Принимая во внимание изложенные выше особенности химер, более вероятным способом их образования представляется рекомбинация между РНК L1 и U6 с последующей интеграцией рекомбинантов. Такая рекомбинация могла бы произойти при смене матрицы с одной РНК на другую в ходе обратной транскрипции (см. Рис. 3.5.3), как это показано для рекомбинации генома ретровирусов [536]. Критическую роль в этом механизме может играть белок p40, кодируемый ORF1 ретроэлементов L1. Для этого белка известна способность формировать рибонуклеопротеидные комплексы с РНК L1 и неспецифически связывать РНК и одноцепочечную ДНК. Белок может образовать комплекс между РНК U6, белками интеграционного комплекса и мРНК L1. (Специфическое связывание р40 с определёнными последовательностями РНК также не следует исключать [93]). Такой вид рекомбинации мог играть важную роль в формировании генома путём комбинирования различных РНК с L1s с последующей интеграцией химерных продуктов в геном.



Закончив описание механизма формирования химер, отметим, что образование химер происходило вплоть до самого недавнего времени в эволюционной истории человека, поскольку некоторые интеграции U6-L1 являются чс. Кроме того, по крайней мере одна интеграция химеры U6-L1 является полиморфной в человеческой популяции (Рис. 3.5.4).



RT-ПЦР анализ с U6- и L1- специфичными праймерами, проведённый для нескольких образцов кДНК из тканей человека: плаценты, зрелой тератомы, семиномы, нормальной паренхимы яичка, а также двух лимфом, показал отсутствие транскриптов химер U6_L1 в перечисленных тканях. Поиск в базах данных экспрессирующихся последовательностей также не выявил каких-либо транскриптов U6-L1.

Другие химерные семейства ретротранскриптов. Для того, чтобы понять, является ли случай U6-L1 уникальным примером проходящей in vivo рекомбинации транскриптов с последующей интеграцией в геномную ДНК, автор совместно с Еленой Гогвадзе провёл анализ геномных баз данных с целью поиска новых химер, образованных фрагментами других псевдогенов. Для этого в геноме человека были идентифицированы 735 псевдогенов наиболее часто встречающихся типов [4], дивергировавшие от своих консенсусных последовательностей от 0 до 10%, и для них был проведён детальный структурный анализ. Было установлено, что химерные ретротранскрипты, напоминающие U6-L1, могут образовываться и из других транскрибируемых компонентов генома (см. Табл. 3.5.2). Приведённые данные свидетельствуют, что геном человека содержит множество интеграций продуктов РНК-РНК рекомбинации разнообразных клеточных транскриптов. Найденное явление может являться ранее не известным важным механизмом образования новых генов путём комбинирования фрагментов уже существующих экспрессирующихся последовательностей.

Таблица 3.5.1. Найденные в результате данной работы химерные ретроэлементы U6-L1.

Na	Геномнаяb локализация	Код в GenBankc	U6 див.d, %	L1 сем.e	L1 див.f, %
1	10p13	AL138764	0	L1Hs	1,3
2	Xq27	Z98950	0	L1Hs	1,1
3	4p14	AC018858	0,9	L1PA2	1,2
4	12q23	AC091950	0,9	L1PA2	4,1
5	10p13	AC073586	1,9	L1PA2	1,2
6	18q22	AP001402	1,9	L1PA2	1,8
7	3q29	AC069244	2,8	L1PA2	0,8
8	8p12	AC087671	3,7	L1PA2	2,5
9	15q22	AC011846	3,7	L1PA2	1,3
10	11q13	AP003716	4,7	L1PA2	2,7
11	2q31	AC010894	0	L1PA3	0,8
12	8q24	AC023487	0,9	L1PA3	1,4
13	8q12	AC032027	0,9	L1PA3	1,2
14	15q13	AC021413	0,9	L1PA3	2,7
15	5q21	AC010228	5,6	L1PA3	2,4
16	16q23	AC090551	4,7	L1PA3	3,5
17	8q11	AC091163	7,6	L1PA4	4,7
18	1q25	AL358434	2,7	L1PA4	2,7
19	5q34	AC091996	5,3	L1PA4	3,2
20	4q25	AC004050	3,7	L1PA5	4,3
21	1p35	AL358132	3,7	L1PA5	3,5
22	3q12	AC016962	5,6	L1PA5	3,8
23	4q21	AP002859	6,5	L1PA5	4,2
24	13q21	AL356754	8,4	L1PA5	3,6
25	2q33	AC005037	2,8	L1PA5	5,3
26	Xp11	AL121578	5,6	L1PA5	2,4
27	3q26	AC007849	6,5	L1PA6	5,5
28	Xq22	AL121883	3,7	L1PA7	7,8
29	11q23	AC067833	4,7	L1PA7	5,4
30	6p22	AL591416	5,6	L1PA7	8,4
31	7q22	AC023954	5,6	L1PA7	7,8
32	Xp11	Z92545	7,4	L1PA7	5,0
33	14q32	AL117209	7,4	L1PA7	5,2
34	1q42	AL139161	7,5	L1PA7	5,4
35	8q22	AC012213	6,5	L1PA7	7,1
36	1p34	AL445669	7,5	L1PA7	4,6
37	1p22	AL136381	10,3	L1PA7	10,7
38	10q25	AC026226	8,4	L1PA7	6,6
39	11q25	AP000912	2,4	L1PA7	4,0
40	13q22	AL157361	5,6	L1PA8	19,2
41	5q11	AC091866	6,5	L1PA8	0
42	18p21	AC007628	7,5	L1PA8	7,2
43	4q34	AC084353	11,0	L1PA8	5,5
44	Xp21	AL590065	10,5	L1PA8	5,1
45	18q21	AC025660	4,6	L1PA10	7,7
46	Xq23	AL034411	7,5	L1PA10	9,0
47	Xq22	AL035427	9,5	L1PA10	12,2
48	13q14	AL161421	8,4	L1PA12	11,7
49	22q12	AL096702	9,5	L1PA13	11,0
50	5q34	AC091907	11,2	L1PA14	14,3
51	1q43	AC068598	11,7	L1PA14	10,0
52	2q33	AC009409	10,4	L1PA15	15,0
53	16q22	AC012184	7,4	L1MB3	15,3
54	8q22	AP003355	9,3	L1MA1	8,3
55	10q22	AL359074	14,9	L1MA9	18,6
56	2p16	AC007006	15,9	L1MA9	19,4

a Номер ретроэлемента; b локализация в геноме человека, найдено с помощью Draft Human Genome Browser; c код доступа в GenBank; d дивергенция U6 частей химер от консенсуса U6, %; e семейство L1-части химер; f дивергенция L1 частей химер от консенсуса cоответствующего семейства L1, %.

Таблица 3.5.2. Данные поиска химерных ретроэлементов среди наиболее распространённых в геноме человека семейств псевдогенов.

Тип РНК	Всего	Химеры	Alu	L1	мРНК
5S rRNA	40	3 (7,5%)	2 (5%)	1 (2,5%)	-
4,5S rRNA	7	-	-	-	-
tRNA Asn	24	-	-	-	-
L7 r.p.	40	-	-	-	-
L7A r. p.	21	-	-	-	-
L23A r. p.	33	-	-	-	-
L10 r. p.	34	-	-	-	-
L31 r. p.	40	2 (5%)	2 (5%)	-	-
L28 r. p.	7	-	-	-	-
7SK	33	-	-	-	-
7SL (SRP)	43	1 (2,3%)	1 (2,3%)	-	-
E1 snlRNA	5	-	-	-	-
E2 snlRNA	5	-	-	-	-
E3 snlRNA	4	-	-	-	-
hY1	40	-	-	-	-
CYCLO	33	-	-	-	-
XBR (a-fet.)	2	-	-	-	-
XTR (a-fet)	2	-	-	-	-
U1 snRNA	40	-	-	-	-
U2 snRNA	40	-	-	-	-
U3 snRNA	40	8 (20%)	-	7 (17,5%)	1 (2,5%)
U4 snRNA	20	-	-	-	-
U5 snRNA	21	1 (4,8%)	-	1 (4,8%)	-
U6 snRNA	161	56 (34,8%)	?	56 (34,8%)	?
Суммарно	735	71 (9,6%)	5 (0,7%)	65 (8,8%)	1 (0,1%)

Глава 3.6 Заключение

Обсуждение возможностей метода TGDA и спектра его применимости. Итак, метод TGDA позволил успешно справиться с задачей полногеномного поиска чс интеграций ретроэлементов в ДНК человека на двух объектах: HERV-K(HML-2) и L1.

Успех применения TGDA частично зависит от взаимной дивергенции представителей сравниваемой группы мобильных элементов. Если такая дивергенция высока, то олигонуклеотидные праймеры, специфичные для консенсусной последовательности этой группы, могут не работать для некоторых её членов, слишком сильно дивергировавших от консенсуса. Однако же, техника направлена на сравнение высокогомологичных повторяющихся элементов, формирующих эволюционно молодые группы, которые не накопили слишком большого количества мутаций.

В частности, автор надеется, что в случае сравнения распределения LTR ему удалось амплифицировать большинство LTR HERV-K(HML-2) геномов человека и шимпанзе, поскольку средняя дивергенция от консенсуса у представителей этой группы относительно мала (приблизительно 6%), и оба LTR-специфичных праймера (T1 и T2) соответствуют высококонсервативным участкам консенсусной последовательности. Кроме того, чтобы повысить эффективность праймирования, использовался праймер T2, вырожденный по 12-й нуклеотидной позиции (структура представлена в разделе Материалы и Методы). Что касается L1 семейств L1PA2 и L1Hs, то для них средняя дивергенция от консенсуса значительно меньше, чем для LTR, и составляет около 2% для группы L1PA2 и ещё меньше для группы L1HS [58]).

Возможным ограничением метода является потеря или возникновение новых рестриктных сайтов в составе повторяющихся элементов или их фланков. Из-за этого не все фланки могут быть представлены в сравниваемых библиотеках. Выходом в данном случае является использование двух различных эндонуклеаз рестрикции и, соответственно, двух вычитаний.

Таким образом, полученные результаты свидетельствуют о том, что TGDA является эффективным, универсальным и недорогим методом, который может быть успешно применён для полногеномного обнаружения эволюционных и полиморфных маркёров при сравнении ДНК любых близкородственных организмов.

Выводы

Разработан оригинальный экспериментальный метод полногеномного сравнения распределения мобильных элементов в ДНК родственных организмов. Сконструированы уникальные клонотеки участков интеграции ретроэлементов LTR HERV-K (HML-2) и L1, специфичных для генома человека.

Впервые охарактеризовано 60 специфичных для ДНК человека внедрений ретроэлементов: 36 LTR HERV-K (HML-2) и 24 L1, 3 из которых полиморфны в человеческой популяции. Общее количество человек-специфичных внедрений LTR HERV-K (HML-2) и L1 оценено как 141 и 4048, соответственно.

10 специфичных для ДНК человека LTR HERV-K (HML-2) обнаружено в интронах известных человеческих генов. В 9 случаях из 10 ориентация LTR противоположна направлению транскрипции соответствующих генов.

Обнаружено семейство химерных ретроэлементов генома человека, состоящих из копий U6 мяРНК и 3'-концевых фрагментов L1. Предложен новый механизм, объясняющий их образование, и включающий смену РНК-матрицы при обратной транскрипции c РНК L1 на РНК U6.

4. Материалы и методы

4.1 Образцы геномных ДНК

Образцы геномных ДНК были получены из 20 индивидуальных образцов плаценты человека, проб крови человека, а также проб крови человекообразных обезьян, с использованием реактивов Genomic DNA Purification Kit (Promega, США).

4.2 Олигонуклеотиды

Все использованные в данной работе олигонуклеотиды были синтезированы В. К. Потаповым и Н. В. Скапцовой (ЛСФГЧ ИБХ РАН) на ДНК синтезаторе ASM-102U DNA (Биосан, Новосибирск, Россия). Структуры олигонуклеотидов приведены далее в тексте раздела.

4.3 Приготовление ДНК Трейсера и Драйвера

Рестрикция геномной ДНК человека и шимпанзе, лигирование супрессионных адапторов и ПЦР-амплификация фланкирующих ретроэлементы областей генома была проведена в соответствии с протоколом, опубликованном в [524].

Структура использованных супрессионных адапторов: A1A2, 5'-TGTAGCGTGAAGACGACAGAAAGGGCGTGGTGCGGAGGGCGGT-3'; a1, 5'-ACCGCCCTCCG-3'; A1, 5'-TGTAGCGTGAAGACGACAGAA-3'; A2, 5'-AGGGCGTGGTGCGGAGGGCGGT-3'.

Структура LTR-специфичных праймеров, использованных для селективной амплификации: Т1, 5'-gggctgggggacggtcaggt-3'; T2, 5'- gacacagtaac(a/g)gtctgatctc-3'; T3, 5'- ccagcccgacacccgtaaa-3'.

Структура L1-специфичных праймеров, использованных для селективной амплификации: T1, 5'-TTAGTGGGTGCAGCGCACCAG-3'; T2, 5'-CATATGTAACTAACCTGCACAATGT-3'.

1 нг аликвоты ампликонов человека амплифицировались в соответствии с процедурой `step-out PCR' [525] с двумя наборами праймеров: A (0.01 мM A1A2, 0.2 мM A2, 0.2 мM T2) или с набором B (0.01 мM A2T2, 0.2 мM A2, 0.2 мM A1), программа ПЦР: 15 циклов х (95oC -15'', 57oC - 10'', 72oC - 1`30''). Полученные образцы Трейсеров А и Б (по 150 нг в случае фланков как LTR, так и L1), а также образцы Драйвера (начальный ампликон ДНК шимпанзе, 3000 нг для фланков LTR и 4600 нг для фланков L1) обрабатывались нуклеазой ExoIII (Promega, США) по отдельности при 16oC в следующих условиях: фланки LTR, Трейсер А - 20 единиц ExoIII,10 минут (удаление 40 концевых нуклеотидов); Трейсер Б - 20 единиц, 12 минут (удаление 60 нуклеотидов); Драйвер, 400 единиц, 10 минут (удаление 40 нуклеотидов); фланки L1, Трейсер А - 20 единиц ExoIII,12 минут (удаление 60 концевых нуклеотидов); Трейсер Б - 20 единиц, 15 минут (удаление 80 нуклеотидов); Драйвер, 500 единиц, 12 минут (удаление 60 нуклеотидов).

В случае фланков LTR смешали по отдельности по 15 нг обработанных нуклеазой Трейсеров А и Б с 1500 нг обработанного Драйвера. В случае фланков L1 смешали отдельно по 12 нг обоих Трейсеров с 2300 нг Драйвера. Полученные образцы ДНК очистили дробной экстракцией фенолом и хлороформом, переосадили этанолом и растворили в 5 мкл (в первом случае) и в 1 мкл (во втором случае) гибридизационного буфера (0.5 M NaCl/50 mM Hepes, pH 8.3/0.2 mM EDTA).

4.4 Вычитающая гибридизация

Образцы Трейсер А/Драйвер и Трейсер Б/Драйвер смешали, денатурировали ДНК 10 минут при 95oC и гибридизовали 14 часов при 65oC. Конечную гибридизационную смесь разбавили буфером pH 8.3, содержащим 50mM NaCl/5mM Hepes, 0.2mM EDTA. 1 мкл разбавленной смеси ПЦР-амплифицировали с 0.4 мM праймером A1 при условиях: 1) 72oC в течение 6 минут для заполнения концов образовавшихся ДНК; 2) (95oC -15'', 65oC - 10'', 72oC - 1`30''), х15 циклов.

4.5 Создание библиотек и дифференциальный скрининг фланков LTR

Продукты ВГ были клонированы в E. coli штамма DH5б с использованием набора реактивов “TA-cloning system” (Promega). По 480 индивидуальных клонов из библиотек фланков LTR и L1 были упорядочены в 96-луночные плашки.

Дифференциальный скрининг проводился только для библиотеки фланков LTR. ДНК вставок клонов упорядоченной библиотеки амплифицировали с праймером А1 и параллельно наносили на два набора нейлоновых мембран Hybond N (Amersham, США). Мембраны гибридизовали с ампликонами LTR-фланкирующих последовательностей человека и шимпанзе, радиоактивно помеченных 32P с использованием “Prime-a-Gene labeling system” (Promega) при 68oC в соответствии со стандартным протоколом.

4.6 Определение первичной структуры клонов

Определение последовательности ДНК проводили с помощью автоматического секвенатора ДНК Applied Biosystems 373 automatic DNA sequencer.

4.7 Анализ последовательностей ДНК

Поиск гомологий в базах данных GenBank проводился с помощью сервера BLAST at NCBI (http://www.ncbi.nlm.nih.gov/BLAST), картирование последовательностей в геноме человека и анализ генного окружения проводили, используя программное обеспечение UCSC Human Genome Browser (http://genome.ucsc.edu/goldenPath/hgTracks.html). Поиск копий U6 мяРНК и псевдогенов 5S рРНК, 4,5S рРНК, различных тРНК, белков L7, L7A, L23A, L10, L31, L28, 7SK, 7SL, малых ядрышковых РНК Е1, Е2, Е3, малых РНК hY1, CYCLO, псевдогенов XBR, XTR, малых ядерных РНК U1, U2, U3, U4, U5 в геноме человека осуществляли с использованием сервера BLAT (http://genome.ucsc.edu/cgi-bin/hgBLAT). Идентификацию геномных повторов в исследуемых последовательностях проводили при помощи программы RepeatMasker (http://ftp.genome.washington.edu/cgi-bin/RepeatMasker; A.F.A. Smit & P. Green, неопубликованные данные). Консенсусные последовательности повторяющихся элементов генома человека автор брал из базы данных RepBase Update (http://www.girinst.org/server/RepBase/). Выравнивание последовательностей проводили с помощью программ ClustalW [537] и ClustalWin (автор Т. Городенцева, ЛСФГЧ, ИБХ РАН). Филогенетический анализ и построение деревьев автор осуществлял с использованием программ DnaDist, DnaPars и Fitch пакета PHYLIP [538]. Визуализация деревьев проводилась с помощью программы TreeView. Также автором использовалась программа GeneRunner для подбора необходимых праймеров.

4.8 ПЦР-анализ

Геномные ПЦР использовались для определения наличия/отсутствия того или иного ретроэлемента в исследуемых локусах геномов человека и шимпанзе. Амплифицировали 40 нг ДНК матрицы, в качестве которой выступали геномные ДНК человека и шимпанзе, с использованием уникальных геномных праймеров (концентрация 0,2 мкМ), фланкирующих внедрение мобильного элемента. Стандартными условиями проведения ПЦР являлись: ( 95oC - 15'', 60oC - 10'', 72oC - 1'30''), х 28 циклов, хотя в некоторых случаях температуру отжига праймеров подбирали индивидуально.

4.9 Гибридизация с зондами на последовательности U6 мяРНК и L1

Зонд на последовательность U6 был получен в ходе геномной ПЦР с 0.2 мM U6-специфичными праймерами, прямым 5'_TGCTCGCTTCGGCAGC-3' и обратным 5'_AAAAATATGGAACGCTTCACG-3', матрица - 40 нг геномной ДНК плаценты человека, условия - (95oC - 15'', 65oC - 10'', 72oC - 20''), х 28 циклов.

Зонд на последовательность L1 получали при геномной ПЦР ДНК человека с 0.2 мM уникальными прямым 5'_GATTATCTAAATGACCTACTTGCAC-3' и обратным 5'_CCAGAAGAAGTATAGCATGTTCAC-3' геномными праймерами, фланкирующими 5'-укороченный элемент семейства L1PA2 длиной 1375 пн (код доступа в GenBank AC037430). Условия ПЦР - (95oC - 15'', 65oC - 10'', 72oC - 1'), х 28 циклов.

Зонды метили 32P с помощью реактивов `Prime-a-Gene labeling system' (Promega) и гибридизовали при 68oC по стандартному протоколу.

4.10 Образцы кДНК тканей человека

(плаценты, зрелой тератомы, семиномы, нормальной паренхимы яичка и двух лимфом) были любезно предоставлены Т. В. Виноградовой (ЛСФГЧ, ИБХ РАН) и проверены с использованием стандартных бета-актиновых праймеров.

Список литературы

1. McClintock, B., Mutable loci in maize. Carnegie Institute of Washington Year Book, 1948. 47: p. 155-169.

2. Wessler, S.R., Transposable elements and the evolution of gene expression. Symp Soc Exp Biol, 1998. 51: p. 115-22.

3. Kidwell, M.G. and D. Lisch, Transposable elements as sources of variation in animals and plants. Proc. Natl. Acad. Sci. USA, 1997. 94(15): p. 7704-7711.

4. Consortium, I.H.G.S., Initial sequencing and analysis of the human genome. Nature, 2001. 409(6822): p. 860-921.

5. Smit, A.F., Interspersed repeats and other mementos of transposable elements in mammalian genomes. Curr Opin Genet Dev, 1999. 9(6): p. 657-63.

6. Jurka, J., Repeats in genomic DNA: mining and meaning. Curr Opin Struct Biol, 1998. 8(3): p. 333-7.

7. Voytas, D.F., Retroelements in genome organization. Science, 1996. 274(5288): p. 737-8.

8. Gu, Z., et al., Densities, length proportions, and other distributional features of repetitive sequences in the human genome estimated from 430 megabases of genomic sequence. Gene, 2000. 259(1-2): p. 81-8.

9. Labrador, M. and V.G. Corces, Transposable element-host interactions: regulation of insertion and excision. Annu Rev Genet, 1997. 31: p. 381-404.

10. Schmidt, T., LINEs, SINEs and repetitive DNA: non-LTR retrotransposons in plant genomes. Plant Mol Biol, 1999. 40(6): p. 903-10.

11. Smit, A.F.A., The origin of interspersed repeats in the human genome. Curr. Opin. Genet. Dev., 1996. 6: p. 743-748.

12. Gabriel, A. and D. Voytas, DNA on the move. Trends Genet, 1997. 13(7): p. 258-9.

13. Kidwell, M.G. and D.R. Lisch, Perspective: transposable elements, parasitic DNA, and genome evolution. Evolution Int J Org Evolution, 2001. 55(1): p. 1-24.

14. Smit, A.F. and A.D. Riggs, Tiggers and DNA transposon fossils in the human genome. Proc Natl Acad Sci U S A, 1996. 93(4): p. 1443-8.

15. Schmid, C.W., Does SINE evolution preclude Alu function? Nucleic Acids Res, 1998. 26(20): p. 4541-50.

16. Malik, H.S., W.D. Burke, and T.H. Eickbush, The age and evolution of non-LTR retrotransposable elements. Mol Biol Evol, 1999. 16(6): p. 793-805.

17. Marin, I. and C. Llorens, Ty3/Gypsy retrotransposons: description of new Arabidopsis thaliana elements and evolutionary perspectives derived from comparative genomic data. Mol Biol Evol, 2000. 17(7): p. 1040-9.

18. Matsuoka, Y. and K. Tsunewaki, Evolutionary dynamics of Ty1-copia group retrotransposons in grass shown by reverse transcriptase domain analysis. Mol Biol Evol, 1999. 16(2): p. 208-17.

19. Urnovitz, H.B. and W.H. Murphy, Human endogenous retroviruses: nature, occurrence, and clinical implications in human disease. Clin. Microbiol. Rev., 1996. 9(1): p. 72-99.

20. Sverdlov, E.D., Retroviruses and primate evolution. Bioessays, 2000. 22(2): p. 161-171.

21. Ohta, T., Evolution of gene families. Gene, 2000. 259(1-2): p. 45-52.

22. Fedoroff, N., Transposons and genome evolution in plants. Proc Natl Acad Sci U S A, 2000. 97(13): p. 7002-7.

23. Teng, S.C., B. Kim, and A. Gabriel, Retrotransposon reverse-transcriptase-mediated repair of chromosomal breaks. Nature, 1996. 383(6601): p. 641-4.

24. Gray, Y.H., It takes two transposons to tango: transposable-element-mediated chromosomal rearrangements. Trends Genet, 2000. 16(10): p. 461-8.

25. Weil, C.F. and R. Kunze, Transposition of maize Ac/Ds transposable elements in the yeast Saccharomyces cerevisiae. Nat Genet, 2000. 26(2): p. 187-90.

26. Plasterk, R.H., Z. Izsvak, and Z. Ivics, Resident aliens: the Tc1/mariner superfamily of transposable elements. Trends Genet, 1999. 15(8): p. 326-32.

27. Mahillon, J. and M. Chandler, Insertion sequences. Microbiol Mol Biol Rev, 1998. 62(3): p. 725-74.

28. Айала, Ф., Кайгер, Дж., Современная генетика. Москва, <Мир>. 1987.

29. Jurka, J., et al., Identification of new medium reiteration frequency repeats in the genomes of Primates, Rodentia and Lagomorpha. Genetica, 1996. 98(3): p. 235-47.

30. Oosumi, T. and W.R. Belknap, Characterization of the Sol3 family of nonautonomous transposable elements in tomato and potato. J Mol Evol, 1997. 45(2): p. 137-44.

31. Lewin, B., Genes VI. 1997: Oxford University Press.

32. Tu, Z., Molecular and evolutionary analysis of two divergent subfamilies of a novel miniature inverted repeat transposable element in the yellow fever mosquito, Aedes aegypti. Mol Biol Evol, 2000. 17(9): p. 1313-25.

33. Feschotte, C. and C. Mouches, Evidence that a family of miniature inverted-repeat transposable elements (MITEs) from the Arabidopsis thaliana genome has arisen from a pogo-like DNA transposon. Mol Biol Evol, 2000. 17(5): p. 730-7.

34. Morgan, G.T., Identification in the human genome of mobile elements spread by DNA- mediated transposition. J Mol Biol, 1995. 254(1): p. 1-5.

35. Izsvak, Z., et al., Short inverted-repeat transposable elements in teleost fish and implications for a mechanism of their amplification. J Mol Evol, 1999. 48(1): p. 13-21.

36. Robertson, H.M., Members of the pogo superfamily of DNA-mediated transposons in the human genome. Mol Gen Genet, 1996. 252(6): p. 761-6.

37. Kapitonov, V.V. and J. Jurka, MER53, a non-autonomous DNA transposon associated with a variety of functionally related defense genes in the human genome. DNA Seq, 1998. 8(5): p. 277-88.

38. Гершензон С., К.И., Витас К., и др. Образование ДНК-содержащего вируса при помощи РНК хозяина. in Межвузовская конференция по экспериментальной генетике: тезисы докладов. 1961: Изд-во Ленинградского университета, ч. 1, стр. 35.

39. Baltimore, D., RNA-dependent DNA polymerase in virions of RNA tumour viruses. Nature, 1970. 226(252): p. 1209-1211.

40. Temin, H.M. and S. Mizutani, RNA-dependent DNA polymerase in virions of Rous sarcoma virus. Nature, 1970. 226(252): p. 1211-3.

41. Leib-Mosch, C. and W. Seifarth, Evolution and biological significance of human retroelements. Virus Genes, 1996. 11: p. 133-145.

42. Poch, O., et al., Identification of four conserved motifs among the RNA-dependent polymerase encoding elements. Embo J, 1989. 8(12): p. 3867-74.

43. Xiong, Y. and T.H. Eickbush, Origin and evolution of retroelements based upon their reverse transcriptase sequences. Embo J, 1990. 9(10): p. 3353-62.

44. McClure, M.A., Evolution of retroposons by acquisition or deletion of retrovirus-like genes. Mol Biol Evol, 1991. 8(6): p. 835-56.

45. Temin, H.M., Retrovirus variation and reverse transcription: abnormal strand transfers result in retrovirus genetic variation. Proc. Natl. Acad. Sci. U S A, 1993. 90(15): p. 6900-6903.

46. Eickbush, T.H., Telomerase and retrotransposons: which came first? Science, 1997. 277(5328): p. 911-2.

47. Brosius, J., RNAs from all categories generate retrosequences that may be exapted as novel genes or regulatory elements. Gene, 1999. 238(1): p. 115-34.

48. Kazazian, H.H., Jr. and J.V. Moran, The impact of L1 retrotransposons on the human genome. Nat Genet, 1998. 19(1): p. 19-24.

49. Zimmerly, S., G. Hausner, and X. Wu, Phylogenetic relationships among group II intron ORFs. Nucleic Acids Res, 2001. 29(5): p. 1238-50.

50. Martinez-Abarca, F. and N. Toro, Group II introns in the bacterial world. Mol Microbiol, 2000. 38(5): p. 917-26.

51. Dai, L. and S. Zimmerly, Compilation and analysis of group II intron insertions in bacterial genomes: evidence for retroelement behavior. Nucleic Acids Res, 2002. 30(5): p. 1091-102.

52. Boeke, J.D., Stoye, J. P., Retrotransposons, endogenous retroviruses, and the evolution of retroelements, in Retroviruses, J.M. Coffin, Hughes, S. H., Varmus, H. E., Editor. 1997, Cold Spring Harbor Laboratory Press, Cold Spring Harbor, NY: NY. p. 343-435.

53. Хесин, Р.Б., Непостоянство генома. 1985, М.: Наука.

54. Weiner, A.M., P.L. Deininger, and A. Efstratiadis, Nonviral retroposons: genes, pseudogenes, and transposable elements generated by the reverse flow of genetic information. Annu Rev Biochem, 1986. 55: p. 631-61.

55. Finnegan, D.J., Transposable elements: how non-LTR retrotransposons do it. Curr Biol, 1997. 7(4): p. R245-8.

56. Furano, A.V., The biological properties and evolutionary dynamics of mammalian LINE-1 retrotransposons. Prog Nucleic Acid Res Mol Biol, 2000. 64: p. 255-94.

57. Noma, K., H. Ohtsubo, and E. Ohtsubo, A new class of LINEs (ATLN-L) from Arabidopsis thaliana with extraordinary structural features. DNA Res, 2001. 8(6): p. 291-9.

58. Smit, A.F., et al., Ancestral, mammalian-wide subfamilies of LINE-1 repetitive sequences. J Mol Biol, 1995. 246(3): p. 401-417.

59. Tchurikov, N.A., et al., Mobile elements and transposition events in the cut locus of Drosophila melanogaster. Mol Gen Genet, 1989. 219(1-2): p. 241-8.

60. Singer, M.F., SINEs and LINEs: highly repeated short and long interspersed sequences in mammalian genomes. Cell, 1982. 28(3): p. 433-4.

61. Goodwin, T.J., J.E. Ormandy, and R.T. Poulter, L1-like non-LTR retrotransposons in the yeast Candida albicans. Curr Genet, 2001. 39(2): p. 83-91.

62. Priimagi, A.F., L.J. Mizrokhi, and Y.V. Ilyin, The Drosophila mobile element jockey belongs to LINEs and contains coding sequences homologous to some retroviral proteins. Gene, 1988. 70(2): p. 253-62.

63. Udomkit, A., et al., BS a novel LINE-like element in Drosophila melanogaster. Nucleic Acids Res, 1995. 23(8): p. 1354-8.

64. Levis, R.W., et al., Transposons in place of telomeric repeats at a Drosophila telomere. Cell, 1993. 75(6): p. 1083-93.

65. Pimpinelli, S., et al., Transposable elements are stable structural components of Drosophila melanogaster heterochromatin. Proc Natl Acad Sci U S A, 1995. 92(9): p. 3804-8.

66. Bennetzen, J.L., The contributions of retroelements to plant genome organization, function and evolution. Trends Microbiol, 1996. 4(9): p. 347-53.

67. Smith, K.D., et al., Repeated DNA of the human Y chromosome. Development, 1987. 101(Suppl): p. 77-92.

68. Petrov, D.A., E.R. Lozovskaya, and D.L. Hartl, High intrinsic rate of DNA loss in Drosophila. Nature, 1996. 384(6607): p. 346-9.

69. Yang, J., H.S. Malik, and T.H. Eickbush, Identification of the endonuclease domain encoded by R2 and other site- specific, non-long terminal repeat retrotransposable elements. Proc Natl Acad Sci U S A, 1999. 96(14): p. 7847-52.

70. Burke, W.D., et al., Sequence relationship of retrotransposable elements R1 and R2 within and between divergent insect species. Mol Biol Evol, 1993. 10(1): p. 163-85.

71. Mizrokhi, L.J., S.G. Georgieva, and Y.V. Ilyin, jockey, a mobile Drosophila element similar to mammalian LINEs, is transcribed from the internal promoter by RNA polymerase II. Cell, 1988. 54(5): p. 685-91.

72. Birnstiel, M.L., M. Busslinger, and K. Strub, Transcription termination and 3' processing: the end is in site! Cell, 1985. 41(2): p. 349-59.

73. McLauchlan, J., et al., The consensus sequence YGTGTTYY located downstream from the AATAAA signal is required for efficient formation of mRNA 3' termini. Nucleic Acids Res, 1985. 13(4): p. 1347-68.

74. Kerber, B., et al., Germ line and embryonic expression of Fex, a member of the Drosophila F- element retrotransposon family, is mediated by an internal cis- regulatory control region. Mol Cell Biol, 1996. 16(6): p. 2998-3007.

75. Eickbush, T.H., Transposing without ends: the non-LTR retrotransposable elements. New Biol, 1992. 4(5): p. 430-40.

76. Sassaman, D.M., et al., Many human L1 elements are capable of retrotransposition. Nat Genet, 1997. 16(1): p. 37-43.

77. Martin, S.L., Ribonucleoprotein particles with LINE-1 RNA in mouse embryonal carcinoma cells. Mol Cell Biol, 1991. 11(9): p. 4804-7.

78. Zhao, D. and M. Bownes, The RNA product of the Doc retrotransposon is localized on the Drosophila oocyte cytoskeleton. Mol Gen Genet, 1998. 257(5): p. 497-504.

79. Deragon, J.M., D. Sinnett, and D. Labuda, Reverse transcriptase activity from human embryonal carcinoma cells NTera2D1. Embo J, 1990. 9(10): p. 3363-8.

80. Minchiotti, G. and P.P. Di Nocera, Convergent transcription initiates from oppositely oriented promoters within the 5' end regions of Drosophila melanogaster F elements. Mol Cell Biol, 1991. 11(10): p. 5171-80.

81. Speek, M., Antisense promoter of human L1 retrotransposon drives transcription of adjacent cellular genes. Mol Cell Biol, 2001. 21(6): p. 1973-85.

82. Danilevskaya, O.N., et al., Promoting in tandem: the promoter for telomere transposon HeT-A and implications for the evolution of retroviral LTRs. Cell, 1997. 88(5): p. 647-55.

83. Schumann, G., et al., Internally located and oppositely oriented polymerase II promoters direct convergent transcription of a LINE-like retroelement, the Dictyostelium repetitive element, from Dictyostelium discoideum. Mol Cell Biol, 1994. 14(5): p. 3074-84.

84. Danilevskaya, O.N., et al., The two Drosophila telomeric transposable elements have very different patterns of transcription. Mol Cell Biol, 1999. 19(1): p. 873-81.

85. Sewell, E. and J.A. Kinsey, Tad, a Neurospora LINE-like retrotransposon exhibits a complex pattern of transcription. Mol Gen Genet, 1996. 252(1-2): p. 137-45.

86. Luan, D.D., et al., Reverse transcription of R2Bm RNA is primed by a nick at the chromosomal target site: a mechanism for non-LTR retrotransposition. Cell, 1993. 72(4): p. 595-605.

87. Burke, W.D., et al., The domain structure and retrotransposition mechanism of R2 elements are conserved throughout arthropods. Mol Biol Evol, 1999. 16(4): p. 502-11.

88. Yang, J. and T.H. Eickbush, RNA-induced changes in the activity of the endonuclease encoded by the R2 retrotransposable element. Mol Cell Biol, 1998. 18(6): p. 3455-65.

89. Luan, D.D. and T.H. Eickbush, RNA template requirements for target DNA-primed reverse transcription by the R2 retrotransposable element. Mol Cell Biol, 1995. 15(7): p. 3882-91.

90. Mathews, D.H., et al., Secondary structure model of the RNA recognized by the reverse transcriptase from the R2 retrotransposable element. Rna, 1997. 3(1): p. 1-16.

91. Feng, Q., et al., Human L1 retrotransposon encodes a conserved endonuclease required for retrotransposition. Cell, 1996. 87(5): p. 905-16.

92. Wei, W., et al., Human L1 retrotransposition: cis preference versus trans complementation. Mol Cell Biol, 2001. 21(4): p. 1429-39.

93. Hohjoh, H. and M.F. Singer, Sequence-specific single-strand RNA binding protein encoded by the human LINE-1 retrotransposon. Embo J, 1997. 16(19): p. 6034-43.

94. Moran, J.V., Human L1 retrotransposition: insights and peculiarities learned from a cultured cell retrotransposition assay. Genetica, 1999. 107(1-3): p. 39-51.

95. Ostertag, E.M. and H.H. Kazazian, Jr., Twin priming: a proposed mechanism for the creation of inversions in L1 retrotransposition. Genome Res, 2001. 11(12): p. 2059-65.

96. Pardue, M.L. and P.G. DeBaryshe, Drosophila telomeres: two transposable elements with important roles in chromosomes. Genetica, 1999. 107(1-3): p. 189-96.

97. Villanueva, M.S., et al., A new member of a family of site-specific retrotransposons is present in the spliced leader RNA genes of Trypanosoma cruzi. Mol Cell Biol, 1991. 11(12): p. 6139-48.

98. Gabriel, A. and J.D. Boeke, Reverse transcriptase encoded by a retrotransposon from the trypanosomatid Crithidia fasciculata. Proc Natl Acad Sci U S A, 1991. 88(21): p. 9794-8.

99. Bibillo, A. and T.H. Eickbush, The reverse transcriptase of the R2 non-LTR retrotransposon: continuous synthesis of cDNA on non-continuous RNA templates. J Mol Biol, 2002. 316(3): p. 459-73.

100. Burke, W.D., F. Muller, and T.H. Eickbush, R4, a non-LTR retrotransposon specific to the large subunit rRNA genes of nematodes. Nucleic Acids Res, 1995. 23(22): p. 4628-34.

101. Volff, J.N., et al., Non-LTR retrotransposons encoding a restriction enzyme-like endonuclease in vertebrates. J Mol Evol, 2001. 52(4): p. 351-60.

102. Kazazian, H.H., Jr., Genetics. L1 retrotransposons shape the mammalian genome. Science, 2000. 289(5482): p. 1152-3.

103. Boissinot, S., P. Chevret, and A.V. Furano, L1 (LINE-1) retrotransposon evolution and amplification in recent human history. Mol Biol Evol, 2000. 17(6): p. 915-28.

104. Takai, D., et al., Hypomethylation of LINE1 retrotransposon in human hepatocellular carcinomas, but not in surrounding liver cirrhosis. Jpn J Clin Oncol, 2000. 30(7): p. 306-9.

105. Florl, A.R., et al., DNA methylation and expression of LINE-1 and HERV-K provirus sequences in urothelial and renal cell carcinomas. Br. J. Cancer, 1999. 80(9): p. 1312-1321.

106. Martin, S.L., J. Li, and J.A. Weisz, Deletion analysis defines distinct functional domains for protein- protein and nucleic acid interactions in the ORF1 protein of mouse LINE- 1. J Mol Biol, 2000. 304(1): p. 11-20.

107. Howell, R. and K. Usdin, The ability to form intrastrand tetraplexes is an evolutionarily conserved feature of the 3' end of L1 retrotransposons. Mol Biol Evol, 1997. 14(2): p. 144-55.

108. Lindtner, S., B.K. Felber, and J. Kjems, An element in the 3' untranslated region of human LINE-1 retrotransposon mRNA binds NXF1(TAP) and can function as a nuclear export element. Rna, 2002. 8(3): p. 345-56.

109. Cantrell, M.A., et al., Isolation of markers from recently transposed LINE-1 retrotransposons. Biotechniques, 2000. 29(6): p. 1310-6.

110. Burwinkel, B. and M.W. Kilimann, Unequal homologous recombination between LINE-1 elements as a mutational mechanism in human genetic disease. J Mol Biol, 1998. 277(3): p. 513-7.

111. Segal, Y., et al., LINE-1 elements at the sites of molecular rearrangements in Alport syndrome-diffuse leiomyomatosis. Am J Hum Genet, 1999. 64(1): p. 62-9.

112. Van de Water, N., et al., A 20.7 kb deletion within the factor VIII gene associated with LINE-1 element insertion. Thromb Haemost, 1998. 79(5): p. 938-42.

113. McNaughton, J.C., et al., The evolution of an intron: analysis of a long, deletion-prone intron in the human dystrophin gene. Genomics, 1997. 40(2): p. 294-304.

114. Zaiss, D.M. and P.M. Kloetzel, A second gene encoding the mouse proteasome activator PA28beta subunit is part of a LINE1 element and is driven by a LINE1 promoter. J Mol Biol, 1999. 287(5): p. 829-35.

115. King, L.M. and C.A. Francomano, Characterization of a human gene encoding nucleosomal binding protein nsbp1. Genomics, 2001. 71(2): p. 163-73.

116. Rothbarth, K., et al., Promoter of the gene encoding the 16 kDa DNA-binding and apoptosis- inducing C1D protein. Biochim Biophys Acta, 2001. 1518(3): p. 271-5.

117. Landry, J.R., P. Medstrand, and D.L. Mager, Repetitive elements in the 5' untranslated region of a human zinc- finger gene modulate transcription and translation efficiency. Genomics, 2001. 76(1-3): p. 110-6.

118. Miller, D., Analysis and significance of messenger RNA in human ejaculated spermatozoa. Mol Reprod Dev, 2000. 56(2 Suppl): p. 259-64.

119. Goodier, J.L., E.M. Ostertag, and H.H. Kazazian, Jr., Transduction of 3'-flanking sequences is common in L1 retrotransposition. Hum Mol Genet, 2000. 9(4): p. 653-7.

120. Pickeral, O.K., et al., Frequent human genomic DNA transduction driven by LINE-1 retrotransposition. Genome Res, 2000. 10(4): p. 411-5.

121. Rozmahel, R., et al., Amplification of CFTR exon 9 sequences to multiple locations in the human genome. Genomics, 1997. 45(3): p. 554-61.

122. Iwamoto, S., et al., Cloning and characterization of erythroid-specific DNase I- hypersensitive site in human rhesus-associated glycoprotein gene. J Biol Chem, 2000. 275(35): p. 27324-31.

123. Nigumann, P., et al., Many human genes are transcribed from the antisense promoter of L1 retrotransposon. Genomics, 2002. 79(5): p. 628-34.

124. Yu, F., et al., Methyl-CpG-binding protein 2 represses LINE-1 expression and retrotransposition but not Alu transcription. Nucleic Acids Res, 2001. 29(21): p. 4493-501.

125. Kapitonov, V.V., G.P. Holmquist, and J. Jurka, L1 repeat is a basic unit of heterochromatin satellites in cetaceans. Mol Biol Evol, 1998. 15(5): p. 611-2.

126. Bailey, J.A., et al., Molecular evidence for a relationship between LINE-1 elements and X chromosome inactivation: the Lyon repeat hypothesis. Proc Natl Acad Sci U S A, 2000. 97(12): p. 6634-9.

127. Marahrens, Y., X-inactivation by chromosomal pairing events. Genes Dev, 1999. 13(20): p. 2624-32.

128. Lyon, M.F., X-chromosome inactivation: a repeat hypothesis. Cytogenet Cell Genet, 1998. 80(1-4): p. 133-7.

129. Takeda, K., et al., Identification of a novel bone morphogenetic protein-responsive gene that may function as a noncoding RNA. J Biol Chem, 1998. 273(27): p. 17079-85.

130. Verneau, O., F. Catzeflis, and A.V. Furano, Determining and dating recent rodent speciation events by using L1 (LINE-1) retrotransposons. Proc Natl Acad Sci U S A, 1998. 95(19): p. 11284-9.

131. Soifer, H., et al., Stable integration of transgenes delivered by a retrotransposon- adenovirus hybrid vector. Hum Gene Ther, 2001. 12(11): p. 1417-28.

132. Cambareri, E.B., J. Helber, and J.A. Kinsey, Tad1-1, an active LINE-like element of Neurospora crassa. Mol Gen Genet, 1994. 242(6): p. 658-65.

133. Felger, I. and J.A. Hunt, A non-LTR retrotransposon from the Hawaiian Drosophila: the LOA element. Genetica, 1992. 85(2): p. 119-30.

134. Takahashi, H. and H. Fujiwara, Transplantation of target site specificity by swapping the endonuclease domains of two LINEs. Embo J, 2002. 21(3): p. 408-17.

135. Haas, N.B., et al., Subfamilies of CR1 non-LTR retrotransposons have different 5'UTR sequences but are otherwise conserved. Gene, 2001. 265(1-2): p. 175-83.

136. Kordis, D. and F. Gubensek, Horizontal transfer of non-LTR retrotransposons in vertebrates. Genetica, 1999. 107(1-3): p. 121-8.

137. Youngman, S., H.G. van Luenen, and R.H. Plasterk, Rte-1, a retrotransposon-like element in Caenorhabditis elegans. FEBS Lett, 1996. 380(1-2): p. 1-7.

138. Nadir, E., et al., Microsatellite spreading in the human genome: evolutionary mechanisms and structural implications. Proc Natl Acad Sci U S A, 1996. 93(13): p. 6470-5.

139. Jagadeeswaran, P., B.G. Forget, and S.M. Weissman, Short interspersed repetitive DNA elements in eucaryotes: transposable DNA elements generated by reverse transcription of RNA pol III transcripts? Cell, 1981. 26(2 Pt 2): p. 141-2.

140. Labuda, D., et al., Evolution of mouse B1 repeats: 7SL RNA folding pattern conserved. J Mol Evol, 1991. 32(5): p. 405-14.

141. Ullu, E. and C. Tschudi, Alu sequences are processed 7SL RNA genes. Nature, 1984. 312(5990): p. 171-2.

142. Smit, A.F. and A.D. Riggs, MIRs are classic, tRNA-derived SINEs that amplified before the mammalian radiation. Nucleic Acids Res, 1995. 23(1): p. 98-102.

143. Daniels, G.R. and P.L. Deininger, Repeat sequence families derived from mammalian tRNA genes. Nature, 1985. 317(6040): p. 819-22.

144. Yoshioka, Y., et al., Molecular characterization of a short interspersed repetitive element from tobacco that exhibits sequence homology to specific tRNAs. Proc Natl Acad Sci U S A, 1993. 90(14): p. 6562-6.

145. Herrera, R.J. and J. Wang, Evidence for a relationship between the Bombyx mori middle repetitive Bm1 sequence family and U1 snRNA. Genetica, 1991. 84(1): p. 31-7.

146. Ono, M., M. Kawakami, and T. Takezawa, A novel human nonviral retroposon derived from an endogenous retrovirus. Nucleic Acids Res, 1987. 15(21): p. 8725-37.

147. He, H., et al., Polymorphic SINEs in chironomids with DNA derived from the R2 insertion site. J Mol Biol, 1995. 245(1): p. 34-42.

148. Bogenhagen, D.F. and D.D. Brown, Nucleotide sequences in Xenopus 5S DNA required for transcription termination. Cell, 1981. 24(1): p. 261-70.

149. Hess, J., et al., End-to-end transcription of an Alu family repeat. A new type of polymerase-III-dependent terminator and its evolutionary implication. J Mol Biol, 1985. 184(1): p. 7-21.

150. Shumyatsky, G.P., S.V. Tillib, and D.A. Kramerov, B2 RNA and 7SK RNA, RNA polymerase III transcripts, have a cap-like structure at their 5' end. Nucleic Acids Res, 1990. 18(21): p. 6347-51.

151. Kramerov, D.A., et al., The most abundant nascent poly(A) + RNAs are transcribed by RNA polymerase III in murine tumor cells. Nucleic Acids Res, 1990. 18(15): p. 4499-506.

152. Maraia, R.J., et al., Multiple dispersed loci produce small cytoplasmic Alu RNA. Mol Cell Biol, 1993. 13(7): p. 4233-41.

153. Maraia, R.J., The subset of mouse B1 (Alu-equivalent) sequences expressed as small processed cytoplasmic transcripts. Nucleic Acids Res, 1991. 19(20): p. 5695-702.

154. Kramerov, D.A., et al., Nucleotide sequence of small polyadenylated B2 RNA. Nucleic Acids Res, 1985. 13(18): p. 6423-37.

155. Kaukinen, J. and S.L. Varvio, Artiodactyl retroposons: association with microsatellites and use in SINEmorph detection by PCR. Nucleic Acids Res, 1992. 20(12): p. 2955-8.

156. Zietkiewicz, E., et al., Monophyletic origin of Alu elements in primates. J Mol Evol, 1998. 47(2): p. 172-82.

157. Quentin, Y., Emergence of master sequences in families of retroposons derived from 7sl RNA. Genetica, 1994. 93(1-3): p. 203-15.

158. Smit, A.F., Jurka, J., Kapitonov, V., Niak, A., Entries in Repbase Update on World Wide Web.

159. Batzer, M.A., et al., African origin of human-specific polymorphic Alu insertions. Proc Natl Acad Sci U S A, 1994. 91(25): p. 12288-92.

160. Batzer, M.A., et al., Standardized nomenclature for Alu repeats. J Mol Evol, 1996. 42(1): p. 3-6.

161. Sherry, S.T., et al., Alu evolution in human populations: using the coalescent to estimate effective population size. Genetics, 1997. 147(4): p. 1977-82.

162. Batzer, M.A. and P.L. Deininger, A human-specific subfamily of Alu sequences. Genomics, 1991. 9(3): p. 481-7.

163. Skryabin, B.V., et al., The BC200 RNA gene and its neural expression are conserved in Anthropoidea (Primates). J Mol Evol, 1998. 47(6): p. 677-85.

164. Kramerov, D.A. and N.S. Vassetzky, Structure and origin of a novel dimeric retroposon B1-diD. J Mol Evol, 2001. 52(2): p. 137-43.

165. Bernardi, G., The compositional evolution of vertebrate genomes. Gene, 2000. 259(1-2): p. 31-43.

166. Ovchinnikov, I., A.B. Troxel, and G.D. Swergold, Genomic characterization of recent human LINE-1 insertions: evidence supporting random insertion. Genome Res, 2001. 11(12): p. 2050-8.

167. Quentin, Y., A master sequence related to a free left Alu monomer (FLAM) at the origin of the B1 family in rodent genomes. Nucleic Acids Res, 1994. 22(12): p. 2222-7.

168. Kass, D.H., M.A. Batzer, and P.L. Deininger, Gene conversion as a secondary mechanism of short interspersed element (SINE) evolution. Mol Cell Biol, 1995. 15(1): p. 19-25.

169. Aho, S., et al., Human periplakin: genomic organization in a clonally unstable region of chromosome 16p with an abundance of repetitive sequence elements. Genomics, 1999. 56(2): p. 160-8.

170. Makalowski, W., G.A. Mitchell, and D. Labuda, Alu sequences in the coding regions of mRNA: a source of protein variability. Trends Genet, 1994. 10(6): p. 188-93.

171. Chesnokov, I.N. and C.W. Schmid, Specific Alu binding protein from human sperm chromatin prevents DNA methylation. J Biol Chem, 1995. 270(31): p. 18539-42.

172. Chu, W.M., et al., Potential Alu function: regulation of the activity of double-stranded RNA-activated kinase PKR. Mol Cell Biol, 1998. 18(1): p. 58-68.

173. Avramova, Z., O. Georgiev, and R. Tsanev, DNA sequences tightly bound to proteins in mouse chromatin: identification of murine MER sequences. DNA Cell Biol, 1994. 13(5): p. 539-48.

174. Hayakawa, T., et al., Alu-mediated inactivation of the human CMP- N-acetylneuraminic acid hydroxylase gene. Proc Natl Acad Sci U S A, 2001. 98(20): p. 11399-404.

175. Hilgard, P., et al., Translated Alu sequence determines nuclear localization of a novel catalytic subunit of casein kinase 2. Am J Physiol Cell Physiol, 2002. 283(2): p. C472-83.

176. Hoenicka, J., et al., A two-hybrid screening of human Tau protein: interactions with Alu- derived domain. Neuroreport, 2002. 13(3): p. 343-9.

177. Hogeveen, K.N., M. Talikka, and G.L. Hammond, Human sex hormone-binding globulin promoter activity is influenced by a (TAAAA)n repeat element within an Alu sequence. J Biol Chem, 2001. 276(39): p. 36383-90.

178. Sifis, M.E., K. Both, and L.A. Burgoyne, A more sensitive method for the quantitation of genomic DNA by Alu amplification. J Forensic Sci, 2002. 47(3): p. 589-92.

179. Romualdi, C., et al., Patterns of human diversity, within and among continents, inferred from biallelic DNA polymorphisms. Genome Res, 2002. 12(4): p. 602-12.

180. Gilbert, N. and D. Labuda, CORE-SINEs: eukaryotic short interspersed retroposing elements with common sequence motifs. Proc Natl Acad Sci U S A, 1999. 96(6): p. 2869-74.

181. Gilbert, N., et al., Plant S1 SINEs as a model to study retroposition. Genetica, 1997. 100(1-3): p. 155-60.

182. Mayorov, V.I., et al., B2 elements present in the human genome. Mamm Genome, 2000. 11(2): p. 177-9.

183. Matassi, G., D. Labuda, and G. Bernardi, Distribution of the mammalian-wide interspersed repeats (MIRs) in the isochores of the human genome. FEBS Lett, 1998. 439(1-2): p. 63-5.

184. Gilbert, N. and D. Labuda, Evolutionary inventions and continuity of CORE-SINEs in mammals. J Mol Biol, 2000. 298(3): p. 365-77.

185. Ohshima, K., et al., The 3' ends of tRNA-derived short interspersed repetitive elements are derived from the 3' ends of long interspersed repetitive elements. Mol Cell Biol, 1996. 16(7): p. 3756-64.

186. Jurka, J., E. Zietkiewicz, and D. Labuda, Ubiquitous mammalian-wide interspersed repeats (MIRs) are molecular fossils from the mesozoic era. Nucleic Acids Res, 1995. 23(1): p. 170-5.

187. Serdobova, I.M. and D.A. Kramerov, Short retroposons of the B2 superfamily: evolution and application for the study of rodent phylogeny. J Mol Evol, 1998. 46(2): p. 202-14.

188. Ferrigno, O., et al., Transposable B2 SINE elements can provide mobile RNA polymerase II promoters. Nat Genet, 2001. 28(1): p. 77-81.

189. Shen, M.R., J. Brosius, and P.L. Deininger, BC1 RNA, the transcript from a master gene for ID element amplification, is able to prime its own reverse transcription. Nucleic Acids Res, 1997. 25(8): p. 1641-8.

190. Murnane, J.P. and J.F. Morales, Use of a mammalian interspersed repetitive (MIR) element in the coding and processing sequences of mammalian genes. Nucleic Acids Res, 1995. 23(15): p. 2837-9.

191. Platzer, M., et al., Ataxia-telangiectasia locus: sequence analysi...