебник для студ. вузов / Н.Д.Алёхина, Ю.В. Балконин, В.Ф. Гавриленко.; Под ред. И.П. Ермакова. - М.: Издательсткий центр "Академія", 2005. - 640 с.

Гэлстон А., Девис П., Сэттер Р. Жизнь зеленого растения. М.: Мир, 1983. - 550 с.

Лебедев С.И. Физиология растений. М.: Колос, 1982. - 463 с.

Полевой В.В. Физиология растений. М.: Высшая школа, 1984. - 464 с.

Проценко Д.П. Фізіологія рослин. К.: Вища школа, 1978. - 320 с.

Якушкина Н.И. Физиология растений. М.: Просвещение, 2005. - 450 с.

Додаткова література

...