Нейротропное и антигипоксическое действие нейротрофического фактора головного мозга (BDNF) in vitro и in vivo

ЗАКЛЮЧЕНИЕ

Настоящая работа была посвящена изучению нейротропного действия ключевого представителя семейства нейротрофинов - нейротрофического фактора головного мозга (BDNF), на разных этапах развития диссоциированных культур клеток гиппокампа in vitro, а также исследованию антигипоксических свойств BDNF при моделировании гипоксической гипоксии in vitro и in vivo.

В экспериментах in vitro использовалась современная электрофизиологическая методика с целью изучения нейрональной активности на сетевом уровне. Совмещение первичных диссоциированных культур с мультиэлектродными системами регистрации внеклеточных потенциалов действия предоставила возможность долговременного наблюдения изменений морфофункционального состояния нейронных сетей и регистрации мгновенных ответов на введение биологически активных агентов или при воздействии гипоксии. Кроме того, на основе данного метода нами был предложен инновационный подход к моделированию острой нормобарической гипоксии in vitro при одновременной неинвазивной мультиэлектродной регистрации биоэлектрической активности нейронов, который позволил определить особенности работы нейронных сетей диссоциированных культур, как во время гипоксии, так и в течение отдаленного постгипоксического периода.

В результате проведенных исследований было показано, что нейротрофический фактор головного мозга BDNF модулирует спонтанную биоэлектрическую активность диссоциированных культур клеток гиппокампа. Изменение спонтанной биоэлектрической активности нейронов на сетевом уровне выражалось в увеличении длительности малой сетевой пачки импульсов, сокращении времени появления первых спайков в пачке, что изменяло структуру как паттера активации, так и всей пачки импульсов, являющейся функциональной характеристикой сети. Проявление наблюдаемых изменений зависело от концентрации добавляемого нейротрофина и от стадии развития диссоциированных культур in vitro. Аппликация нейротрофического фактора BDNF (0,1 нг/мл, 1 нг/мл) на 7 DIV не влияла на спонтанную биоэлектрическую активность диссоциированных культур клеток гиппокампа. В то время как при аппликации BDNF на 14 DIV эффект развивался в течение 10-15 минут в зависимости от концентрации. Показано, что наиболее оптимальной концентрацией нейротрофического фактора явилась 1 нг/мл. По отношению к опытной группе «BDNF, 0,1 нг/мл» нейротропный эффект в группе «BDNF, 1 нг/мл» в ответ на добавление развивался быстрее. Аппликация BDNF, 10 нг/мл не вызывала дальнейшего увеличения длительности сетевой пачки. Важно отметить, что характерным проявлением нейротропного действия BDNF явилось повышение эффективности синапической передачи в зрелой нейронной сети гиппокампа и усиление синхронизации нейронов при их включении в сетевую активность. Доказательством этого предположения послужило изменение паттерна активации сетевой пачки. Время появления спайка в составе сетевой пачки зависело от концентрации добавляемого нейротрофического фактора. Наибольший эффект отмечен в группе культур «BDNF, 10 нг/мл», в которой среднее время появления спайков было минимальным по сравнению с другими опытными группами.

Схожая динамика изменений в ответ на аппликацию BDNF происходила и на 21 DIV. Однако по сравнению с 14 DIV модулирущий эффект развивался несколько медленнее. Увеличение длительности малой сетевой пачки импульсов показано с 20-й минуты после добавления нейротрофического фактора в концентрации 1 нг/мл. Спустя сутки после аппликации нейротрофина спайковая активность культур возвращалась к исходным значениям, однако функциональные характеристики сетевой пачки импульсов модифицировались в сторону уменьшения времени возникновения первых спайков в сетевой пачке импульсов и общей синхронизации работы нейронов. Для культур с добавлением BDNF в концентрации 0,1 нг/мл спонтанная биоэлектрическая активность существенно не изменялась.

Таким образом, можно предположить, что полученный нейротропный эффект в ответ на добавление нейротрофического фактора связан с метаболическими процессами, опосредованными запуском сигнальных каскадов при взаимодействии BDNF с рецептором TrkB (Caldeira M.V. et al., 2007, Porcher C. et al., 2011). Для реализации данных реакций необходимо наличие сформированных зрелых синаптических контактов в нейронной сети. Этим объясняется отсутствие изменений в спонтанной спайковой активности диссоциированных культур при добавлении нейротрофина на 7 DIV, поскольку на данном сроке развития нейронная сеть находится на стадии формирования с преобладанием электрических синапсов и отсутствием полноценных химических синаптических контактов (Широкова и др., 2013).

21 DIV является заключительным этапом формирования нейронных сетей, в структуре которых начинают преобладать химические синапсы, обеспечивающие пластичность диссоциированных культур (Широкова и др., 2013), и стабильного проявления нейротропного эффекта BDNF, заключающегося в транзиторном увеличении длительности сетевой пачечной активности и повышении синхранизации активности нейронов в составе спонтанной сетевой пачки.

Дальнейшие исследования были направлены на изучение антигипоксических и нейропротекторных свойств нейротрофического фактора BDNF. В проведенных экспериментах in vitro было показано, что 10-минутная нормобарическая гипоксия вызывает обратимое ингибирование спонтанной биоэлектрической активности диссоциированных культур гиппокампа. Через 2-3 минуты после начала гипоксии наблюдалось снижение количества сетевых пачек импульсов и количества спайков в пачке практически до полного их отсутствия. Депрессия активности нейронной сети не была вызвана гибелью нейронов, так как количество жизнеспособных нейронов оставалось на догипоксическом уровне.

Реоксигенация после 10 минутной гипоксии вызывала резкую активация биоэлектрической активности нейронов после 7-минутного периода молчания. Паттерн спонтанной биоэлектрической активности изменялся за счет 2-х кратного увеличения количества малых сетевых пачек и числа спайков в пачке. Однако уже через 2 часа после реоксигенации происходило последующе необратимое снижение спонтанной биоэлектрической активности, сохраняющееся длительное время на протяжении всего наблюдаемого постгипоксического периода. Снижение сетевой пачечной активности диссоциированных культур почти в 5 раз свидетельствовало о редукции синаптических контактов вследстве гибели функционально активных нейронов. Действительно, уже первые трое суток после моделирования нормобарической гипоксии количество мертвых клеток возрастало в 4,2 раза.

Превентивное применение BDNF в концентрации 1 нг/мл за 20 минут до моделирования нормобарической гипоксии предупреждало резкое снижение активности нейронов при кислородной депривации, сохраняя сетевую пачечную активность культур диссоциированных клеток гиппокампа на минимальном функциональном уровне во время гипоксии с дальнейшим быстрым восстановлением в реперфузионном периоде. Следует отметить, что быстрое восстановление активности нейронов в реперфузионном периоде в группах с превентивным применением BDNF не сопровождалось массивной гибелью нейронов, количество мертвых клеток в диссоциированных культурах с BDNF в постгипоксическим периоде было меньше, чем в контроле в 2 раза.

Антигипоксическое защитное действие BDNF в условиях острого кислородного голодания, зависело от активности тирозинкиназных рецепторов В и, вероятно, обусловлено сохранением окислительного фосфорилирования как основной функции митохондриальной дыхательной системы клеток. Данное предположение основано на проведенных экспериментах in vitro Маркхама с соавторами, изучающих действие BDNF на метаболизм кислорода в митохондриях мозга мышей. Было показано, что в случае инкубации с синаптосомами эффект BDNF выражался в повышении респираторного контрольного индекса (Respiratory control index, RCI). Данный параметр отражает эффективность митохондриальной дыхательной цепи, синтеза АТФ и целостности органеллы (Markham A. et al., 2004, 2012).

Таким образом, способность BDNF положительно влиять на метаболические процессы и эффективность утилизации кислорода в головном мозге демонстрирует исключительную его важность как компонента антигипоксической системы защиты клеток, способного повышать выживаемость нейронов и сохранять функциональность нейронных сетей в условиях гипоксии при активации тиразинкиназных рецепторов В (TrkB).

На следующем этапе работы изучались антигипоксические свойства нейротрофического фактора BDNF в условиях острой гипобарической гипоксии взрослого животного. В проведенных экспериментах in vivo было установлено, что острая кислородная недостаточность существенно влияет на поведенческие и жизненно важные показатели животных. В контрольной группе особей показана низкая устойчивость особей к воздействию ОГБГ и высокий процент смертности. Мыши находились в барокамере наименьший период времени, а выжившие особи после «спуска» с моделируемой высоты имели наиболее продолжительный период восстановления позы.

Превентивное применение нейротрофического фактора BDNF в дозах 4 мкг/кг и 40 мкг/кг повышало устойчивость особей к условиям острой гипобарической гипоксии. В опытных группах отмечались высокие показатели времени жизни на высоте, достоверно отличавшиеся от контрольных значений. Среди всех животных, подвергшихся ОГБГ, в группе BDNF (4 мкг/кг) установлен максимальный период жизни на «мертельной площадке». Тж особей с интраназальной инъекцией BDNF (40 мкг/кг) сопоставимо с показателями группы сравнения. У животных с превентивным применением антигипоксанта Реамберина и у мышей с инъекцией BDNF (40 мкг/кг) обнаружено равное количество среднеустойчивых и высокоустойчивых животных, а процент высокоустойчивых особей в группе BDNF (4 мкг/кг) на 20% превышал показатели группы сравнения. В группе особей BDNF (40 мкг/кг), наблюдалась тенденция к сохранению позы на «смертельной площадке» более длительный период времени по сравнению с другими опытными группами. У 62,5% особей с инъекцией BDNF (4 мкг/кг) время, затраченное на восстановление позы после спуска с моделируемой высоты, достоверно отличалось от показателей как группы с инъекцией антигипоксанта, так и контрольной группы.

Следовательно, проведенные эксперименты in vivo подтверждают полученные результаты in vitro, доказывая факт, что нейротрофический фактор BDNF обладает выраженными антигипоксическими свойствами. Выявленное влияние BDNF на выживаемость и поведенческие показатели животных указывает на потенциальную эффективность его применения как антигипоксанта в условиях острой гипобарической гипоксии наравне с применением известного антигипоксанта препарата Реамберин.

Кроме этого, с помощью отсроченного тестирования в «водном лабиринте Морриса» была проведена оценка действия BDNF на сохранение следов долговременной памяти после моделирования острой гипобарической гипоксии. Выявлено, что воздействие ОГБГ приводило к нарушению процессов воспроизведения долговременной памяти у мышей. Применение антигипоксанта Реамберина также не способствовало сохранению следов долговременной памяти. Показатели оКс опытных групп BDNF (4 мкг/кг, 40 мкг/кг) не только не отличались от значений интактных животных (как в случае с BDNF 4 мкг/кг), но и превышали их в среднем на 5% (BDNF 40 мкг/кг). Более того, превентивное применение BDNF (40 мкг/кг) не только предотвращало возможное ухудшение пространственной памяти после воздействия ОГБГ, но и способствовало ее закреплению.

После воздействия ОГБГ происходили существенные изменения в выборе стратегии поиска платформы. У контрольных особей обнаружено наибольшее количество мышей с отрицательным результатом поиска платформы (23,26%). Наибольшее количество животных с внутрибрюшинной инъекцией Реамберина не опиралось на предыдущий опыт, и осуществляли хаотический поиск цели (37,7%).

Интраназальное применение нейротрофического фактора BDNF (4 мкг/кг, 40 мкг/кг) способствовало сохранению стратегии поиска платформы в лабиринте. В данных опытных группах направленное перемещение к месту, где ранее располагалась платформа, являлось основной тактикой поведения особей в бассейне. Доля мышей, использовавших предшествующий опыт обучения в водном лабиринте и избравших тактику активного поиска платформы, оказалась выше, чем в интактной группе и составила 33,3% (для группы BDNF, 40 мкг/кг) и 37,5% (для группы BDNF, 4 мкг/кг). Животных с неудачным поиском платформы в обеих группах не обнаружено.

Следовательно, BDNF обладает не только антигипоксическим, но и, возможно, ноотропным эффектом, проявляющимся в эксперименте in vivo в сохранении стратегии поиска платформы, включающей выбор оптимальной тактики поиска платформы с наименьшими затратами времени для достижения цели. Механизм возможного ноотропного действия остается открытым и требует дальнейшего изучения.

Таким образом, изучение нейротрофического фактора головного мозга BDNF является актуальной задачей современной биологии в связи с весомым вкладом данного белка в регуляцию процессов функциональной активности зрелого мозга человека и животных. Всестороннее изучение структуры, функций и механизмов действия BDNF позволит расширить представление о деятельности мозга, а также углубить знания о адаптационно-компенсаторных реакциях, развивающихся при воздействии стресс факторов (гипоксия, ишемия, токсины и др.). Широкая распространенность гипоксических состояний среди заболеваний человека диктует необходимость изучения эндогенных механизмов антигипоксической защиты, включающихся в условиях сниженного содержания кислорода, а также поиска путей их стимуляции при недостаточности путем фармакологического воздействия.

Поскольку BDNF обладает выраженными нейропротекторными и антигипосическими свойствами, и, возможно, ноотропными свойствами вследствие повышения эффективности синаптической передачи импульсов по нейронным сетям, его применение в качестве лекарственного средства вполне может свести к минимуму возможность развития побочных эффектов при действии гипоксии и обеспечить восстановление нейронных сетей в постгипоксическом периоде.

ВЫВОДЫ

1. BDNF (0,1 нг/мл, 1нг/мл и 10 нг/мл) обладает дозозависимым нейротропным действием на спонтанную биоэлектрическую активность только зрелых нейронных сетей культур диссоциированных клеток гиппокампа, начиная с 14 дня развития in vitro;

2. Нейротропное действие BDNF проявляется в увеличении длительности сетевой пачечной активности при отсутствии изменений в количестве спайков и уменьшении времени появления первых спайков нейронов при формировании спонтанной сетевой пачки. Нейротропный эффект BDNF наступает с задержкой в 10-15 мин, имеет транзиторный характер длительностью не менее 10 мин на 14-й день развития in vitro и не менее 2-х часов на 21-й день развития in vitro;

3. BDNF обладает антигипоксическими свойствами при моделировании острой гипоксии in vitro, наиболее выраженными при аппликации нейротрофического фактора в концентрации 1 нг/мл за 20 мин до острой нормобарической гипоксии, и проявляющимися в сохранении спонтанной сетевой активности нейронов во время острой гипоксии;

4. Превентивное применение BDNF в концентрации 1 нг/мл предупреждает снижение спайковой активности диссоциированных нейронов гиппокампа в составе сети in vitro в отдаленном постгипоксическом периоде за счет уменьшения постгипоксической гибели нейронов, поддерживает синхранизацию активности нейронов в составе сети при формировании спонтанной сетевой пачки;

5. Антигипоксическое действие BDNF реализуется через тирозинкиназные рецепторы В (TrkB);

6. Антигипоксическое действие BDNF, выявленное на клеточном уровне in vitro, подтверждено при моделировании острой гипобарической гипоксии in vivo. Превентивное интраназальное введение BDNF, 4 мкг/кг и 40 мкг/кг способствует повышению устойчивости животных к гипоксии на 40%, а также сохранению следов долговременной пространственной памяти, двигательной и исследовательской активности в постгипоксическом периоде.

СПИСОК ЛИТЕРАТУРЫ

Агрба Е.А., Мухина И.В. Пространственно-временная характеристика нейросетевой активности первичных культур гиппокампа // Вестник Нижегородского университета им. Н.И. Лобачевского. 2013. №4 (1). С. 139-144.

Анохин К.В., Бурцев М.С., Зарайская И.Ю., Лукашев А.О., Редько В.Г. Проект "Мозг Анимата": разработка модели адаптивного поведения на основе теории функциональных систем // 8-ая Национальная конференция по искусственному интеллекту с международным участием. М.: Физматлит. 2002. С. 781-789.

Буреш Я., Бурешова О., Хьюстон Д. Методики и основные эксперименты по изучению мозга и поведения. М., Высш. шк. 1991.-399с.

Ведунова М.В., Сахарнова Т.А., Митрошина Е.В., Мухина И.В. Антигипоксические свойства нейротрофического фактора головного мозга при моделировании гипоксии в диссоциированных культурах гиппокампа // Современные технологии в медицине. 2012. №4. С. 17-23.

Ведунова М.В., Митрошина Е.В., Сахарнова Т.А., Бобров М.Ю., Безуглов В.В., Хаспеков Л.Г., Мухина И.В. Влияние N-арахидоноилдофамина на функционирование нейронной сети первичной культуры гиппокампа при моделировании гипоксии // Бюллетень экспериментальной биологии и медицины. 2013. 156 №10. С. 447-451.

Гланц С. Медико-биологическая статистика. М., Практика. 1999. 462с.

Гомазков О.А. Нейротрофическая регуляция и стволовые клетки мозга. М.: Икар, 2006. 331 с.

Гомазков О.А. Cтарение мозга и нейротрофическая терапия. М.: Икар, 2011. 92 с.

Гусев Е.И., Скворцова В.И., Стаховская Л.В. Проблема инсульта в Российской Федерации: время активных совметных действий // Журнал неврологии и психиатрии. 2007. № 8. С. 4-10.

Дривотинов Б.В., Гарустович Т.К., Гарустович Л.В., Сайрам Н. Прогнозирование возникновения осложнений и ранняя диагностика осложнений ишемического инсульта // Ишемия мозга. Материалы Международного Симпозиума. СПб., 1997. С. 139-140.

Колчинская А.З. Анализ гипоксических состояний и метода их коррекции с позиции теории систем // Гипоксия. Механизмы, адаптация, коррекция. Материалы Всерос. Конференции. М. 1997. C. 59-60.

Лебедев Р.Д., Бурцев М.С. Кластеризация пачек спонтанной активности нейрональной культуры // Сб. научных трудов Всероссийской научно-технической конференции "Нейроинформатика 2010": в 2-х частях, Ч. 1. М.: НИЯУ МИФИ, 2010. С. 296-303.

Лукьянова Л.Д. Митохондриальная дисфункция - типовой патологический процесс, молекулярный механизм гипоксии // В кн.: Проблемы гипоксии: молекулярные, физиологические и медицинские аспекты. Под ред. Лукьяновой Л.Д. и Ушакова И.Б. М.: Истоки, 2004. 590с.

Лукьянова Л.Д., Дудченко A.M., Цыбина Т.А., Германова Э.Л. Регуляторная роль митохондрий при гипоксии и их взаимодействие с транскрипционной активностью. // Вестник РАМН. 2007. №2. С. 3-13.

Лукьянова Л.Д., Германова Э.Л., Цыбина T.A., Копаладзе Р.А., Дудченко A.M. Эффективность и механизм действия различных типов гипоксических тренировок. Возможность их оптимизации. // Патогенез. 2008. Т. 6 ( № 3). С. 32-36.

Лурье Ю.Ю. Унифицированные методы анализа вод. М.: Химия, издание 2-е исправленное. 1973. 376 с.

Методические рекомендации по экспериментальному изучению препаратов, предлагаемых для клинического изучения в качестве антигипоксических средств /под ред. Лукьяновой Л.Д. - М., 1990. - 18 с.

Мухина И.В., Казанцев В.Б., Хапеков Л.Г., Захаров Ю.Н., Ведунова М.В., Митрошина Е.В., Коротченко С.А., Корягина Е.А. Мультиэлектродные матрицы - новые возможности в исследовании пластичности нейрональной сети // Современные технологии в медицине. 2009. № 1. С. 8-15.

Никонов В.В., Павленко А.Ю. Метаболическая терапия гипоксических состояний // Журнал « Медицина неотложных состояний». 2009. 3-4 (22-23).

Новиков В.Е., Арбаева М.В., Парфенов Э.А. Влияние антигипоксанта пQ226 на поведение мышей в «открытом поле» // Психофармакология и биологическая наркология. 2005. Т. 5. вып. 3. С. 979-983.

Самойлов М.О., Семенов Д.Г., Тюлькова Е.И., Рыбникова Е.А., Ватаева Л.А., Глущенко Т.С., Строев С.А., Миллер О.Л. В кн.: Проблемы гипоксии: молекулярные, физиологические и медицинские аспекты. Под ред. Лукьяновой Л.Д. и Ушакова И.Б. М.: Истоки, 2004. 590с.

Сахарнова Т.А., Ведунова М.В., Мухина И.В. Нейротрофический фактор головного мозга (BDNF) и его роль в функционировании центральной нервной системы // Нейрохимия. Т. 24. № 4. 2012. С. 269-277.

Султанов В.С., Зарубина И.В., Шабанов П.Д. Церебропротекторные и энергостабилизирующие эффекты полиренольного препарата ропрена при ишемии головного мозга у крыс // Обзоры по клин. фармакол. и лек. терапии. 2010. Т.8(3). С. 31-47.

Худякова Н.А., Баженова Т.В. Поведенческая активность линейных и нелинейных мышей разных цветовых вариаций в тесте «Открытое поле» // Вестник Удмуртского Университета. 2012. № 2. С. 89-93.

Чеснокова Н.П., Понукалина Е.В., Бизенкова М.Н. Современные представления о патогенезе гипоксий. Классификация гипоксий и пусковые механизмы их развития // Современные наукоемкие технологии. 2006. №5. С. 23-27.

Шахламов В.А., Сороковой В.И. Реакция клеток на гипоксию // Архив анатомии, гистологии и эмбриологии. 1983. Т.85(7). С. 12-25.

Широкова О.М., Фрумкина Л.Е., Ведунова М.В., Митрошина Е.В., Захаров Ю.Н., Хаспеков Л.Г., Мухина И.В. Морфофункциональные закономерности развития нейронных сетей диссоциированных культур гиппокампа in vitro // Журнал Современные технологии в медицине. 2013. №2. С. 6-13.

Шляхто Е.В., Баранцевич Е.Р., Щербак Н.А., Галагудза М.М. Молекулярные механизмы формирования ишемической толерантности головного мозга. Часть 1. // Вестник РАМН. 2012. №6. С. 42-50.

Шляхто Е.В., Баранцевич Е.Р., Щербак Н.А., Галагудза М.М. Молекулярные механизмы формирования ишемической толерантности головного мозга. Часть 2. // Вестник РАМН. 2012. №7. С. 20-29.

Aguado T., Romero E., Monory K., Palazuelos J., Sendtner M., Marsicano G., Lutz, B., Guzman M., Galve-Roperh I. The CB1 cannabinoid receptor mediates excitotoxicity-induced neural progenitor proliferation and neurogenesis // J. Biol. Chem. 2007. V. 282(33). P. 23892-23898.

Alderson R.F., Curtis R., Alterman A.L., Lindsay R.M., DiStefano P.S. Truncated TrkB mediates the endocytosis and release of BDNF and neurotrophin-4/5 by rat astrocytes and schwann cells in vitro // Brain Res. 2000. V. 871(2). P. 210-222.

Almeida R.D., Manadas B.J., Melo C.V., Gomes J.R., Mendes C.S., Graos M.M., Carvalho R.F., Carvalho A.P., Duarte C.B. Neuroprotection by BDNF against glutamate-induced apoptotic cell death is mediated by ERK and PI3-kinase pathways // Cell death and differentiation. 2005. V. 12(10). P. 1329-1343.

Alonso M., Vianna M.R., Depino A.M., Mello e Souza T., Pereira P., Szapiro G., Viola H., Pitossi F., Izquierdo I., Medina J.H. BDNF-triggered events in the rat hippocampus are required for both short- and long-term memory formation // Hippocampus. 2002. V. 12(4). P. 551-560.

Aptowicz C.O., Kunkler P.E., Kraig R.P. Homeostatic plasticity in hippocampal slice cultures involves changes in voltage-gated Na+ channel expression // Brain Res. 2004. 998(2): 115-163.

Araki R., Nashito I. Multicomponent analysis of near-in-frared spectra of rat heard // Adv. Exp. Med. and Biol. 1989. V.248. P. 11-20.

Arthur J.S.C., Fong A.L., Dwyer J.M., Davare M., Reese E., Obrietan K., Impey S. Mitogen- and stress-activated protein kinase 1 mediates cAMP response element-binding protein phosphorylation and activation by neurotrophins // J. Neurosci. 2004. V. 24(18). P. 4324-4332.

Balkowiec A., Kunze D.L., Katz D.M. Brain-derived neurotrophic factor acutely inhibits AMPA-mediated currents in developing sensory relay neurons // J. Neurosci. 2000. V. 20(5). P. 1904-1911.

Barbacid M. The Trk family of neurotrophin receptors // J. Neurobiol. 1994. V. 25(11). P. 1386-1403.

Barde Y.A., Edgar D., Thoenen H. Purification of a new neurotrophic factor from mammalian brain // EMBRO J. 1982. V. 1(5). P. 549-553

Barnabe-Heider F., Miller F.D. Endogenously produced neurotrophins regulate survival and differentiation of cortical progenitors via distinct signaling pathways // J. Neurosci. 2003. V. 23(12). P. 5149-5160.

Bath K.G., Lee F.S. Variant BDNF (Val66Met) impact on brain structure and function // Cogn Affect Behav Neurosci. 2006. V. 6(1). P. 79-85.

Behar T.N., Li Y.X., Tran H.T., Ma W., Dunlap V., Scott C., Barker J.L. GABA stimulates chemotaxis and chemokinesis of embryonic cortical neurons via calcium-dependent mechanisms // J. Neurosci. 1996. V. 16(5). P. 1808-1818.

Bekinschtein P., Cammarota M., Izquierdo I., Medina J.H. BDNF and memory formation and storage // Neuroscientist. 2008. V. 14(2). P. 147-156.

Belhage B., Hansen G.H., Elster L., Schousboe A. Effects of gamma-aminobutyric acid (GABA) on synaptogenesis and synaptic function // Perspect. Dev. Neurobiol. 1998. V. 5(2-3). P. 305-322.

Bidaut-Russell M., Devane W.A., Howlett A.C. Cannabinoid receptors and modulation of cyclic AMP accumulation in the rat brain // J. Neurochem. 1990. V. 55(1). P. 21-26.

Biffo S., Offenhдuser N., Carter B.D., Barde Y.A. Selective binding and internalisation by truncated receptors restrict the availability of BDNF during development // Developmemt. 1995. V. 121(8). P. 2461-2470.

Boehler M., Wheeler B.C., Brewer G.J. Added astroglia promotes greater synapse density and higher activity in neuronal networks // Neuron Glia Biol. 2007. V. 3(2). P. 127-140.

Bonni A., Brunet A., West A.E., Datta S.B., Takasu M.A., Greenberg M.E. Cell survival promoted by the Ras-MAPK signaling pathway by transcription-dependent and -independent mechanisms // Science. 1999. V. 286. P. 1358-1361.

Bramham C.R., Southard T., Sarvey J.M., Herkenham M., Brady L.S. Unilateral LTP triggers bilateral increases in hippocampal neurotrophin and trk receptor mRNA expression in behaving rats: evidence for interhemispheric communication // J. Comp Neurol. 1996. V. 368(3). P. 371-382.

Brunig I., Penschuck S., Berninger B., Benson J., Fritschy J.M. BDNF reduces miniature inhibitory postsynaptic currents by rapid downregulation of GABA(A) receptor surface expression // Eur. J. Neurosci. 2001. V. 13(7). P. 1320-1328.

Caldeira M.V., Melo C.V., Pereira D.B., Carvalho R.F., Carvalho A.L., Duarte C.B. BDNF regulates the expression and traffic of NMDA receptors in cultured hippocampal neurons // Mol Cell Neurosci. 2007. V. 35(2). P. 208-219.

Casaccia-Bonnefil P., Carter B.D., Dobrowsky R.T., Chao M.V. Death of oligodendrocytes mediated by the interaction of nerve growth factor with its receptor p75 // Nature. 1996. V. 383(6602). P. 716-719.

Castren E., Thoenen H., Lindholm D. Brain-derived neurotrophic factor messenger RNA is expressed in the septum, hypothalamus and in adrenergic brain stem nuclei of adult brain and is increased by osmotic stimulation in the paraventricular nucleus // Neurocience. 1995. V. 64(1). P. 71-80.

Castrйn E., Zafra F., Thoenen H., Lindholm D. Light regulates expression of brain-derived neurotrophic factor mRNA in rat visual cortex // Proc Natl Acad Sci USA. 1992. V. 89(20). P. 9444-9448.

Chang S.H., Poser S., Xia Z. A novel role for serum response factor in neuronal survival // J. Neurosci. 2004. V. 24(9). P. 2277-2285.

Chao M.V., Bothwell M. Neurotrophins: to cleave or not to cleave // Neuron. 2002. V. 33 (1). P. 9-12.

Chen A., Xiong L-J., Tong Y., Mao M. The neuroprotective roles of BDNF in hypoxic ischemic brain injury // Biomedical reports. 2013. V. 1. P. 167-176.

Cheng Q., Yeh H.H. Brain-derived neurotrophic factor attenuates mouse cerebellar granule cell GABA(A) receptor-mediated responses via postsynaptic mechanisms // J. Physiol. 2003. V. 548(3). P. 711-721.

Chien C.B, Pine J. Voltage-sensitive dye recording of action potentials and synaptic potentials from sympathetic microcultures // Biophys. J. 1991. V. 60(3). P. 697-711.

Choi J.S., Kim J.A., Joo C.K. Activation of MAPK and CREB by GM1 induces survival of RGCs in the retina with axotomized nerve // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2003. V. 44(4). P. 1747-1752.

Climent E., Sancho-Tello M., Miсana R., Barettino D., Guerri C. Astrocytes in culture express the full-length Trk-B receptor and respond to brain derived neurotrophic factor by changing intracellular calcium levels: effect of eyhanol exposure in rats // Neurosci Lett. 2000. V. 288(1). P. 53-56.

Croll S.D., Suri C., Compton D.L., Simmons M.V., Yancopoulos G.D., Lindsay R.M., Wiegand S.J., Rudge J.S., Scharfman H.E. Brain-derived neurotrophic factor transgenic mice exhibit passive avoidance deficits, increased seizure severity and in vitro hyperexcitability in the hippocampus and entorhinal cortex // Neuroscience. 1999. V. 93. P. 1491-1506.

Сunha C., Brambilla R., Tomas K.L. A simple role for BDNF in learning and mamory? // Frontiers in Molecular Neuroscience. 2010. V.3:1. doi: 10.3389/neuro.02.001.2010.

Davies P., Anderton B., Kirsch J., Konnerth A., Nitsch R., Sheetz M. First one in, last one out: thr role of gabaergic transmission in generation and degeneration // Prog. Neurobiol. 1998. V. 55(6). P. 651-658.

Dechant G., Barde Y.A. The neurotrophin receptor p75 (NTR): novel functions and implications for diseases of the nervous system // Nat Neurosci. 2002. V. 5(11). P. 1131-1136.

Demarse T.B., Wagenaar D.A., Blau A.W., Potter S.M. The neurally controlled animat: biological brains acting with simulated bodies // Auton. Robots. 2001. V. 11(3). P. 305-310.

D'Hooge R. and De Deyn P.P. Application for the Morris water maze in the study of learning and memory // Brain Res. Rev. 2001; V. 36(1). Р. 60-90.

Dias B.G., Banerjee S.B., Duman R.S., Vaidya V.A. Differential regulation of brain derived neurotrophic factor transcripts by antidepressant treatments in the adult rat brain // Neuropharmacology. 2003. V. 45 (4). P. 553-563.

Dirnagl U., Becker K., Meisel A. Preconditioning and tolerance against cerebral ischaemia: from experimental strategies to clinical use // Lancet Neurol. 2009. V. 8(4). P. 398-412.

Downward J. PI 3-kinase, Akt and cell survival // Semin Cell Dev. Biol. 2004. V.15(2). P. 177-182.

Edelman E., Lebmann V., Brigadski T. Pre- and postsynaptic twists in BDNF secretion and action in synaptic plasticity // Neuropharmacology. 2014. V.76. P. 610-627. doi: 10.1016/j.neuropharm.2013.05.043.

Egan M.F., Kojima M., Callicott J.H., Goldberg T.E., Kolachana B.S., Bertolino A., Zaitsev E., Gold B., Goldman D., Dean M., Lu B., Weinberger D.R. The BDNF val66met polymorphism affects activity-dependent secretion of BDNF and human memory and hippocampal function // Cell. 2003. V. 112(2). P. 257-269.

Eide F.F., Vining E.R., Eide B.L., Zang K., Wang X.Y., Reichardt L.F. Naturally occurring truncated trkB receptors have dominant inhibitory effects on brain-derived neurotrophic factor signaling // J. Neurosci. 1996. V. 16(10). P. 3123-3129.

Elkabes S., DiCicco-Bloom E.M., Black I.B. Brain microglia/macrophages express neurotrophins that selectively regulate microglial proliferation and function // J. Neurosci. 1996. V. 16(8). P. 2508-2521.

Esposito D., Patel P., Stephens R.M., Perez P., Chao M.V., Kaplan D.R., Hempstead B.L. The cytoplasmic and transmembrane domains of the p75 and TrkA receptors regulate high affinity binding to nerve growth factor // J. Biol Chem. 2001. V. 276(35). P. 32687-32695.

Farrant M., Kaila K. The cellular, molecular and ionic basis of GABA(A) receptor signaling // Prog Brain Res. 2007. V. 160. P. 59-87.

Ferenz K.B., Gast R.E., Rose K., Finder I.E., Hasche A., Krieglstein J. Nerve growth factor and brain-derived neurotrophic factor but not granulocyte colony-stimulating factor, nimodipine and dizocilpine, require ATP for neuroprotective activity after oxygen-glucose deprivation of primary neurons // Brain Research. 2012. V. 1448. P. 20-26. doi: 10.1016/j.brainres.2012.02.016.

Ferrer I., Marнn C., Rey M.J., Ribalta T., Goutan E., Blanco R., Tolosa E., Martн E. BDNF and full-length and truncated TrkB expression in Alzheimer disease. Implications in therapeutic strategies // J. Neuropathol Exp Neurol. 1999. V.58(7). P. 729-739.

Ferrini F., De Koninck Y. Microglia control neuronal network excitability via BDNF signaling // Neural plasticity. 2013. V. 2013: 429815. doi: 10.1155/2013/429815.

Figurov A., Pozzo-Miller L.D., Olafsson P., Wang T., Lu B. Regulation of synaptic responses to high-frequency stimulation and LTP by neurotrophins in the hippocampus // Nature. 1996. V. 381(6584). P. 706-709.

Frade J.M., Rodriguez-Tebar A., Barde Y.A. Induction of cell death endogenous nerve growth factor through its p75 receptor // Nature. 1996. V. 383(6596). P. 166-168.

Frisen J., Verge V.M., Fried K., Risling M., Persson H., Trotter J, Hцkfelt T., Lindholm D. Characterization of glial trkB receptors: differential response to injury in the central and peripheral nervous systems // Proc Natl Acad Sci USA. 1993. V. 90(11). P. 4971-4975.

Fryer R.H., Kaplan D.R., Kromer L.F. Truncated trkB receptors on nonneuronal cells inhibit BDNF-induced neurite outgrowth in vitro // Exp Neurol. 1997. V. 148(2). P. 616-627.

Fukuda H., Yasuda H., Shimokawa S., Tamura M. The oxygen dependence of the energy state of cardiac tissue: 31P-NMR and optical measurement of myoglobin in perfused rat heart // Adv. Exp. Med. Biol. 1989. V. 248. P. 531-573.

Ganguly K., Schinder A.F., Wong S.T., Poo M. GABA itself promotes the developmental switch of neuronal GABAergic responses from excitation to inhibition // Cell. 2001. V. 105(4). P. 521-532.

Georgiev D.D., Taniura H., Kambe Y., Yoneda Y. Crosstalk between brain-derived neurotrophic factor and N-methyl-D-aspartate receptor signaling in neurons // Biomed Rev. 2008. V.19. P. 17-27.

Grande I., Fries G.R., Kunz M., Kapczinski F. The role of BDNF as a mediator of neuroplasticity in bipolar disoder // Psychiatry Investig. 2010. V. 7(4). P. 243-250.

Gross G.W., Kovalski J.M. Origins of activity patterns in self-orgaizing neuronal networks in vitro // J. Intell. Mater. Syst. Struct. 1999. V. 10. P. 558-564.

Haapasalo A., Koponen E., Hoppe E., Wong G., Castrйn E. Truncated trkB.T1 is dominant negative inhibitor of trkB.TK+-mediated cell survival // Biochem Biophys Res Commun. 2001. V. 280(5). P. 1352-1358.

Haapasalo A., Sipola I., Larsson K., Akerman K.E., Stoilov P., Stamm S., Wong G., Castren E. Regulation of TRKB surface expression by brain-derived neurotrophic factor and truncated TRKB isoforms // J. Biol Chem. 2002. V. 277(45). P. 43160-43167.

Hall J., Thomas K.L., Everitt B.J. Rapid and selective induction of BDNF expression in the hippocampus during contextual learning // Nat Neurosci. 2000. V. 3(6). P. 533-535.

Ham M.I., Bettencourt L.M., McDaniel F.D., Gross G.W. Spontaneous coordinated activity in cultured networks: analysis of multiple ignition sites, primary circuits, and burst phase delay distributions // Journal of Computational Neuroscience. 2008. V. 24(3). P. 346-357.

Han B.N., Holtzman D.M. BDNF protects the neonatal brain from hypoxic-ischemic injury in vivo via the ERK pathway // J. Neurosci. 2000. V. 20(15). P. 5775-5781.

Hashimoto R., Takei N., Simazu K., Christ L., Lu B., Chuang D.M. Lithium induces brain-derived neurotrophic factor and activates TrkB in rodent cortical neurons: an essential step for neuroprotection against glutamate excitotoxicity // Neuropharmacology. 2002. V. 43(7). P. 1173-1179.

Haydar T.F., Wang F., Schwartz M.L., Rakic P. Differential modulation of proliferation in the neocortical ventricular and subventricular zones // J. Neurosci. 2000. V. 20(15). P. 5764-5774.

Hensch T.K., Stryker M.P. Columnar architecture sculpted by GABA circuits in developing cat visual cortex // Science. 2004. V. 303(5664). P. 1678-1681.

Hetman M., Gozdz A. Role of extracellular signal regulated kinases 1 and 2 in neuronal survival // Eur. J. Biochem. 2004. V. 271. P. 2050-2055.

Hetman M., Kanning K., Cavanaugh J.E., Xia Z.G. Neuroprotection by brain-derived neurotrophic factor is mediated by extracellular signalregulated kinase and phosphatidylinositol 3-kinase // J. Biol. Chem. 1999. V. 274(32). P. 22569-22580.

Howells D.W., Porritt M.J., Wong J.Y., Batchelor P.E., Kalnins R., Hughes A.J., Donnan G.A. Reduced BDNF mRNA expression in the Parkinson's disease substancia nigra // Exp Neurol. 2000. V. 166(1). P. 127-135.

Huber K.M., Sawtell N.B., Bear M.F. Brain-derived neurotrophic factor alters the synaptic modification threshold in visual cortex // Neuropharmacology. 1998. V. 37(4-5). P. 571-579.

Inglefield J.R., Mundy W.R., Meacham C.A., Shafer T.J. Identification of calcium-dependent and -independent signaling pathways involved in polychlorinated biphenyl-induced cyclic AMP-responsive elementdi-binding protein phosphorylation in developing cortical neurons // Neuroscience. 2002. V. 115(2). P. 559-573.

Irving E.A., Bamford M. Role of mitogen- and stress-activated kinases in ischemic injury // J. Cereb. Blood Flow Metab. 2002. V. 22(6): 631-647.

Ishibashi H., Hihara S., Takahashi M., Heike T., Yokota T., Iriki A. Tool-use learning induces BDNF expression in a selective portion of monkey anterior parietal cortex // Brain Res Mol Brain Res. 2002. V. 102(1-2). P. 110-112.

Jain V., Baitharu I., Prasad D., Ilavazhagan G. // Enriched environment prevents hypobaric hypoxia iduced memory impairment and neurodegeneration: role of BDNF/PI3K/GSK3в pathway coupled with CREB activation // Plos one. 2013 V.8(5): e62235. doi: 10.1371/journal.pone.0062235.

Jiang Y., Wei N., Zhu J., Lu T., Chen Z., Xu G., Liu X. Effects of brain-derived neurotrophic factor on local inflammation in experimental stroke of rat // Mediators of Inflammation. 2010. V. 2010: 372423. P. 1-10.

Jiang Y., Wei N., Lu T., Zhu J., Xu G., Liu X. Intranasal brain-derived neurotrophic factor protects brain from ischemic insult via modelling local inflammation in rats. Neuroscience. 2011. V.172. P. 398-405.

Jones K.R., Reichardt L.F. Molecular cloning of a human gene that is a member of the nerve growth factor family // Proc. Natl. Acad. Sci. U.S.A. 1990. V. 87(20). P. 8060-8064.

Kamioka H., Jimbo Y., Charlety P.J., Kawana A. Planar electrode arrays for long-term measurement of neuronal firing in cultured cortical slices // Cellular Eng. 1997. V. 2. P. 148-153.

Khaspekov L.G., Brenz Verca M.S., Frumkina L.E., Hermann H., Marsicano G., Lutz B. Involvement of brain-derived neurotrophic factor in cannabinoid receptor-dependent protection against excitotoxicity // Eur.Neuroci. 2004. V. 19(7). P. 1691-1698.

Khazipov R., Leinekugel X., Khalilov I., Gaiarsa J.L., Ben-Ari Y. Synchronization of GABAergic interneuronal network in CA3 subfield of neonatal rat hippocampal slices // J. Physiol. 1997. V. 498(3). P. 763-772.

Kim H., Li Q., Hempstead B.L., Madri J.A. Paracrine and autocrine functions of Brain-derived neurotrophic factor (BDNF) and Nerve growth factor (NGF) in brain-derived endothelial cells // The Journal of Biological Chemistry. 2004. V.279(32). P. 33538-33546.

Kraig R.P., Pulsinelly W.A., Plum F. Carbonic acid buffer changes during complete brain ischemia // Am J Physiol. 1986. Vol. 250. P. 348-357.

Larsen E.C., Hatcher G.F., Adibhatla R.M. Effects of D609 on phospholipid metabolism and cell death during oxygen-glucose deprivation in PC12 cells // Neuroscience. 2007. V. 146(3). P. 946-961.

Leal G., Comprido D., Duarte C.B. BDNF-induced local protein synthesis and synaptic plasticity // Neuropharmacology. 2014. V.76. P. 639-656. doi: 10.1016/j.neuropharm.2013.04.005.

Lee F.S., Kim A.H., Khursigara G., Chao M.V. The uniqueness of being a neurotrophin receptor // Neurobiol. 2001. V. 11(3). P. 281-286.

Lee R., Kermani P., Teng K.K., Hempstead B.L. Regulation of cell survival by secreted proneurotrophins // Science. 2001. V. 294(5548). P. 1945-1948.

Leibrock J., Lottspeich F., Hohn A., Hofer M., Hengerer B., Masiakowski P., Thoenen H., Barde Y.A. Molecular cloning and expression of brain-derived neurotrophic factor // Nature. 1989. V. 341(6238). P. 149-152.

Leinekugel X., Tseeb V., Ben-Ari Y., Bregestovski P. Synaptic GABAA activation induces Ca2+ rise in pyramidal cells and interneurons from rat neonatal hippocampal slices // J. Physiol. 1995. V. 487(2). P. 319-329.

Levine S. Anoxic-ischemic encephalopathy in rats // Am J Pathol. 1960. V. 36. P. 1-17.

Li Y., Zhou W., Li X., Zeng S., Liu M., Luo Q. Characterization of synchronized bursts in cultured hippocampal neuronal networks with learning training on microelectrode arrays // Biosens Bioelectron. 2007. V. 22(12). P. 2976-2982.

Lin S.Y., Wu K., Levine E.S., Mount H.T., Suen P.C., Black I.B. BDNF acutely increases tyrosine phosphorylation of the NMDA receptor subunit 2B in cortical and hippocampal postsynaptic densities // Brain Res Mol Brain Res. 1998. V. 55(1). P. 20-27.

Lu B. Pro-region of neurotrophins: role in synaptic modulation // Neuron. 2003. V. 39(5). P. 735-738.

Luikart B.W., Nef S., Shipman T., Parada L.F. In vivo role of truncated trkb receptors during sensory ganglion neurogenesis // Neuroscience. 2003. V. 117(4). P. 847-858.

Lukyanova L.D., Dudchenko A.V., Tzybina Т.А., Germanova E.L., Tkatchuk E.N. Mitochondrial signaling in adaptation to hypoxia // Adaptation. Biol. Med. / Lukyanova L, Takeda N., Singal P.- New Delhi, Narosa P.H. 2008. V. 5. P. 245-259.

Madara J.C., Levine E.S. Presynaptic and postsynaptic NMDA receptors mediate distinct effects of brain-derived neurotrophic factor on synaptic transmission // J Neurophysiol. 2008. V. 100(6). P. 3175-3184.

Maddahi A., Edvinsson L. Cerebral ischemia induces microvascular pro-inflammatory cytokine expression via MEK/ERK pathway // Neuroinflammation. 2010. V. 7. P. 32-38.

Madhavan R., Chao Z.C., Potter S.M. Spontaneous bursts are better indicators of tetanus-induced plasticity than responses to probe stimuli // Proceeding of Second International IEEE EMBS Conference on Neural Engineering. 2006. P. 5-8.

Maisonpierre P.C., Le Beau M.M., Espinosa R.., Ip N.Y., Belluscio L., de la Monte S.M., Squinto S., Furth M.E., Yancopoulos G.D. Human and rat brain-derived neurotrophic factor and neurotrophin-3: gene structures, distributions, and chromosomal localizations // Genomics. 1991. V. 10(3). P. 558-568.

Mao M., Wang Z.L., Zhou H., Li S.F., Yu D., Hua J.P. Cellular levels of TrkB and MAPK in the neuroprotective role of BDNF for embryonic rat cortical neurons against hypoxia in vitro // Int. J. Dev. Neurosci. 2005. V. 23 (6). P. 515-521.

Markham A., Cameron I., Bains R., Franklin P., Kiss J.P., Schwendimann L., Gressens P., Spedding M. Brain-derived neurotrophic factor- mediated effects on mitochondrial respiratory coupling and neuroprotection share the same molecular signaling pathways // Europian Journal of Neurosci. 2012. V. 35. P. 366-374.

Markham A., Cameron I., Franklin P., Spedding M. BDNF increases rat brain mitochondrial respiratory coupling at complex I, but not complex II // Eur. J. Neurosci. 2004. V.20(5). P.1189-1196.

Martin J.L., Finsterwald C. Cooperation between BDNF and glutamate in the regulation of synaptic transmission and neuronal development // Commun Integr Biol. 2011. V. 4(1). P. 14-16.

Miyata K., Omori N., Uchino H., Yzmafuchi T., Isshiki A., Shibasaki F. Involvement of the brain-derived neurotrophic factor/TrkB pathway in neuroprotective effect of cyclosporine A in forebrain // Neuroscience. 2001. V. 105(3). P. 571-578.

Mizoguchi Y., Ishibashi H., Nabekura J. The action of BDNF on GABA(A) currents changes from potentiating to suppressing during maturation of rat hippocampal CA1 pyramidal neurons // J. Physiol. 2003. V. 548. P. 703-709.

Mizoguchi Y., Monji A., Kato T., Seki Y., Gotoh L., Horikawa H., Suzuki S.O., Iwaki T., Yonaha M., Hashioka S., Kanba S. Brain-derived neurotrophic factor induced sustained elevation of intracellular Ca2+ in rodent microglia // J. Immunol. 2009. V. 183(12). P. 7778-7786.

Mograbi B., Bocciardi R., Bourget I., Rochet N., Farahi-Far D., Juhel T., Rossi B. Glial cell line-derived neurotrophic factor-stimulated phosphatidylinositol 3-kinase and Akt activities exert opposing effects on the ERK pathway // J. Biol. Chem. 2001. V. 276(48). P. 45307-45319.

Murer M.G., Yan Q., Raisman-Vozari R. Brain-derived neurotrophic factor in the control human brain, and in Alzheimer's disease and Parkinson's disease // Prog Neurobiol. 2001. V. 63(1). P. 71-124.

Nakazawa T., Tamai M., Mori N. Brain-derived neurotrophic factor prevents axotomized retinal ganglion cell death through MAPK and PI3K signaling pathways // Invest. Ophthalmol. Vis. Sci. 2002. V. 439(10). P. 3319-3326.

Namura S., Iihara K., Takam I.S., Kikuchi H., Matsushita K., Moskowitz M.A., Bonventre J.V., Alessandrini A. Intravenous administration of MEK inhibitor U0126 affords brain protection against forebrain ischemia and focal cerebral ischemia // PNAS. 2001. V. 98(20). P. 11569-11574.

Narisawa-Saito M., Iwakura Y., Kawamura M., Araki K., Kozaki S., Takei N., Nawa H. Brain-derived neurotrophic factor regulates surface expression of alpha-amino-3-hydroxy-5-methyl-4-isoxazoleproprionic acid receptors by enhancing the N-ethylmaleimide-sensitive factor/GluR2 interaction in developing neocortical neurons // J. Biol Chem. 2002. V. 277(43). P. 40901-40910.

Neeper S.A., Gуmez-Pinilla F., Choi J., Cotman C. Exercise and brain neurotrophins // Nature. 1995. V. 373(6510). P. 109.

Nguyen T.L., Kim C.K., Cho J.H., Lee K.H., Ahn J.Y. Neuroprotection signaling pathway of nerve growth factor and brain-derived neurotrophic factor against staurosporine induced apoptosis in hippocampal H19-7/IGF-IR // Exp Mol Med. 2010. V. 42(8). P. 583-595.

Nong Y., Huang Y.Q., Salter M.W. NMDA receptors are movin' in // Curr Opin Neurobiol. 2004. V. 14(3). P. 353-361.

Pan L., Song X., Xiang G., Wong A., Xing W., Cheng J. First spike rank order as a reliable indicator of burst initiation and its relation with early-to-fire neurons // IEEE Trans. Biomed. Eng. 2009. V. 56(6). P. 1673-1682.

Park J.Y., Kim E.J., Kwon K.J., Jung Y.S., Moon C.H., Lee S.H., Baik E.J. Neuroprotection by fructose-1,6-bisphosphate involves ROS alterations via p38 MAPK/ERK // Brain Res. 2004. V. 1026 (2). P. 295-301.

Patapoutian A., Reichardt L.F. Trk receptors: mediators of neurotrophin action // Curr Opin Neurobiol. 2001. V. 11(3). P. 272-280.

Patterson S.L., Abel T., Deuel T.A., Martin K.C., Rose J.C., Kandel E.R. Recombinant BDNF rescues deficits in basal synaptic transmission and hippocampal LTP in BDNF knockout mice // Neuron. 1996. V. 16(6). P. 1137-1145.

Patterson S.L., Grover L.M., Schwartzkroin P.A., Bothwell M. Neurotrophin expression in rat hippocampal slices: a stimulus paradigm including LTP in CA1 evokes increases in BDNF and NT-3 mRNAs // Neuron. 1992. V. 9(6). P. 1081-1088.

Phillips H.S., Hains J.M., Armanini M., Laramee G.R., Johnson S.A., Winslow J.W. BDNF mRNA is decreased in the hippocampus of individuals with Alzheimer's disease // Neuron. 1991. V. 7(5). P. 695-702.

Pimashkin A., Kastalskiy I., Simonov A., Koryagina E., Mukhina I., Kazantsev V. Spiking signatures of spontaneous activity bursts in hippocampal cultures // Frontiers in Computational Neuroscience. 2011. 5(46) doi: 10.3389/fncom.2011.00046.

Pine J. Recording action potentials from cultured neurons with extracellular microcircuit electrodes // J. Neurosci. Methods. 1980. V. 2(1). P.19-31.

Porcher C., Hatchett C., Longbottom R.E., McAinch K., Sihra T.S., Moss S.J., Thomson A.M., Jovanovic J.N. Positive feedback regulation between gamma-aminobutyric acid type A (GABA(A)) receptor signaling and brain-derived neurotrophic factor (BDNF) release in developing neurons // J. Biol Chem. 2011. V. 286(24). P. 21667-21677.

Potter S.M., DeMarse T.B. A new approach to neural cell culture for long-term studies // Journal of Neuroscience Methods. 2001. V. 110. P. 17-24.

Regehr W.G., Pine J., Cohan C.S., Mischke M.D., Tank D.W. Sealing cultured neurons to embedded dish electrodes facilitates long-term stimulation and recording // J. Neurosci. Methods. 1989. V. 30(2). P. 91-106.

Roback J.D., Marsh H.N., Downen M., Palfrey H.C., Wainer B.H. BDNF-activated signal transduction in rat cortical glial cells // Eur J Neurosci. 1995. V. 7(5). P. 849-862.

Rocamora N., Welker E., Pascual M., Soriano E. Upregulation of BDNF mRNA expression in the barrel cortex of adult mice after sensory stimulation // J. Neurosci. 1996. V. 16(14). P. 4411-4419.

Rose C.R., Blum R., Kafitz K.W., Kovalchuk Y., Konnerth A. From modulator to mediator: rapid effects of BDNF on ion channels // Bioessays. 2004. V. 26(11). P. 1185-1194.

Rosental A., Goeddel D.V., Nguyen T., Martin E., Burton L.E., Shih A., Laramee G.R., Wurm F., Mason A., Nikolics K. et al. Primary structure and biological activity of human brain-derived neurotrophic factor // Endocrinology. 1991. V. 129(3). P. 1289-1294.

Roux P.P., Colicos M.A., Barker P.A., Kennedy T.E. p75 neurotrophin receptor expression is induced in apoptotic neurons after seizure // J. Neurosci. 1999. V. 19(16). P. 6887-6896.

Saarelainen T., Lukkarinen J.A., Koponen S., Grцhn O.H., Jolkkonen J., Koponen E., Haapasalo A., Alhonen L., Wong G., Koistinaho J., Kauppinen R.A., Castrйn E. Transgenic mice overexpressing truncated trkB neurotrophin receptors in neurons show increased susceptibility to cortical injury after focal cerebral ischemia // Mol Cell Neurosci. 2000. V. 16(2). P. 87-96.

Saarelainen T., Pussinen R., Koponen E., Alhonen L., Wong G., Sirviц J., Castrйn E. Transgenic mice overexpressing truncated trkB neurotrophin receptors in neurons have impaired long-term spatial memory but normal hippocampal LTP // Synapse. 2000. V. 38(1). P. 102-104.

Satoh T., Nakatsuka D., Watanabe Y., Nagata I., Kikuchi H., Namura S. Neuroprotection by MAPK/ERK kinase inhibition with U0126 against oxidative stress in a mouse neuronal cell line and rat primary cultured cortical neurons // Neurosci. Lett. 2000. V. 288(2). P. 163-166.

Schabitz W.R., Sommer C., Zoder W., Kiessling M., Schwaninger M., Schwab S. Intravenous brain-derived neurotrophic factor reduces infarct size and counterregulates Bax and Bcl-2 expression after temporary focal cerebral ischemia // Stroke. 2000. V. 31(9). P. 2212-2217.

Scharfman H.E. Hyperexcitability in combined entorhinal/hippocampal slices of adult rat after exposure to brain-derived neurotrophic factor // J. Neurophysiol. 1997. V. 78(2). P. 1082-1095.

Scharfman H.E., Goodman J.H., Sollas A.L. Actions of brain-derived neurotrophic factor in slices from rats with spontaneous seizures and mossy fiber sprouting in the detate gyrus // J. Neurosci. 1999. V. 19 (13). P. 5619-5631.

Scharfman H.E., Goodman J.H., Sollas A.L., Croll S.D. Spontaneous limbic seizures after intrahippocampal infusion of brain-derived neurotrophic factor // Exp. Neurol. 2002. V. 174. P. 201-214.

...