Морфофункціональний стан шлунка за умов тривалої дії на організм тварин епіхлоргідрину

Оновлення клітинного складу поверхневого епітелію шлунка здійснюється протягом декількох діб, клітинний склад залоз оновлюється протягом декількох місяців. У шийці залоз шлунка розташовуються недиференційовані епітеліоцити, які є мультипотентними стовбуровими клітинами, здатними до мітотичного поділу. Виникаючі в результаті поділу клітини мігрують у напрямку просвіту шлунка і в напрямку дна залоз. Під час міграції відбувається їх диференціювання в різні типи клітин, які входять до складу поверхневого епітелію шлункових ямок і залоз шлунка. Недиференційовані епітеліоцити області шийок залоз мають відносно малі розміри, великий ядерно-цитоплазматичний індекс (ЯЦІ), помірно розвинену ендоплазматичну мережу, незначне число мітохондрій. В апікальній частині цитоплазми епітеліоцитів знаходяться секреторні гранули [215, 265, 269, 287, 288, 345].

Процеси поділу, міграції, диференціювання клітин епітелію СО шлунка, їх загибелі шляхом апоптозу і відторгнення в просвіт шлунка контролюються численними регуляторними факторами, які належить до різних регуляторних систем клітинного, міжклітинного, тканинного рівнів та організму в цілому. Тонке регулювання цих процесів дозволяє адаптувати стан структурного гомеостазу поверхневого епітелію і залоз шлунка до умов середовища. Інтенсивність поділу недиференційованих епітеліоцитів залежить від характеру експресії генів та стану рецепторного апарату клітин [220, 312, 364, 365].

Характер клітинного оновлення епітелію СО шлунка визначається впливами з боку факторів росту, факторів ендокринної, імунної та нервової систем. Відомо, що зниження рівня епідермального фактора росту і пригнічення його рецепторів зменшує інтенсивність поділу клітин епітелію шлунка у щурів. Встановлена здатність фактора росту фібробластів стимулювати процеси клітинного розмноження. Особливий інтерес мають наукові дані, які свідчать про паракринну регуляцію клітинного поділу і диференціювання в СО шлунка. Так гіперсекреція гастрину G-клітинами супроводжується інтенсифікацією проліферації і збільшенням кількості ECL-клітин [199, 256, 279, 294].

Суттєва роль в регуляції поділу клітин епітелію СО шлунка належить тиреоїдним і глюкокортикоїдним гормонам. Відомо, що ураження гіпоталамусу і денервація шлунка супроводжуються зміною характеру клітинного оновлення. Імунні реакції проти Helicobacter pylori супроводжуються підвищенням рівня IgA, що призводить до аномалій клітинного оновлення у СО шлунка. Слід зазначити, що багато дослідників виявили взаємозалежність ефектів різних регуляторних факторів і наявність особливостей цих ефектів в різних умовах навколишнього середовища [137, 196, 225, 277].

Таким чином, шлунок є важливим органом ТС, який має складну структуру і виконує багато різноманітних функцій. Виконання більшості з цих функцій забезпечується СО органу. СО пілоричного відділу шлунка має гетерогенний клітинний стан, постійність складу якого забезпечується багатьма механізмами, які знаходяться під контролем регуляторних систем різного рівня.

1.2 Сучасний стан проблеми впливу шкідливих екзогенних факторів хімічної природи на морфологію та функціональну активність шлунка

У розділі представлені наукові дані про закономірності змін будови і функцій шлунка, а також структури клітин СО органу в умовах дії на організм екзогенних факторів хімічної природи.

Стінка шлунка піддається різноманітним впливам факторів зовнішнього середовища, що обумовлено, перш за все, постійним контактом з внутрішньошлунковим вмістом, що формується в результаті взаємодії слини і шлункового соку з компонентами їжі. Характер впливу внутрішньошлункового вмісту визначається його фізичними і хімічними властивостями, а також наявністю тих чи інших мікроорганізмів [191, 319].

Крім того, на стан стінки шлунка і, перш за все, на її найбільш складну і гетерогенну структуру - СО - вельми значно впливають речовини, які надходять до неї з кров'ю. Слід зазначити, що вплив екзогенних факторів може бути опосередкований сигналами різних регуляторних систем, що виникають під дією цих факторів [13, 24, 73, 250, 267].

Встановлено, що зміни в стінці шлунка викликають різноманітні хімічні фактори, серед яких компоненти автомобільних вихлопів, сигаретного диму, про-мислових викидів, пестициди, етанол, певні лікарські речовини і деякі інші фактори. Характер змін, які настають в органі, залежить від властивостей речовин, шляхів їх надходження, дози і тривалості дії [85, 142, 248, 301, 321, 342].

Значна кількість різноманітних речовин, здатних спричиняти зміни у шлунку, надходять в організм аліментарним шляхом з їжею і водою. У промислових і комунально-побутових стоках присутні забруднюючі домішки, такі як алюміній, залізо, марганець, мідь, нікель, свинець, хром, нітрати, нітрити, фториди, ацетон, метанол, фенол, формальдегід, ціаніди, хлориди та інші. В тій чи іншій мірі ці забруднювачі можуть надходити в джерела питної води, а разом з нею і в організм людини, спричиняючи порушення здоров'я. Канцерогенний ризик обумовлений забрудненням водопровідної води хлороформом, бромдіхлорметаном і дибром-хлорметаном. За деякими даними при надмірному надходженні марганцю з питною водою збільшується вироблення HCl і пепсиногену в шлунку людини, розвиваються гіпотрофічні і атрофічні стани СО органу [57, 62, 69, 179, 336].

Однією з груп речовин, що надходять в організм перорально, є пестициди. Відомо, що в сільських місцевостях, де в значних кількостях використовуються пестициди, збільшується частота виникнення гіпертрофічного пілоростенозу. Експериментально доведено, що у щурів, які зазнали впливу гліфосату в дозі 375 мг/кг маси тіла, виникали гістопатологічні зміни шлунка, які проявлялися у зміні структури і кількості епітеліальних клітин СО органу, а також у зміні товщини його м'язовий оболонки [231, 281, 320].

При гострій і хронічній 28-денній інтоксикації щурів-самців лінії Вістар пестицидним препаратом банкол, який вводили внутрішньошлунково через зонд в дозі 1/50 ЛД50 (4,42 мг/кг), в шлунку відбувалося збільшення товщини СО, з'являлися локальні ділянки десквамованого епітелію. В області дна власних залоз спостерігалися бочкоподібні розширення просвіту. У залозах відзначалося збільшення кількості пристінкових екзокриноцитів, зменшення кількості мукоцитів. Власна пластинка СО була набрякла, в ній відзначалася лейкоцитарна інфільтрація [76].

Нітрати та інші сполуки азоту є компонентами добрив, які широко застосовуються у сільському господарстві. Нітрати і нітрити додають в м'ясо і рибу в якості консервантів. Нітрати і нітрити самі по собі не є канцерогенами, але в умовах, які призводять до ендогенного нітрозування, вони можуть привести до підвищеного ризику розвитку пухлин. Результатами численних досліджень було показано, що високе споживання нітратів не викликало збільшення ризику розвитку раку шлунка, в той час як при підвищеному споживанні нітритів і нітрозамінів ризик розвитку цього захворювання зростав [309, 354]

Характер дії етанолу на шлунок залежить від дози, тривалості впливу та ін-ших чинників. При вивченні зв'язку між споживанням алкоголю, поліморфізмом генів алкогольдегідрогенази і альдегіддегідрогенази і ризиком розвитку раку шлунка було виявлено, що у людей, які споживають понад 150 мл етанолу на тиждень, спостерігається збільшення ризику розвитку раку шлунка в порівнянні з тими, які п'ють менше. Ступінь збільшення ризику залежить від наявності тих чи інших алелів генів алкогольдегідрогенази і альдегіддегідрогенази. При морфологічному дослідженні шлунка людей, які страждають на алкогольну хворобу, виявлено поєднання атрофічних змін з виразками СО шлунка, явища гіперплазії і кишкової метаплазії епітелію [144, 173, 257].

В експерименті часто застосовуються різні модифікації етанолової експери-ментальної моделі утворення виразок СО, побудованих на інтрагастральному вве-денні етанолу, які викликають появу виразок в СО шлунка. Внутрішньошлункове введення етанолу супроводжується розвитком етанол-індукованого запалення, надлишковою втратою епітеліальних клітин і ушкодженням слизово-бікарботат-ного бар'єру шлунка. Крім того, етанол посилює фрагментацію ДНК і процеси апоптозу епітеліоцитів СО [4, 109, 228, 264].

Різні хімічні речовини, потрапляючи в організм людини з повітрям, можуть впливати на стан шлунка. Забруднення атмосферного повітря вносить істотний внесок у формування захворюваності на злоякісні новоутворення та смертності від них. Збільшення вмісту в атмосферному повітрі бензину, фенолу, аміаку підвищує рівень захворюваності на рак шлунка. Забруднення атмосферного повітря формальдегідом і суспендованими речовинами впливає на рівень смертності від раку губи, рота, глотки і шлунка. Смертність від раку шлунка залежить від близькості проживання людей до заводів, які здійснюють спалювання сміття і шкідливих відходів, а також до місць з високою щільністю автозаправних станцій. Внаслідок забруднення атмосферного повітря, люди, що живуть поблизу від таких місць, мають підвищений ризик смерті від раку шлунка [70, 86, 189, 368].

Інгаляційним шляхом в організм людини надходить тютюновий дим, який містить, окрім нікотину, кілька десятків токсичних і канцерогенних речовин, у тому числі поліциклічні ароматичні вуглеводні (бензпірен), ароматичні аміни (на-фтиламін, амінобіфеніл), табакоспецифічні нітрозоаміни, вінілхлорид, бензол, альдегіди (формальдегід), феноли, хром, кадмій, полоній-210, вільні радикали та інші. Тютюновий дим викликає рак шлунка шляхом індукції розвитку епітеліально-мезенхімального переходу, що є вирішальним патофізіологічним процесом в розвитку раку. Певне значення в його здійсненні має активація мітогенактивова-них протеїнкіназ. Крім того, основний компонент тютюну - нікотин - значно підвищує експресію матриксной металопротеїнази MMP7, що відіграє важливу роль в інвазії раку [83, 190, 203].

В умовах інгаляційного впливу парів толуолу в концентрації 10 ГДК в СО фундального відділу шлунка щурів лінії Вістар виявлялися геморагії та ерозії, десквамація поверхневого епітелію, втрата правильної орієнтації залоз. Товщина СО зменшувалася, а товщина підслизової основи збільшувалася. У фундальних залозах мало місце зменшення кількості головних екзокриноцитів на тлі збільшення чисельності пристінкових екзокриноцитів. Була присутня вакуолізація пристінкових екзокриноцитів [150].

Таким чином, за даними літератури, екзогенні фактори хімічної природи значно впливають на морфофункціональний стан шлунка в цілому і його пілорич-ного відділу зокрема. Характер змін, які виникають у шлунку внаслідок дії цих факторів, залежить від їхніх хімічних властивостей, дози, тривалості дії та шляхів надходження до організму.

1.3 Сучасні уявлення про вплив епіхлоргідрину на організм людини і тварин

У розділі наведені наукові дані про ЕХГ, а також про закономірності його дії на органи і тканини багатоклітинного організму. Проведено аналіз даних про вплив ЕХГ на органи ТС і на стан шлунка.

ЕХГ (хлорметілоксіран, СH₂(O)CH-CH₂Cl) - органічна речовина, хлорпохідне окису пропілену, яке має в своєму складі активну епоксидну групу і рухливий атом хлору. Він є важливим продуктом органічного синтезу. До числа продуктів, які виробляються на основі ЕХГ, відносяться різноманітні лаки, фарби, клеї, синтетичні волокна, іонообмінні смоли, каучуки. Близько 68% ЕХГ використовується для отримання епоксидних смол. В силу своєї летючості ЕХГ здатний забруднювати повітря в умовах виробництва і, потрапляючи в організм, негативно впливати на здоров'я людини [43, 54, 71, 233].

Токсикокінетика ЕХГ при потраплянні в організм щурів перорально характеризується тим, що він швидко всмоктується і метаболізується. Хімічна модифікація і знешкодження більшості ксенобіотиків відбувається у дві фази. Перша фаза біотрансформації ліпідорозчинних ксенобіотиків здійснюється під дією мікросомальних монооксигеназ. Другу фазу біотрансформації складають реакції, що забезпечуються такими ферментами як епоксідгідролази, глутатіон-S-трансфера-зи, г-глутамінтрансферази. Одним з основних шляхів метаболізму ЕХГ є його зв'язування з глутатіоном, який каталізується ферментом глутатіон-S-епоксид- трансфераза. ЕХГ і його метаболіти накопичуються переважно в печінці, нирках, шлунку, ПЗ, селезінці і надниркових залозах. Період напіввиведення при одноразовому надходженні становить 2 години. При хронічному впливі ЕХГ і його метаболіти знаходяться в організмі довше. Близько 38% виводяться із повітрям, що видихається, близько 3% - із фекаліями, близько 50% - із сечею. Основні метаболіти в сечі були ідентифіковані як N-ацетил-S-(3-хлор-2-гідроксипропіл)-L-цис-теїну і б-хлоргідрин, які складали близько 36% і 4% від введеної дози, відповідно [33, 212]. Метаболітом ЕХГ в сечі є також 3-хлор-2-гідроксипропілмеркаптурова кислота [166].

За даними інших авторів при пероральному введенні щурам в дозі 25 мг/кг період напіввиведення ЕХГ становить 20-34 хвилини. Дослідження in vitro показали, що ЕХГ швидко метаболізується в гомогенаті печінки, але порівняно довго знаходиться в плазмі крові [244].

Токсикокінетика ЕХГ при інгаляційному введенні характеризується оборотним утворенням комплексу з сироватковим альбуміном, що на тлі зниження активності епоксідгідролази сприяє пригніченню першої і другої фаз біотрансформації ксенобіотиків та збільшення тривалості циркуляції ЕХГ в крові [25, 31, 34, 36].

Токсикодинамічні ефекти ЕХГ обумовлені його здатністю викликати розвиток мембранопатії за допомогою посилення вільнорадикального окислення ліпідів, зменшення кількості SH-груп, порушення антиоксидантної системи, посилення метаболізму арахідонової кислоти з підвищенням продукції лейкотрієну ЛТВ₄, тромбоксану В₂, а також змін рівня АКТГ в крові, вмісту цАМФ і цГМФ в печінці. Одним з механізмів дії ЕХГ є порушення біоенергетичних процесів, про що свідчить різке зменшення рівня АТФ, співвідношення АТФ/АДФ і окремих компонентів мітохондріального електронтранспортного ланцюга (FeS-білки, семіхінонні вільні радикали) при істотному підвищенні утворення нітрозильних комплексів заліза, а також дисбаланс пулу нікотинамідних коферментів переважно за рахунок окислених форм. ЕХГ викликає виснаження системи антиоксидантного захисту та індукує розвиток окисного стресу [15, 26, 27, 30, 35, 37, 280].

ЕХГ викликає зміну стану різних органів і розвиток в них патологічних процесів. Показана наявність канцерогенної дії ЕХГ. За результатами медичних оглядів у працівників, які зайняті на виробництві ЕХГ, була відмічена підвищена захворюваність органів системи кровообігу та НС, а також збільшення частоти психічних розладів [48, 182]. Найбільш поширеними є ризики неврологічних порушень і психічних розладів, функціональних порушень серцево-судинної і травної систем (гастритів, переважно атрофічних, гепатозу і ліпоматозу ПЗ) [140, 141].

За даними Д.В. Русанової і співавт. (2012) [97] ЕХГ є токсикантом нейротропної дії. Електронейроміографічне тестування моторного компоненту нервів на верхніх і нижніх кінцівках у людей, які працювали на виробництві ЕХГ, виявило збільшену частоту субпорогового зниження швидкості проведення імпульсу по великогомілковому нерву у 68% осіб. На руках зниження швидкісних показників реєструвалося в 20% випадків. В цілому тестування сенсорного компоненту нервів виявило переважне зниження швидкості проведення імпульсу на нижніх кінцівках.

У роботах К.А. Фоміної (2012) [152, 153] представлені результати дослідження наслідків 2-місячного інгаляційного впливу ЕХГ (10 мг/м³) на структурну організацію гіпофіза білих щурів-самців статевонезрілого, статевозрілого і старечого віку, які свідчать про статистично значуще зменшення абсолютної і відносної маси гіпофіза, а також гіпофізарно-мозкового індексу у всіх вікових серіях. Було також зафіксоване значне зменшення довжини, товщини і об'єму гіпофіза, збільшення ширини і щільності даного органу, максимально виражені у щурів репродуктивного віку. Встановлено статистично значиме зменшення абсолютної маси мозку в усіх вікових групах, максимально виражене у статевозрілих щурів.

Дослідження гуморального імунітету у працівників виробництва ЕХГ показало, що його вплив призводить до збільшення концентрації IgG і зниження концентрації IgA та IgM. При цьому ступінь зміни імунологічних показників є дозо- залежним [60].

В.М. Волошин (2012) [20, 21] виявив значні зміни в тимусі щурів при хронічному інгаляційному введенні ЕХГ: зменшення кількості клітин у корі і мозковій речовині, потовщення капсули, яка оточує орган, заміщення жировою тканиною часточок тимуса, збільшення кількості макрофагів у корі.

В експериментах на щурах було показано наявність негативного впливу ЕХГ на репродуктивну функцію. Зменшення фертильності самців виникало у зв'язку з розвитком гістопатологічних змін в сім'яниках і в придатках яєчок. За деякими даними одноразове введення ЕХГ щурам в дозі 50 мг/кг супроводжувалося збільшенням кількості апоптотичних клітин у придатках яєчок через 8 годин; ступінь збільшення досягала максимуму через 12 годин після введення, а потім зменшувався. ЕХГ також негативно впливав на рухливість сперматозоїдів. Порушення структури яєчок, передміхурової залози і уповільнення процесів сперматогенезу на стадії формування сперматид були описані після хронічного інгаляційного надходження ЕХГ в організм щурів [22, 178, 315].

Деякі дослідники наводять переконливі експериментальні данні про негативну дію ЕХГ на кісткову систему. Після закінчення дії парів ЕХГ у статевозрілих щурів найбільша довжина нижньої щелепи і висота її гілки, а також товщина альвеолярного і висхідного контрфорсів, ширина і висота нижнього різця були менше відповідних значень у інтактних щурів. ЕХГ також викликав зниження механічної міцності і збільшення крихкості плечової кістки білих щурів [38, 108]. У дихальній системі негативний вплив ЕХГ проявляється зменшенням маси легень. Зменшення маси правої легені, виявлене в експерименті на щурах, було більш вираженим, ніж зменшення маси лівої легені [98].

Таким чином, механізми впливу і закономірності дії ЕХГ на стан різних органів і систем організму активно вивчаються сучасними дослідниками. Разом з тим, відомості про процеси, що відбуваються в шлунку, після завершення тривалого інгаляційного впливу ЕХГ на організм тварин в науковій літературі відсутні.

1.4 Шляхи корекції порушень морфофункціонального стану шлунка, що виникають внаслідок дії екзогенних факторів хімічної природи на організм

У розділі представлені наукові відомості про засоби і шляхи корекції порушень, що виникають в організмі під дією екзогенних факторів хімічної природи, а також наведені дані, що обґрунтовують можливість застосування екстракту ЕП і тіотриазоліну для корекції порушень морфофункціонального стану шлунка.

Внаслідок того, що вплив на організм екзогенних чинників хімічної природи може супроводжуватися змінами функціонального стану різних органів, в тому числі і шлунка, які призводять до порушення здоров'я, працездатності людей і погіршення якості життя, виникає необхідність розробки способів корекції цих порушень і методів профілактики їх виникнення. Основні підходи до вирішення цього завдання полягають в розробці і здійсненні організаційних заходів, спрямованих на зменшення тривалості та інтенсивності впливу хімічних чинників, а також у використанні препаратів, здатних вплинути на основні ланки патогенезу. У ряді випадків препарати-коректори діють на декілька ланок патогенезу [84, 188, 197, 242, 273, 333, 378].

Вибір препарату для корекції змін, що наступають внаслідок впливу хімічного агента, залежить від його природи, характеру змін і особливостей їх патогенезу. Дія хімічних факторів на організм, як правило, супроводжується розвитком оксидантного стресу, що обумовлює ефективність застосування антиоксидантів [79, 171, 210, 239, 326].

Система захисту шлунка є багатокомпонентною і включає три рівні: хіміч-ний - передепітеліальний захист, або слизово-бікарбонатний бар'єр; клітинний - покривний епітелій, що формує анатомічний бар'єр на шляху пептичних і біологічних факторів; тканинний комплекс клітин і матриксу власної пластинки, що забезпечує регуляцію, трофіку, контроль кінетики покривного епітелію, реалізацію реакцій неспецифічного і специфічного імунного захисту організму. Багатофакторність системної, локальної та паракринної регуляції структур гастроінтестінального бар'єру визначає можливості розвитку компенсаторно-пристосувальних процесів і може бути мішенню корекції порушення структурного гомеостазу СО [41]

Для корекції змін в стінці шлунка, обумовлених факторами навколишнього середовища, використовуються різні препарати [161, 162, 307]. Серед них значне місце займають препарати, які мають антиоксидантні ефекти. В експериментах на щурах встановлено, що застосування антиоксиданту мексидола в період хронічного введення пестициду банкола, що відноситься до середньотоксичних з'єднань третього класу небезпеки, позитивно впливає на СО шлунка, сприяє зменшенню інтенсивності запально-реактивних процесів в ній [76].

В результаті оцінки механізмів гастропротективної дії німфаела (Nymphay-ol), отриманого з латаття зірчастого (Nymphaea Stellata), в умовах дії етанолу на СО шлунка щурів була встановлена антиоксидантна активність німфаела, що про-являлася у збільшенні активності каталази, супероксиддисмутази і глутатіонпероксидази. Застосування німфаела призводило до зменшення ймовірності виникнен-ня індукованої етанолом виразки СО [255]. З наявністю антиоксидантної активності пов'язують гастропротективний ефект кроцину, екстракту пітецеллобіума, есцину і деяких інших препаратів [169, 227, 228, 332].

Характер дії хімічних екзогенних факторів на СО шлунка багато в чому визначається станом мітохондрій і енергетичного обміну. Було показано, що одним з механізмів протективного ефекту пептиду серицину (білка, що входить до складу шовку, який виробляється гусеницями тутового шовкопряду) проти індукованих алкоголем поразок шлунка у мишей є захист структури і функції мітохондрій. Аналогічні експериментальні результати були отримані при вивчення захисних ефектів Panax japonics [328, 329].

При дослідженні профілактичних і лікувальних ефектів інгібітору протонної помпи езомепразолу у випадках уражень СО шлунка у щурів, індукованних нестероїдним протизапальними препаратами (НПЗП) (індометацином), визначали рівні нікотинамідаденіндінуклеотиду, сукцинатдегідрогенази, цитохром-С-редук-тази, цитохром оксидази. Індометацин зменшував активність мітохондріальних ферментів на 60-75%. Застосування езомепразолу значно зменшувало вираженість цих ефектів. Гастропротекторна дія гібридної триптамінгалової кислоти обумовлена відновленням функції дихального ланцюга перенесення електронів. Існують експериментальні докази реалізації дії комплексу омепразол+N-ацетилцистеїн, спрямованого на усунення наслідків застосування індометацину у СО шлунка щурів, за допомогою механізму нормалізації роботи дихального ланцюга перенесення електронів в мітохондріях [224, 338, 371].

Ефективність застосування деяких препаратів-коректорів обумовлена їх протизапальною активністю. За допомогою такого механізму S-алілцистеїн зменшує ступінь пошкодження СО шлунка НПЗП. Протизапальними властивостями екстракту листя Piper aduncum визначається обґрунтованість його використання для корекції змін в органі, викликаних індометацином. Описано протизапальну дію екстракту Rumex aquaticus, що містить кверцетин-3-O-в-D-глюкуронопірано-зид, в разі пошкодження СО шлунка етанолом [253, 327, 343].

Дія багатьох гастропротекторів обумовлена антиапоптотичним ефектом. Морін захищає СО шлунка щурів від індукованих індометацином ушкоджень, виявляючи, поряд з антиоксидантною дією, здатність пригнічувати процеси апоптозу, викликані індометацином, за допомогою впливу на сигнальний шлях NF-kB [306].

Механізм опосередкованого пригнічення процесів апоптозу гастропротекторного ефекту гібридної триптамінгалової кислоти в разі її використання для нівелювання розвитку гастропатії, викликаної НПЗП, полягає в інгібуванні активації цими препаратами мітохондріального сигнального шляху апоптозу [371]. За допомогою пригнічення процесів апоптозу реалізують свої гастропотекторні властивості такі препарати як капсаїцин, ваніліл нонаноат і деякі інші [184, 229, 334, 374].

Здатність деяких препаратів послаблювати вираженість шкідливої дії хімічних екзогенних факторів реалізується через механізм посилення синтезу муцинів. Такий ефект показаний в експериментах на щурах для водноспиртового екстракту, отриманого з листя Serjania Marginata, застосування якого стимулювало вироблення мукоїдного секрету [214].

Збільшення інтенсивності продукції мукоїдного секрету під дією екстракту з листя Celtis iguanaea викликало зменшення ушкоджуючої дії на СО шлунка ми-шей з боку різних хімічних чинників. Результати вивчення гастропротекторної активності карвакрола, показали, що в умовах моделювання ураження шлунка з використанням абсолютного етанолу, підкисленого етанолу і НПЗП карвакрол збільшував вироблення мукоїдного секрету. Вивчення механізмів дії гідроалкогольного екстракту з надземних частин Maytenus robusta Reissek (Celastraceae) на моделі хронічної виразки шлунка у щурів, індукованої оцтовою кислотою, показало, що антиульцерогенна активність екстракту реалізується за допомогою збільшення кількості синтезованого муцину [238, 252, 298].

Існують і інші механізми реалізації захисної дії препаратів. В експериментах на мишах було показано, що протекторний ефект простагландину E₂ (PGE₂) в умовах впливу різних хімічних агентів опосередкований підтипами рецепторів простагландинів: інгібування секреції кислоти (EP3), пригнічення моторики (EP1), стимуляції секреції слизу (EP4) і секреції HCO?? (EP1), збільшення кровотоку через СО (EP2/EP4). Слід зазначити, що багато препаратів здійснюють ко-рекцію змін, що відбуваються в шлунку під впливом екзогенних хімічних чинників, за допомогою декількох механізмів [183, 331, 358, 360].

Для корекції змін, викликаних дією хімічних чинників зовнішнього середовища, застосовують препарати ЕП (Echinacea purpurea (L.) Moench). Ехінацея пурпурова - це рослина сімейства Складноцвіті (Asteraceae), що представляє собою багаторічну трав'янисту рослину заввишки 50-100 см з одним або декількома циліндричними ребристими гіллястими стеблами. В якості лікарської сировини використовують траву, заготовлену в фазу цвітіння, а також кореневища з корінням, викопані восени. Біологічно активними сполуками трави ЕП є фенілпропаноїди: корична, цикорієва, кавова і хлорогенова кислоти, полісахариди, алкіламіди, лектини, флавоноїди [17, 50, 92, 147, 151].

Високомолекулярний полісахарид гетероксилан активує фагоцитоз. Полісахарид арабіногалактан індукує вивільнення фактору некрозу пухлин, який підвищує рівень макрофагального інтерлейкіну-1 та інтерферону-в₂. Корична кислота і алкіламіди стимулюють фагоцитоз. Алкіламід ізобутиламід має антибактеріальну або противірусну активність за рахунок модуляції імунної системи. Препарати ЕП застосовуються як адаптогенні, імуномодуляторні, антиоксидантні, протизапальні, противірусні, тонізуючі засоби [2, 53, 291].

Профілактичні та корегуючи властивості ЕП щодо порушень, які викликаються хімічними екзогенними факторами, описані рядом дослідників. Була проведена оцінка здатності ЕП підвищувати адаптаційні можливості мишей до дії тетрахлорметану. Використовували 20% водно-спиртову настойку з коренів і кореневищ ЕП. Після введення тетрахлорметану рівень кортикостерону в крові підви-щувався, в тканині печінки знижувався рівень АТФ, зростав вміст аланінаміно-трансферази. Введення ЕП з тетрахлорметаном не попереджало розвитку змін, але істотно зменшувало вираженість негативного впливу останнього [155].

Пероральне застосування коричної кислоти, що міститься в ЕП, зменшувало вираженість гострого алкогольного ураження печінки (стеатозу) мишей, пригнічуючи індуцибельну NO-синтазу (iNOS) і iNOS-залежні сигнальні каскади в печінці [316].

Екстракт ЕП грав важливу роль у захисті печінки і нирок від токсичної дії діетілнітрозаміну у щурів. Діетілнітрозамін є гепатотоксичною і нефротоксичною речовиною. Rezaie A. at al. (2013) [223] в експериментах на щурах виявили підвищення рівня аспартатамінотрансферази, аланінамінотрансферази, лужної фосфатази, сечовини, креатиніну, загального і прямого білірубіну в крові. Гістологічне дослідження дозволило виявити підвищення рівня проліферації зірчастих клітин печінки і фіброзні зміни в ній. Використання екстракту ЕП дозволило значно пом'якшити токсичні ефекти діетілнітрозаміну: ступінь виразності змін зазначених показників істотно зменшилася.

Були вивчені зміни органометричних показників надниркових залоз щурів після завершення 60-денних інгаляцій толуолу і введення настойки ЕП. Інгаляції толуолу приводили до зменшення маси, об'єму та лінійних розмірів надниркових залоз. Зміни виявлялися на 1-шу, 7-му і 15-ту добу. Настойка ЕП, що вводилася в період дії толуолу, скорочувала тривалість зменшення зазначених показників [96].

Препарати ЕП застосовують з метою корекції змін, що наступають внаслідок впливу ЕХГ. Результати дослідження впливу ЕХГ вказують на зменшення кількості клітин лімфоїдної популяції як у корі, так і в мозковій речовині тимусу щурів. В умовах поєднаної дії настойки ЕП і ЕХГ, токсичні прояви дії ЕХГ ставали менш вираженими [20].

За даними А.Н. Скоробогатова (2013, 2014) [105, 108] вплив парів ЕХГ супроводжувався дестабілізацією кристалічної решітки кісткового біомінералу, виразність і темпи відновлення якої залежали від віку щурів. Найефективніше розміри кристалітів і коефіцієнт мікротекстурування відновлювалися у статевонезрілих щурів, у віковому періоді інволютивних змін відновлення було мінімальним. Аналогічні закономірності були виявлені при вимірюванні механічної міцності плечової кістки щурів, які отримували ЕХГ. Застосування на тлі інгаляцій ЕХГ настойки ЕП супроводжувалося згладжуванням виявлених змін.

Є відомості щодо застосування препаратів ехінацеї для корекції змін морфофункціонального стану шлунка, викликаних ЕХГ. У дослідах на щурах виявлено, що його дія призводила до зменшення висоти власних залоз і кількості клітин в одній власній залозі СО фундального відділу шлунка. Введення екстракту ЕП зменшувало ступінь виразності цих змін [135].

Таким чином, препарати ЕП можуть бути використані для корекції змін, що виникають в різних тканинах під дією ЕХГ. Слід зазначити, що для експериментального обґрунтування доцільності застосування препаратів ЕП з метою корекції таких змін у пілоричному відділі шлунка необхідне проведення цілеспрямованих досліджень.

Для корекції змін в тканинах, що викликаються екзогенними токсикантами, використовується тіотриазолін (морфоліній-3-метил-1,2,4-триазоліл-5 тіоацетат) - високоефективний лікарський засіб з широким спектром дії, який має антиоксидантні, мембраностабілізуючі, протиішемічні, антиаритмічні, імуномодулюючі, протизапальні, противірусні та стимулюючі регенерацію клітин властивості [80].

Дія тіотриазоліну обумовлена тіольною групою, яка надає молекулі відновні властивості і здатність приймати електрони від активних форм кисню та інших нестійких з'єднань, при цьому атом сірки переходить з двовалентного в чотирьох-валентний стан. Завдяки наявності третинного азоту в молекулі тіотриазоліну пре-парат зв'язує надлишок іонів водню. Тіотриазолін активує антиоксидантні ферменти каталазу, супероксиддисмутазу і глутатіонпероксидазу, сприяє більш економній витраті ендогенних антиоксидантів, попереджує перетворення ксантиндегідрогенази у ксантиноксидазу, знижує витік електронів в електронно-транспортно-му ланцюзі мітохондрій і утворення супероксидного аніону. Мембраностабілізуючий ефект також обумовлений антиоксидантним ефектом препарату. Тіотриазолін сприяє активації анаеробного і аеробного шляху окислення глюкози за рахунок активації лактатдегідрогенази і піруваткіназної активності, що обумовлює відновлення пулу макроергів в умовах гіпоксії і знижує ступінь лактатацидозу у клітині [42, 45, 64, 145, 146, 157].

Здатність тіотриазоліну пом'якшувати наслідки дії екзогенних чинників хімічної природи була показана як в клініці, так і в експерименті. У хворих на гострий гепатит В із супутнім хронічним алкогольним ураженням печінки дисбаланс цитокінової регуляції є більш вираженим. Включення в базисну терапію цих хворих тіотриазоліну прискорює відновлення параметрів цитокінового балансу, запального процесу в печінці і збільшує частоту сероконверсії з появою антитіл anti-HBeAg [154].

Експериментальне вивчення ураження печінки при гострому отруєнні парацетамолом дозволило встановити збільшення вмісту інтерлейкіну-1, зниження вмісту інтерлейкіну-10, наявність цитолізу в печінці. Гепатопротекторна дія тіотриазоліну проявлялася зменшенням концентрації прозапального цитокіну інтерлейкіну-1 і збільшенням концентрації протизапального цитокіну інтерлейкіну-10 в сироватці крові щурів, зниженням інтенсивності цитолітичних процесів в печінці [23].

Встановлено, що хронічна алкогольна інтоксикація супроводжується гемодинамічними порушеннями з боку мікроциркуляторного русла тканини мозку щу-рів, метаболічними і дистрофічними змінами. Введення тіотриазоліну забезпечує вазопротекторну і нейропротекторну дію на тканину головного мозку внаслідок модулюючого впливу на метаболізм і стан гемодинаміки [18].

Після 60-денної інгаляційної дії толуолу спостерігалося зниження механічної міцності нижньої щелепи і плечової кістки статевонезрілих білих щурів. Після завершення дії парів толуолу міцність нижньої щелепи і плечової кістки відновлювалася протягом 15 днів. Застосування на тлі інгаляцій толуолу тіотриазоліну супроводжувалося згладжуванням негативного впливу толуолу на міцність кісток [106]. Протекторну дію тіотриазоліну на стан фундального відділу шлунка було виявлено в умовах дії толуолу на щурів. Вона виражалася в зменшенні кількості і площі деструкцій СО органу, викликаних толуолом [40].

У науковій літературі є відомості про ефективність застосування тіотриазоліну для корекції змін в тканинах, індукованих ЕХГ. Результати дослідження змін, що виникають під дією ЕХГ, вказують на зменшення кількості клітин лімфоїдної популяції в корі і в мозковій речовині тимуса. В умовах поєднаної дії тіотриазоліну і ЕХГ виразність токсичних проявів дії останнього зменшувалась [21].

Після впливу ЕХГ у щурів спостерігалося збільшення відносної площі білої пульпи, що свідчить про гіпертрофію лімфоїдної тканини селезінки. У структурі лімфатичних вузлів збільшувалися частки крайової зони і гермінативного центру. Було відзначено, що тіотриазолін виявляв здатність зменшувати ступінь цих змін [19]. Тобто, можна зазначити, що позитивні результати, отримані при використанні тіотриазоліну для корекції порушень, які виникають під дією ЕХГ в різних тканинах, створюють передумови для пошуку експериментального обґрунтування можливості застосування тіотриазоліну для корекції змін, індукованих ЕХГ, в пілоричному відділі шлунка.

Таким чином, аналіз сучасної наукової літератури свідчить про те, що пи-тання впливу ЕХГ на організм людини і тварин активно розробляється. Між тим характер дії ЕХГ на шлунок вивчений недостатньо, багато аспектів даної проблеми не з'ясовані. Зокрема, це ступінь, характер та динаміка змін морфофункціонального стану пілоричного відділу шлунка щурів після тривалого впливу ЕХГ та їх механізми, характер та механізми впливу екстракту ЕП і тіотриазоліну на морфофункціональний стан пілоричного відділу шлунка щурів при їх тривалому використанні, наслідки тривалого введення ЕХГ на морфофункціональний стан пілоричного відділу шлунка щурів на тлі застосування ЕП і тіотриазоліну з метою екс-периментального обґрунтування можливості їх використання для профілактики і корекції пошкоджень шлунка, викликаних ЕХГ.

Вивчення цих питань має не тільки теоретичне, а й велике практичне значення для вирішення актуальної проблеми сучасного людства, яке знаходиться під постійним впливом шкідливих хімічних факторів навколишнього середовища. Ці обставини обумовили необхідність проведення нашого наукового дослідження.

РОЗДІЛ 2. МАТЕРІАЛИ ТА МЕТОДИ ДОСЛІДЖЕННЯ

2.1 Об'єкт дослідження та експериментальні моделі

Експериментальне дослідження проводили на 252 статевозрілих рандомбредних щурах-самцях репродуктивного віку масою тіла 200-250 грам популяції WAG/G Sto (віварій ДЗ «Луганський державний медичний університет»). Всі процедури на тваринах, а також виведення тварин з експерименту здійснювалися відповідно до положення «Європейської конвенції про захист хребетних тварин, що використовуються для експериментального та других наукових цілей» (Страсбург, 18.03.86) [237], Гельсінської декларації, прийнятої Генеральною асамблеєю Всесвітньої медичної асоціації (1964-2000), відповідно до принципів, викладених в методичних рекомендаціях Національного комітету з питань біоетики при Президії НАН України, Комітету з біоетики при Президії АМН України, Інституту фармакології і токсикології АМН України, Державного фармакологічного центру МОЗ України «Біоетична експертиза доклінічних та інших наукових досліджень, які виконуються на тварин (Київ, 2006) [8], а також відповідно до закону України № 3447-IV від 21.02.2006 року «Про захист тварин від жорстокого поводження» [55]. Комісія з етичних питань ДЗ «Луганський державний медичний університет» (протокол № 6 від 7.04.2017 р.) встановила, що умови утримання тварин і маніпуляції, які з ними проводили відповідали нормам чинного законодавства.

Перед початком експерименту щурів ретельно оглядали. Брали до уваги їх рухову активність, стан хутра, колір видимих ділянок шкіри і масу тіла. В експеримент відбирали тварин, які не мали відхилень від норми. Протягом експерименту спостереження за поведінкою і загальним станом щурів проводили щодня [56].

Тварини, які мали відхилення від норми, з експерименту виключалися.

Протягом експерименту щурів контрольної та піддослідних груп утримували в умовах віварію в стандартних клітках з площею дна 806 см² не більше шести голів в одній клітці, при температурі 20-25°С, при відносній вологості повітря 50-65%, в режимі повітрообміну витяжка-приплив 8/10, при природному світловому режимі день-ніч, на стандартному раціоні і у вільному доступі до води. Експеримент проводили в осінньо-зимовий період року з метою зменшення ступеня впливу сезонних коливань на досліджувані показники.

Лабораторні тварини (білі щури), використані в наших експериментах, мають деякі переваги в порівнянні з іншими традиційними лабораторними тваринами: мишами, мурчаками, кроликами, собаками. Білі щури мають значну стійкість до інфекцій. Невеликі розміри тіла щурів дозволяють проводити масові дослід-ження. Шлунок щурів і людини характеризуються морфологічною і фізіологічною подібністю [255, 282, 295, 344].

Перед початком експерименту формували 6 експериментальних груп (табл. 2.1). Щури 1-ї групи були контролем. Їм внутрішньоочеревно протягом 2-х міся ців п'ять днів на тиждень о 9⁰⁰ вводили по 1,0 мл 0,9% розчину хлористого натрію (обсяг, еквівалентний обсягу розчинів, що вводили внутрішньоочеревно щурам інших експериментальних груп).

Таблиця 2.1. Розподіл щурів за групами

Щури 2-ї групи 2 місяці п'ять днів на тиждень протягом п'яти годин в день піддавалися інгаляційному впливу ЕХГ в дозі 10 ГДК (гранично допустима концентрація). Така доза широко застосовується в експериментальних дослідженнях для вивчення ефектів ЕХГ [38, 143].

Інгаляції проводили натщесерце в один і той же час доби з 9⁰⁰ до 14⁰⁰ за допомогою спеціальної установки, змонтованої за методом О.П. Яворівського у модифікації І.Ю. Висоцького [32]. Установка мала компресор, паронасичуючу камеру, затравочну камеру, повітроводи, датчик для регулювання подачі речовини, реометри, терморегулятор, нагрівальний елемент, поглиначі і допоміжне обладнання (рис. 2.1). Повітря перед надходженням в паронасичуючу камеру очищувалося активованим вугіллям.

Паронасичуюча камера представляла собою бутель з термостійкого скла, який частково заповнюється ЕХГ і закривається гумовою пробкою з отворами для двох патрубків. По одному з патрубків повітря надходило в товщу шару ЕХГ. По другому патрубку повітря, насичене парами ЕХГ, з верхньої частини паронасичуючої камери подавалося в затравочну камеру. Для забезпечення інтенсивного барботажу оголовок патрубка, зануреного в ЕХГ, мав воронку з мікропористою скляною пластинкою, яка забезпечувала дроблення струменя повітря на частини [28]. З метою посилення насичення повітря парами ЕХГ використовували розпорошуючий пристрій, а також випарник компонентів ЕХГ з безперервною подачею речовини [29].

Повітря, насичене ЕХГ, надходило у верхню частину двадцятилітрової затравочної камери, що складається з двох ексикаторів, проходило через зону дихання щурів і виводилося з нижньої частини камери за допомогою витяжної вентиляційної установки.

Приміщення, в якому здійснювали інгаляції, було відокремлено від інших приміщень і забезпечено припливно-витяжною вентиляцією. Подачу повітря у паронасичуючу і у затравочну камеру починали після завершення завантаження тва-рин в установку і ретельної герметизації установки. Процес інгаляційного введення ЕХГ відбувався в умовах підтримки в установці нижчого (на 5-6 мм вод. ст.) тиску повітря, ніж тиск повітря в приміщенні, де проводилися інгаляції, що запобігало надходженню парів і аерозолів ЕХГ у приміщення. Подачу ЕХГ в установку припиняли за 15 хвилин до вивантаження щурів. Перед розгерметизацією уста-новки і вивантаженням щурів установку продували чистим повітрям.

Щури 3-ї групи протягом 2-х місяців по п'ять днів на тиждень в 9⁰⁰ через шлунковий зонд отримували екстракт ЕП у вигляді водного розчину (виробництво ВАТ «Лубнифарм", м. Лубни Полтавської області, затверджений наказом МОЗ України № 1029 від 31.12.2014 року, реєстраційний номер № UA/6079/02/01) з розрахунку 200 мг/кг маси тіла. Дози, цього препарату, близькі до такої дозі, засто-совуються в дослідженнях інших авторів [221, 223, 362].

Щурам 4-ї групи протягом 2-х місяців п'ять днів в тиждень в 9⁰⁰ внутрішньочеревно в дозі 117,4 мг/кг маси тіла вводили 2,5% розчин тіотриазоліну (виробництво АТ «Галичфарм», м. Львів, розробка НВО «Фарматрон», м. Запоріжжя, затверджений наказом МОЗ України № 798 від 31.10.2014 року, реєстраційний номер № UA/2565/01/01). Така доза препарату обрана з урахуванням результатів широкого кола експериментальних спостережень [11, 39, 68, 107].

Щури 5-ї групи отримували інгаляційно ЕХГ і внутрішньошлунково через шлунковий зонд екстракт ЕП за вищеописаною методикою. Щурів 6-ї групи піддавали інгаляційному впливу ЕХГ і внутрішньочеревному введенню тіотриазоліну відповідно до методики, описаної вище.

2.2 Методи дослідження

На 1-шу, 7-му, 15-ту, 30-ту, 60-ту добу після завершення 2-місячної дії досліджуваних факторів за допомогою декапітації під наркозом із застосуванням хлороформу виводили з експерименту по 6 щурів з кожної експериментальної групи [82]. Маніпуляції проводили о 10⁰⁰. Після розтину черевної порожнини у виведених з експерименту щурів забирали шлунок, визначали його органометричні показники: довжину по великій і малій кривизні і масу. Для подальшої гістологічної обробки шлунок фіксували в 10% розчині нейтрального формаліну. Після фіксації матеріал промивали в проточній воді. Гістологічну обробку виконували за стандартною методикою шляхом зневоднення в розчинах етилового спирту з подальшим видаленням спирту за допомогою ксилолу. Препарати заливали в парафін. Парафінові серійні зрізи товщиною 4 мкм виготовляли на санному мікротомі. Після фарбування зрізи клали в канадський бальзам. Для вивчення структури шлунка його зрізи фарбували гематоксилін-еозином і за методикою Ван Гізона (кислим фуксином і пікриновою кислотою). З метою виявлення нейтральних муцинів використовували реактив Шиффа (ШИК-реакція, PAS-реакція). Кислі муцини виявляли за допомогою фарбування альціановим синім при рН 2,5. Для дослідження ендокринних клітин використовувати реакції Грімеліуса і Массона-Гамперла в модифікації В.М. Успенського, В.Ю. Голофеєвського. Кількість ендокринних клітин підраховували на контрольній площі в сорока полях зору з наступним перерахунком на 1 мм² S_зр. Визначення числа G-клітин здійснювали шляхом вирахування із загальної кількості ендокринних аргірофільних клітин, виявлених методом Грімеліуса, числа аргентафінних клітин, виявлених за методом Массона-Гамперля [148].

Мітотичну активність клітин СО визначали по відношенню кількості клітин, які діляться мітозом, до загальної кількості клітин. Підрахунки проводили не менше ніж в 5000 клітин СО пілоричного відділу шлунка. Застосовували метод блокованих мітозів, заснований на дії речовин, які блокують мітоз в метафазі [14, 95]. Блокування мітозів викликали внутрішньочеревним введенням розчину вінкристину (Вінкристин-Тева) в дозі 0,2 мг/кг маси тіла щурів за чотири години до забою. Критерієм адекватності дози була відсутність анафаз і телофаз в досліджуваному препараті.

Обробку експериментальних матеріалів проводили у Харківському національному медичному університеті МОЗ України. Гістологічні характеристики шлунка вивчали з використанням лабораторного мікроскопа серії МС 100 фірми Micros (Австрія). Морфометричні параметри гістологічних препаратів визначали із застосуванням програми «Microvisible» (версія 1.11.10).

Для електронно-мікроскопічного дослідження безпосередньо після виведення щурів з експерименту забирали фрагменти шлунка розміром 3 мм³ (1мм Ч 3мм), поміщали їх в глютаральдегідний фіксатор за Тарновським на 24 години, потім в 1% гідроксид осмію за Палладе на 1 годину. Після дегідратації в етанолі наростаючої концентрації і в абсолютному ацетоні матеріал заливали сумішшю епоксидних смол (Епон-аралдіт). Полімеризацію здійснювали протягом 36 годин при температурі 60єС. Ультратонкі зрізи виготовляли на ультрамікротомі УМТП-4 Сумського ВО «Електрон» (Україна), контрастували у розчині уранілацетату та цитраті свинцю за Рейнольдсом [337]. Мікроскопіювання проводили за допомогою електронного мікроскопу ЕМ-125 того ж виробника. Електронно-мікроскопі-чне дослідження проводили в НДІ радіології ім. С.П. Григор'єва (м. Харків).

При мікроскопії за допомогою світлового мікроскопу визначали наступні параметри пілоричного відділу шлунка. Для оцінки стану шлунка щурів в цілому як органу проводили оцінку органометричних показників, таких як маса та довжина шлунка по великій і малій кривизні, товщина стінки пілоричного відділу органу. Для вивчення стану стінки та стану оболонок стінки пілоричного відділу шлунка за допомогою світлової мікроскопії визначали товщину СО, глибину шлункових ямок СО, товщину підслизової основи, підслизово-слизовий індекс (ПСІ), товщину м'язової пластинки СО, товщину м'язової та серозної оболонок.

Стан ПЕЦ шлункових ямок одношарового епітелію СО пілоричного відділу визначали з використанням світлової мікроскопії за кількістю ПЕЦ в одній шлунковій ямці, за висотою одношарового епітелію шлункових ямок, за площею зрізу (S_зр) ПЕЦ, їх ядра і цитоплазми, за ЯЦІ, а також з використанням електронної мікроскопії за площею еухроматину (S_ехр) та гетерохроматину (S_гхр) в одному ядрі, індексом їх співвідношення (S_гхр/S_ехр), за площею секреторних гранул (S_сг) в 100 мкм² цитоплазми і за площею однієї секреторної гранули (S_1сг) цитоплазми. Функціональний стан пілоричного відділу шлунка оцінювали на підставі визначення за допомогою світової мікроскопії довжини пілоричних залоз, індексу їх маси (ІМПЗ), кількості аргірофільних, аргентафінних ендокриноцитів та G-ендокрино-цитів в 1 мм² пілоричних залоз, S_зр мукоцитів пілоричних залоз, їх ядра і цитоплазми, ЯЦІ мукоцитів, мітотичної активності клітин СО пілоричного відділу, площі нейтральних та кислих муцинів в 1 мм² S_зр СО, а також за допомогою визначення з використанням електронної мікроскопії S_ехр і S_гхр мукоцитів та індексу S_гхр/S_ехр, S_сг в 100 мкм² цитоплазми мукоцитів та S_1сг.

Для визначення протеолітичної активності шлункового соку щурів позбавляли їжі на 24 години зі збереженням вільного доступу до води. Надалі здійснювали оперативне втручання. Щурів фіксували на операційному столі таким чином, щоб передня черевна стінка була доступна для огляду і маніпуляцій. Оперативне втручання проводили під наркозом з інгаляційним використанням хлороформу. Розріз довжиною 3 см здійснювали від мечоподібного відростка вниз по серединній лінії. В операційну рану виводили пілоричну частину шлунка. В області пілоричного сфінктера за допомогою шовкової нитки (№ 5-6) накладали лігатуру. Після цього шлунок повертали в правильне анатомічне положення. Операційну рану ушивали. Після проведення оперативного втручання кожного щура розміщували в окремій клітці. Через 4 години після накладення лігатури щурів повторно вводили в наркоз. Знімали шви з передньої черевної стінки, накладали два затискачі для збереження шлункового вмісту (перший на рівні переходу стравоходу в шлунок, другий - на один міліметр проксимальніше раніше накладеної лігатури). Відокремлений фрагмент травної трубки на затискачах підносили до пробірки, в яку збирали шлунковий сік. На 1-шу, 30-ту і 60-ту добу за допомогою декапітації під хлороформовим наркозом виводили з експерименту по 6 щурів з 1-ї, 2-ї, 3-ї та 5-ї екс-периментальних груп. Маніпуляції проводили о 10⁰⁰ [87].

Протеолітичну активність шлункового соку визначали за методом Метта (Е.L.P. Mett), оцінюючи кількість перетравленого білку в суміші шлункового соку і розчину соляної кислоти [51].

Статистичну обробку отриманих результатів проводили з використанням програми Statistica-10. Для визначення достовірності відмінностей застосовували критерій U Манна-Уїтні. Відмінності вважали достовірними при p<0,05.

РОЗДІЛ 3. Характеристика морфофункціонального станУ ШЛУНКА У ЩУРІВ групи КОНТРОЛЮ